楊慧菊　蘭玉倩　王石華

摘要：低溫是限制植物生長和分布的主要逆境因子之一。植物遭受低溫脅迫時會迅速啟動相關(guān)基因，進行轉(zhuǎn)錄調(diào)控，合成相應(yīng)蛋白質(zhì)，進而控制代謝物的合成。為了抵御和適應(yīng)低溫環(huán)境，植物形成了復(fù)雜的調(diào)控網(wǎng)絡(luò)。隨著現(xiàn)代分子生物學(xué)迅速發(fā)展，組學(xué)已經(jīng)成為植物響應(yīng)逆境脅迫機理研究的重要方法，如基因組、轉(zhuǎn)錄組、蛋白質(zhì)組和代謝組。這些組學(xué)研究技術(shù)相結(jié)合，能夠為探究植物響應(yīng)低溫脅迫的基因調(diào)控網(wǎng)絡(luò)提供有力手段。本文綜述轉(zhuǎn)錄組、蛋白質(zhì)組與代謝組等組學(xué)技術(shù)用于分析植物應(yīng)答低溫脅迫的研究進展，以期為揭示植物耐寒機理及優(yōu)良耐寒植物的篩選與培育提供參考。

關(guān)鍵詞：低溫脅迫;轉(zhuǎn)錄組學(xué);蛋白質(zhì)組學(xué);代謝組學(xué)

中圖分類號：S184：Q945.78文獻標識號：A文章編號：1001-4942（2020）05-0142-07

Abstract Low temperature is one of the major stress factors affecting growth and distribution of plants. The expression of related gene would be activated rapidly for transcriptional regulation，and then the corresponding proteins could be synthesized to control metabolite synthesis when plants under low temperature stress. The plants have formed a complex regulatory network to resist and adapt to the low temperature environment. With the rapid development of molecular biology， omics， including genomics， transcriptomics， proteomics and metabolomics have become the frequently used approaches to study the response mechanisms to stress in plants. The combination of these omics could provide powerful tools for gene regulation network exploration of plants in response to low temperature stress. In this paper， we mainly summarized the methods and application of transcriptomics， proteomics and metabolomics under low temperature， which would be helpful for understanding mechanisms of plant cold tolerance.

Keywords Low temperature stress; Transcriptomics; Proteomics; Metabolomics

溫度是植物生長發(fā)育過程中的重要環(huán)境因子之一，只有在適宜溫度條件下植物體才能正常進行物質(zhì)運輸和能量交換。低溫不僅會限制植物生長發(fā)育，還會影響其種類分布;農(nóng)業(yè)生產(chǎn)中，低溫會嚴重影響農(nóng)作物的品質(zhì)和產(chǎn)量。近幾年，氣溫變化異常，極端天氣頻繁出現(xiàn)，低溫凍害也日趨嚴重。低溫已成為限制植物栽培和農(nóng)業(yè)生產(chǎn)較為嚴峻的問題之一[1，2]。通過了解植物響應(yīng)低溫脅迫的機制，挖掘抗寒基因，再應(yīng)用基因工程改良植物抗寒性，進而減少低溫對植物造成的損傷。

植物響應(yīng)低溫脅迫是一個復(fù)雜的生理過程，涉及到基因水平、轉(zhuǎn)錄水平、蛋白水平和代謝水平。隨著組學(xué)技術(shù)的迅速發(fā)展，包括轉(zhuǎn)錄組學(xué)、蛋白質(zhì)組學(xué)和代謝組學(xué)等，已被廣泛應(yīng)用到植物響應(yīng)逆境脅迫相關(guān)研究中，為抗逆基因鑒定及標志性代謝物的挖掘提供了有力手段。近幾年，綜合多組學(xué)數(shù)據(jù)系統(tǒng)全面地解析生物分子功能和調(diào)控機制已成為研究的熱點[3]。因此，本文對近年來植物響應(yīng)低溫脅迫的組學(xué)研究進展進行綜述，以期為植物應(yīng)答低溫脅迫研究的未來發(fā)展提供參考。

1 轉(zhuǎn)錄組學(xué)研究

轉(zhuǎn)錄組學(xué)（transcriptomics）是一門從 RNA 水平研究細胞中基因轉(zhuǎn)錄的情況及轉(zhuǎn)錄調(diào)控規(guī)律的學(xué)科，通過對某一特定生理條件下植物體內(nèi)全部轉(zhuǎn)錄本的 RNA 序列進行測序，揭示逆境脅迫下整個基因組水平的表達情況，是進行基因功能研究的一個重要手段。轉(zhuǎn)錄組學(xué)研究技術(shù)主要包括兩大類：基于雜交技術(shù)的cDNA芯片技術(shù)、寡聚核苷酸芯片技術(shù)和基于測序技術(shù)的表達序列標簽技術(shù)（EST）、基因表達系列分析技術(shù)（SAGE）、大規(guī)模平行測序技術(shù)（MPSS）、RNA測序技術(shù)（RNA-Seq）。其中基于雜交的芯片技術(shù)，對低豐度基因及無參考基因組植物的研究存在限制問題，且靈敏度較低。隨著高通量測序技術(shù)的快速發(fā)展，基于測序的RNA-Seq技術(shù)具有高通量、高靈敏度、高分辨率等特點，已被廣泛應(yīng)用于植物轉(zhuǎn)錄組學(xué)研究中[4，5]。

轉(zhuǎn)錄組水平的研究，是反映植物在某一特定生長發(fā)育階段或生理條件下細胞、組織或器官所有基因的表達情況，具有一定的動態(tài)性，能夠更加全面地揭示植物在低溫脅迫下基因的轉(zhuǎn)錄情況及調(diào)控關(guān)系。轉(zhuǎn)錄組學(xué)研究技術(shù)已應(yīng)用于多種植物響應(yīng)逆境脅迫的研究中，包括干旱、鹽、金屬、溫度等非生物脅迫和病原菌、病蟲害等生物脅迫[6]。目前，已利用基因芯片技術(shù)對擬南芥和水稻等模式植物在非生物脅迫下的基因表達情況進行了分析[7，8];運用RNA-Seq技術(shù)已在全基因組水平上對玉米苗期響應(yīng)鹽、干旱、高溫和低溫逆境的分子機制進行了研究，共鑒定到5 530個差異表達基因，它們主要與激素代謝、信號調(diào)節(jié)、轉(zhuǎn)錄因子、脂肪酸的生物合成以及脂質(zhì)信號轉(zhuǎn)導(dǎo)有關(guān)[9]。

近幾年，隨著高通量測序技術(shù)的快速發(fā)展，轉(zhuǎn)錄組學(xué)已被廣泛應(yīng)用到果樹、大田作物、林木、蔬菜等響應(yīng)低溫脅迫的相關(guān)研究中。如：利用高通量測序技術(shù)進行野生蕉低溫響應(yīng)的全轉(zhuǎn)錄組學(xué)分析，發(fā)現(xiàn)miR359、miR408、miR172等會特異響應(yīng)寒害和凍害脅迫，表明這些miRNAs很可能在野生蕉響應(yīng)低溫脅迫過程中起著重要作用;差異表達lncRNAs靶基因顯著富集于糖酵解、可變剪接體、碳代謝和生物素代謝途徑中[10]。對3℃低溫處理12 h的枇杷幼果進行轉(zhuǎn)錄組測序，發(fā)現(xiàn)枇杷響應(yīng)低溫脅迫過程中有多個參與調(diào)控油菜素甾醇生物合成和磷脂酸肌醇信號系統(tǒng)的差異基因上調(diào)表達，表明油菜素甾醇生物合成和磷脂酰肌醇信號系統(tǒng)在枇杷低溫抗性中發(fā)揮重要作用[11]?；瘕埞麑嵣缭?2℃脅迫下進行轉(zhuǎn)錄組測序，發(fā)現(xiàn)低溫誘導(dǎo)表達的基因多于低溫抑制的基因數(shù)目，且這些誘導(dǎo)表達的基因主要存在于光合作用通路和代謝通路中，表明低溫脅迫可能對火龍果的光合作用以及物質(zhì)代謝產(chǎn)生了較大影響[12]。

在農(nóng)作物響應(yīng)逆境脅迫的研究中，對低溫和常溫處理的兩個甘蔗品種進行轉(zhuǎn)錄組測序，發(fā)現(xiàn)兩個品種的共有差異表達基因顯著富集于逆境反應(yīng)、膜系統(tǒng)、光合作用;品種間的差異表現(xiàn)為，抗寒性較強的品種其葉綠體膜結(jié)構(gòu)相對穩(wěn)定、光合能力較高，其細胞膜穩(wěn)定性也有差異，因此兩個甘蔗品種的差異表達基因分別富集于不同的通路，即桂糖 08-1180在 DNA 整合、RNA 聚合酶、ADP 結(jié)合及代謝酶中富集較多，而ROC22顯著富集在有機化合物的合成、運輸和轉(zhuǎn)運蛋白活性[13]。孟玉等[14]也對4℃低溫脅迫不同時長后的蔗茅野生種進行差異基因表達譜分析，發(fā)現(xiàn)兩個不同處理時間下的樣本，差異表達基因共同富集于植物激素信號轉(zhuǎn)導(dǎo)、植物-病原體互作、光合作用、淀粉和蔗糖代謝以及苯丙烷生物合成等途徑中。利用 RNA-Seq 技術(shù)，對4℃低溫馴化28天和-5℃低溫處理24 h后的小麥幼苗莖基部基因表達進行分析，發(fā)現(xiàn)多個與轉(zhuǎn)錄因子、鈣信號轉(zhuǎn)導(dǎo)和冷誘導(dǎo)蛋白相關(guān)的共有差異基因，這些基因主要參與植物激素信號轉(zhuǎn)導(dǎo)、淀粉和糖代謝以及次級代謝物合成等途徑[15]。為了明確低溫應(yīng)答對水稻苗期生長發(fā)育的調(diào)節(jié)機制，對17℃低溫處理下的粳稻品種中花-11進行轉(zhuǎn)錄組測序，主要分析了光合作用通路和苯丙氨酸代謝通路中差異基因表達情況及新基因功能預(yù)測，發(fā)現(xiàn)低溫主要影響其光合作用、次生代謝的生物合成以及苯丙氨酸代謝;新基因預(yù)測中發(fā)現(xiàn)了2個轉(zhuǎn)錄因子WRKY115和WRKY117，表明水稻幼苗響應(yīng)低溫過程中發(fā)生了顯著變化[16]。將不同抗凍性的玉米自交系在-1℃培養(yǎng)箱中分別進行1、3 h和5 h的低溫處理，之后進行轉(zhuǎn)錄組測序，發(fā)現(xiàn)抗凍自交系和凍害敏感自交系中存在4 550個基因在4個不同處理中差異性表達，其中有360個基因在抗凍自交系中特異性表達;這些特異性表達的基因主要參與了低溫響應(yīng)、有機酸轉(zhuǎn)運等;此外，泛素連接酶復(fù)合體也顯著富集[17]。李萌[18]也對4℃低溫處理0、4、24 h的抗低溫自交系M54和不抗低溫自交系753F葉片進行了高通量轉(zhuǎn)錄組測序，發(fā)現(xiàn)M54和753F中各有3 970個和1 766個基因呈現(xiàn)差異表達;通過KEGG注釋，發(fā)現(xiàn)與抗低溫相關(guān)的苯丙烷途徑、苯丙氨酸代謝途徑、淀粉和糖代謝途徑、碳代謝途徑等通路在兩個自交系中均呈現(xiàn)差異表達基因富集，表明次生物質(zhì)代謝及碳水化物代謝在玉米抗低溫過程中發(fā)揮重要作用。利用數(shù)字基因表達譜技術(shù)，對-2℃低溫脅迫處理后的馬鈴薯進行差異基因表達譜分析，發(fā)現(xiàn)受低溫脅迫誘導(dǎo)差異表達的基因主要參與信號生物代謝、氧化還原、能量代謝、次生代謝等過程[19]。

近年來有關(guān)木本植物響應(yīng)低溫脅迫的轉(zhuǎn)錄組學(xué)研究也取得較快進展。Chen等[20]采用Solexa 測序技術(shù)完成了胡楊苗木響應(yīng)低溫的轉(zhuǎn)錄組測序，發(fā)現(xiàn)差異表達基因主要富集于轉(zhuǎn)錄因子和與ABA、鈣信號傳導(dǎo)相關(guān)的關(guān)鍵轉(zhuǎn)錄成分;對彎刺薔薇低溫馴化響應(yīng)的轉(zhuǎn)錄組進行測序，發(fā)現(xiàn)枝條中差異表達和差異上調(diào)表達基因均多于葉片，但其差異表達基因的KEGG 代謝通路均富集于植物激素信號傳導(dǎo)、淀粉和蔗糖代謝和植物病原菌互作上[21]。

此外，轉(zhuǎn)錄組學(xué)也廣泛運用于蔬菜作物響應(yīng)低溫的研究中。對4℃低溫脅迫0、2、6、12 h和24 h的甘藍型油菜葉片進行轉(zhuǎn)錄組分析，發(fā)現(xiàn)大量與生物調(diào)控、免疫過程、代謝過程和應(yīng)激響應(yīng)等相關(guān)的差異功能基因，這些基因多數(shù)顯著富集在植物晝夜節(jié)律、植物-病原菌互作、植物激素信號轉(zhuǎn)導(dǎo)及次生代謝物生物合成等通路中[22]。利用TOM2芯片分析了4℃低溫脅迫3 d的抗/感番茄幼苗基因表達差異，發(fā)現(xiàn)與光合作用相關(guān)的基因在抗感材料中均被抑制，且茉莉酸生物合成、油菜素內(nèi)酯代謝過程、苯丙素生物合成、淀粉降解等代謝途徑在抗感材料間均發(fā)生顯著變化[23]。采用RNA-Seq技術(shù)對獨行菜低溫萌發(fā)停滯前后的種子進行轉(zhuǎn)錄組分析，共獲得2 108個差異表達基因，它們主要富集在轉(zhuǎn)錄調(diào)控、核糖代謝、萜類化合物合成和植物激素信號轉(zhuǎn)導(dǎo)等過程[24]。

由于植物對低溫的耐受性不同、低溫脅迫程度不同，植物體會表現(xiàn)出不同的響應(yīng)。通過對低溫下植物轉(zhuǎn)錄水平進行分析，能夠得到許多植物響應(yīng)低溫脅迫相關(guān)的差異表達基因。通過對這些差異基因進行注釋和功能分類，發(fā)現(xiàn)它們主要參與一些信號轉(zhuǎn)導(dǎo)、光合作用、物質(zhì)合成和代謝途徑。這些差異基因的表達模式，為抗寒性基因功能研究提供了許多候選基因，也為進一步研究植物抗寒性分子機制以及抗寒品種選育奠定基礎(chǔ)。

2 蛋白質(zhì)組學(xué)研究

蛋白質(zhì)是構(gòu)成細胞的基本物質(zhì)，是生命活動的主要承擔者。蛋白質(zhì)組（proteome）是指由一個細胞或一個組織的基因組所表達的全套蛋白質(zhì)。蛋白質(zhì)組學(xué)（proteomics）是以蛋白質(zhì)組為研究對象，研究細胞、組織或生物體蛋白質(zhì)組成及其變化規(guī)律的科學(xué)，包括對蛋白質(zhì)表達模式的研究和蛋白質(zhì)組功能模式的研究，主要涉及蛋白質(zhì)的分離、鑒定和生物信息學(xué)分析等技術(shù)。蛋白質(zhì)分離技術(shù)主要包括雙向凝膠電泳（two-dimensional gelelectrophoresis，2-DE）、高效液相色譜（high performance liquid chromatography，HPLC）和毛細管電泳技術(shù)（capillary electrophoresis，CE）;蛋白質(zhì)組學(xué)鑒定主要有質(zhì)譜技術(shù)（mass-spectrometric technique）和多維蛋白質(zhì)鑒定技術(shù)（multidimensional protein identification technology，MudPIT）;蛋白質(zhì)生物信息學(xué)分析主要有免疫共沉淀（co-immunoprecipitation）、酵母雙雜交（yeast two-hybrid）、蛋白質(zhì)芯片（protein chip）、同位素標記相對和絕對定量技術(shù)（isobaric tags for relative and absolute quantitation，iTRAQ）以及非標記定量（label-free）等。分離鑒定得到的蛋白質(zhì)通過數(shù)據(jù)庫比對和生物信息學(xué)分析進行蛋白質(zhì)結(jié)構(gòu)和功能預(yù)測，目前常見的蛋白質(zhì)數(shù)據(jù)庫有Swiss-PROT、SMART、PDB、HSSP、EMBL、CITH、NCBI等[25]。用蛋白質(zhì)組學(xué)研究方法，可以分析植物生長發(fā)育中不同階段、不同組織在特異條件下的蛋白質(zhì)結(jié)構(gòu)和蛋白表達模式，篩選出差異表達的蛋白，進行功能驗證，已廣泛應(yīng)用于植物響應(yīng)逆境脅迫機制的研究中[26]。如應(yīng)用蛋白組學(xué)技術(shù)分析水稻、油菜、大豆、菠菜、棉花等在干旱、高溫、低溫、鹽、重金屬等非生物脅迫和病蟲害等生物脅迫下的差異蛋白表達模式，為揭示其逆境應(yīng)答機制奠定了基礎(chǔ)，也為抗逆品種的培育和遺傳改良提供了重要理論依據(jù)[27-31]。

低溫脅迫會誘導(dǎo)植物體內(nèi)大量基因的表達，產(chǎn)生冷脅迫響應(yīng)蛋白，探究低溫環(huán)境下的蛋白表達譜，能動態(tài)性地反映植物細胞和組織在特定條件下所處狀態(tài)。在植物響應(yīng)低溫蛋白質(zhì)組學(xué)研究中，分析較多的有擬南芥、鹽芥、水稻、小麥、玉米等。如：運用雙向熒光差異凝膠電泳和串聯(lián)質(zhì)譜技術(shù)分析低溫脅迫下擬南芥亞細胞結(jié)構(gòu)蛋白質(zhì)組早期變化時，發(fā)現(xiàn)差異蛋白主要參與淀粉降解、三羧酸循環(huán)和蔗糖代謝途徑[32];Gao 等[33]運用質(zhì)譜技術(shù)對不同時長（6 h及2、5、24 d）低溫脅迫后的鹽芥進行蛋白質(zhì)差異表達分析，表明低溫脅迫蛋白主要參與光合作用、RNA 新陳代謝、能量代謝和細胞之間的信號傳導(dǎo)等，且隨著低溫脅迫時間的延長，差異蛋白表達越多。利用高通量蛋白質(zhì)組學(xué)技術(shù)，分析水稻葉片響應(yīng)不同程度低溫的蛋白質(zhì)組動態(tài)變化特征，共在水稻葉片中鑒定到504種低溫響應(yīng)蛋白質(zhì)，其中特異表達蛋白主要涉及光合作用中的葉綠素a/b結(jié)合蛋白、光系統(tǒng)Ⅱ作用中心P680葉綠素a載脂蛋白、放氧復(fù)合體蛋白、糖酵解中的相關(guān)酶、氧化平衡系統(tǒng)中的超氧化物歧化酶、抗壞血酸過氧化物酶、過氧化氫酶、過氧化物酶以及低溫信號轉(zhuǎn)導(dǎo)過程中的小G蛋白、鈣網(wǎng)蛋白（CRT）、14-3-3蛋白等，這些特異表達蛋白為深入研究水稻低溫應(yīng)答的分子機理提供了重要證據(jù)[34-36]。小麥多屬于耐寒性作物，但長時間零下低溫也會對其生長造成損傷。Han等[37]對-5℃低溫脅迫1 d和 3 d的小麥葉片進行蛋白質(zhì)組學(xué)分析，發(fā)現(xiàn)抗壞血酸過氧化物酶、超氧化物歧化酶和LEA 等與脅迫應(yīng)激/防御相關(guān)的蛋白，在小麥適應(yīng)低溫脅迫過程中特異性表達;霍望[38]也采用2-DE及質(zhì)譜技術(shù)對耐寒型和低溫敏感型小麥-5℃低溫脅迫72 h后進行全蛋白分析，發(fā)現(xiàn)抗壞血酸過氧化物酶、半胱氨酸蛋白酶、二磷酸核酮糖羧化酶、磷酸核酮糖激酶等分別參與了低溫脅迫下的氧化應(yīng)激反應(yīng)、蛋白質(zhì)代謝、光合作用及信號轉(zhuǎn)導(dǎo)過程，在小麥響應(yīng)低溫逆境中發(fā)揮了重要作用。利用iTRAQ定量蛋白質(zhì)組學(xué)方法研究低溫脅迫前后玉米葉片蛋白質(zhì)表達情況，共鑒定到173個差異豐度蛋白，功能性分析發(fā)現(xiàn)這些蛋白主要在緩解光損傷、通過糖酵解產(chǎn)生更多能量、提高清除ROS的能力以及轉(zhuǎn)錄后調(diào)節(jié)和翻譯后修飾等過程中發(fā)揮作用[39]。

蛋白質(zhì)組學(xué)技術(shù)除了應(yīng)用于研究不同低溫敏感植物組織和器官對低溫逆境的響應(yīng)，在低溫貯藏研究中也應(yīng)用較多。Yun等[40]研究4℃下不同貯藏期的柑橘時發(fā)現(xiàn)，有56個差異蛋白主要參與糖代謝和氨基酸代謝。Yang等[41]運用穩(wěn)定同位素代謝標記技術(shù)、反向液相色譜技術(shù)和質(zhì)譜技術(shù)，對5℃低溫下貯藏5個月的馬鈴薯進行蛋白質(zhì)組分析，共檢測到4 463個蛋白點，其中46個差異蛋白點主要與控制淀粉糖的轉(zhuǎn)化相關(guān)。

植物耐寒性受多基因網(wǎng)絡(luò)共同調(diào)控，生長過程中各種信號傳導(dǎo)及代謝網(wǎng)絡(luò)相互交錯關(guān)聯(lián)。采用多種蛋白質(zhì)組學(xué)分析技術(shù)相結(jié)合方法，獲得低溫脅迫下植物特異蛋白變化及蛋白互作數(shù)據(jù)，可為揭示植物低溫脅迫下蛋白質(zhì)組整體耐寒機制提供依據(jù)。

3 代謝組學(xué)研究

代謝組學(xué)（metabolomics 或 metabonomics）是指對限定條件下的特定生物體或細胞中全部低分子（相對分子質(zhì)量小于1 000）代謝產(chǎn)物進行定性和定量分析，是繼基因組學(xué)、轉(zhuǎn)錄組學(xué)和蛋白質(zhì)組學(xué)之后新興的一門交叉學(xué)科[42]。植物代謝組學(xué)主要研究不同物種、不同基因類型或生態(tài)類型的植物在特定生長條件下所有小分子代謝產(chǎn)物在種類、數(shù)量上的變化規(guī)律[43]。代謝產(chǎn)物是基因轉(zhuǎn)錄與蛋白修飾的最終產(chǎn)物，通過分析逆境條件下植物體代謝產(chǎn)物的變化，進而發(fā)現(xiàn)一些未知基因或蛋白的功能，為揭示植物逆境響應(yīng)機制提供更多依據(jù)。植物代謝產(chǎn)物大體分為初生代謝物和次生代謝物兩大類，與響應(yīng)逆境相關(guān)的大多數(shù)為次生代謝物[44]，因此，代謝組學(xué)方法運用于研究植物響應(yīng)逆境機制越來越受到研究者的青睞。

由于代謝組學(xué)分析對象的物理化學(xué)性質(zhì)差異很大，植物體內(nèi)代謝產(chǎn)物種類繁多，且理化性質(zhì)不同，單一檢測方法不能檢測出所有代謝物，因此，代謝組學(xué)研究中常采用多種分離、檢測方法相結(jié)合方法，以獲得較為全面的代謝物組分。代謝組學(xué)常用的分析技術(shù)主要有：氣相色譜（GC）、液相色譜（LC）、質(zhì)譜（MS）、核磁共振（NMR）、傅里葉變換紅外光譜（FTIR）。實際研究中一般采用聯(lián)用技術(shù)：氣相色譜和質(zhì)譜聯(lián)用技術(shù)（GC-MS）、液相色譜和質(zhì)譜聯(lián)用技術(shù)（LC-MS）和高效液相色譜和核磁聯(lián)用技術(shù)（HPLC-NMR）等，目前色譜-質(zhì)譜聯(lián)用技術(shù)和核磁共振技術(shù)應(yīng)用較為廣泛。

代謝產(chǎn)物是生物體在不同生理生態(tài)條件下代謝水平的體現(xiàn)，植物處于高溫、低溫、干旱、鹽、病原菌以及重金屬等脅迫下都會在分子、細胞以及生理水平上進行調(diào)節(jié)，產(chǎn)生大量代謝物。在擬南芥低溫脅迫研究中，Cook等[45]采用GC-TOF-MS 聯(lián)合技術(shù)對低溫下不同抗寒性擬南芥進行了代謝組分析，共檢測出434種代謝產(chǎn)物，其中325種代謝物在響應(yīng)低溫過程中增加;Kaplan等[46]也通過GC-MS技術(shù)對低溫脅迫下的擬南芥進行代謝組分析，發(fā)現(xiàn)在響應(yīng)低溫過程中植株體內(nèi)的天冬氨酸、鳥氨酸、精氨酸含量增加。巴爾干苣苔是一種抗性很強的物種，為揭示其低溫響應(yīng)過程中的代謝組分變化，Benina等[47]利用 GC-MS 技術(shù)分別對4℃低溫處理下的巴爾干苣苔、鹽芥和擬南芥代謝水平進行了對比分析。其結(jié)果表明低溫下巴爾干苣苔所產(chǎn)生的代謝物種類最多，主要是糖類、檸檬酸鹽、甘油;擬南芥中腐胺和延胡索酸鹽等有機酸較多;鹽芥中則氨基酸類物質(zhì)較多，三個物種在代謝水平上對低溫作出了不同的響應(yīng)。利用廣泛靶向代謝組學(xué)技術(shù)對4℃低溫馴化和-5℃冷凍處理的小麥幼苗進行代謝譜分析，發(fā)現(xiàn)4℃低溫馴化后共有86個代謝物上調(diào)、137個下調(diào)，這些代謝物主要包括糖類、黃酮類、有機酸和植物激素等，它們主要參與精氨酸和脯氨酸代謝、半乳糖代謝以及植物次級代謝物合成等代謝通路;-5℃冷凍處理后，共檢測到8個差異代謝物，主要包括脫落酸、茉莉酸-異亮氨酸等[48]。為探究不同品種玉蘭低溫脅迫下的代謝表型差異，采用GC-MS 技術(shù)對紅花玉蘭和白玉蘭莖尖進行代謝組分析，發(fā)現(xiàn)4℃低溫脅迫下紅花玉蘭主要積累氨基酸類和糖類代謝物，白玉蘭僅積累氨基酸類代謝物[49]。Morsy等[50]采用HPLC技術(shù)對抗寒性不同的兩個水稻品種進行低溫脅迫下的代謝組學(xué)研究，發(fā)現(xiàn)它們在低溫脅迫下可溶性糖類積累差異較大，且抗寒性較強的品種半乳糖和棉子糖積累增加，而低溫敏感型水稻則積累減少。

植物在低溫下會積累許多代謝產(chǎn)物，在代謝水平上響應(yīng)溫度脅迫。目前發(fā)現(xiàn)與植物響應(yīng)低溫相關(guān)的代謝物主要有糖類、氨基酸、有機酸、硫代謝物和三羧酸循環(huán)中間代謝物，對這些代謝產(chǎn)物進行功能分類和鑒定，進而確定其在植物低溫脅迫下的代謝調(diào)控規(guī)律，即可從代謝水平上對低溫應(yīng)答機制進行分析。

4 展望

植物在低溫條件下會在基因、蛋白、代謝物等不同層次作出響應(yīng)，產(chǎn)生相應(yīng)的差異表達基因、差異表達蛋白和特異性代謝產(chǎn)物。低溫脅迫條件下，植物感受低溫刺激后首先進行轉(zhuǎn)錄調(diào)控，啟動與低溫脅迫相關(guān)基因，合成應(yīng)激蛋白，進而控制相關(guān)代謝物的合成。轉(zhuǎn)錄組學(xué)、蛋白質(zhì)組學(xué)和代謝組學(xué)分別從RNA水平、蛋白質(zhì)水平和代謝物水平揭示低溫脅迫下植物在不同層次發(fā)生的變化，有助于挖掘與低溫相關(guān)的新基因、新蛋白以及特異性代謝產(chǎn)物等，通過對這些基因、蛋白質(zhì)和代謝物進行功能分析和鑒定，來為植物抗寒性基因工程和抗寒性植物品種的培育奠定理論基礎(chǔ)。

當前對于植物低溫脅迫響應(yīng)機制的研究主要集中于單一組學(xué)或兩個組學(xué)聯(lián)合分析，只能在單一水平上反映低溫調(diào)控網(wǎng)絡(luò)。如轉(zhuǎn)錄組學(xué)是從RNA 水平上研究低溫下轉(zhuǎn)錄基因的表達調(diào)控規(guī)律，蛋白質(zhì)組學(xué)是研究轉(zhuǎn)錄后翻譯得到的蛋白質(zhì)變化規(guī)律，而代謝組學(xué)研究的是植物響應(yīng)低溫最終的體現(xiàn)形式，即代謝產(chǎn)物，三個“組學(xué)”技術(shù)從不同層次揭示植物低溫脅迫下的響應(yīng)機制。植物低溫脅迫響應(yīng)機制研究中，大多數(shù)采用一種“組學(xué)”或兩種“組學(xué)”進行關(guān)聯(lián)分析。然而低溫條件下植物體內(nèi)的基因調(diào)控網(wǎng)絡(luò)和代謝途徑是錯綜復(fù)雜的，單一“組學(xué)”的研究難以全面揭示植物在低溫脅迫下的整個基因調(diào)控網(wǎng)絡(luò)，因此今后的相關(guān)研究中，需要將基因組、轉(zhuǎn)錄組、蛋白質(zhì)組以及代謝組等關(guān)聯(lián)起來，結(jié)合差異基因功能分析、差異蛋白生物信息分析、差異代謝物生物信息分析和分子互作等，系統(tǒng)全面地解析植物低溫脅迫響應(yīng)機制。

植物對低溫的抗性和適應(yīng)性是植物器官、組織、細胞及亞細胞等多方面共同作用的結(jié)果，且同種植物的不同品種對相同條件的低溫脅迫都可能存在不同的抗性調(diào)節(jié)機制。在今后的相關(guān)研究中，還需要對植物的不同器官或組織，采用多個“組學(xué)”相結(jié)合的方法進行深入探究，加強對低溫條件下一些重要調(diào)控途徑、特異功能蛋白和關(guān)鍵基因的挖掘，將有助于深入了解植物的抗寒機制，也可為進一步培育植物抗寒新品種提供更廣泛的基因資源。

參 考 文 獻：

[1] 許英，陳建華，朱愛國，等. 低溫脅迫下植物響應(yīng)機理的研究進展[J]. 中國麻業(yè)科學(xué)， 2015，37（1）：40-49.

[2] 劉次桃，王威，毛畢剛，等. 水稻耐低溫逆境研究：分子生理機制及育種展望[J]. 遺傳，2018，40（3）：171-185.

[3] 熊強強，魏雪嬌，施翔，等. 多層組學(xué)在植物逆境及育種中的研究進展[J]. 江西農(nóng)業(yè)大學(xué)學(xué)報，2018，40（6）：1197-1206.

[4] 李煥勇，楊秀艷，唐曉倩，等. 植物響應(yīng)鹽脅迫組學(xué)研究進展[J]. 西北植物學(xué)報， 2016，36（12）：2548-2557.

[5] Kogenaru S，Qing Y，Guo Y P，et al. RNA-seq and microarray complement each other in transcriptome profiling[J]. BMC Genomics，2012，13（1）：629-645.

[6] 張純，唐承晨，王吉永，等. 轉(zhuǎn)錄組學(xué)在植物應(yīng)答逆境脅迫中的研究進展[J]. 生物學(xué)雜志，2017，34（2）：86-90.

[7] Motoaki S，Mari N，Junko I，et al. Monitoring the expression profiles of 7000 Arabidopsis genes under drought，cold and high-salinity stresses using a full-length cDNA microarray[J]. The Plant Journal，2002，31（3）： 279-292.

[8] Winter D R，Vinegar B，Nahal H，et al. An “electronic fluorescent pictograph” browser for exploring and analyzing large-scale biological data sets[J]. PLoS ONE，2007，2（8）：e718.

[9] Li P C，Cao W，F(xiàn)ang H M，et al. Transcriptomic profiling of the maize （Zea mays L.） leaf response to abiotic stresses at the seedling stage[J]. Frontiers in Plant Science，2017，8：290.

[10]Lin Y L，Min J M，Lai R L，et al. Genome-wide sequencing of longan （Dimocarpus longan Lour.） provides insights into molecular basis of its polyphenol-rich characteristics[J]. GigaScience，2017，6（5）：1-14.

[11]楊偉，龔榮高，石佳佳，等. 低溫脅迫下枇杷幼果轉(zhuǎn)錄組的De novo組裝和功能注釋[J]. 西北農(nóng)林科技大學(xué)學(xué)報（自然科學(xué)版），2014，42（8）：138-146.

[12]陸涵. 低溫脅迫下火龍果生理響應(yīng)特征及轉(zhuǎn)錄組差異基因分析[D]. 雅安：四川農(nóng)業(yè)大學(xué)，2017.

[13]唐仕云，楊麗濤，李楊瑞. 低溫脅迫下不同甘蔗品種的轉(zhuǎn)錄組比較分析[J]. 生物技術(shù)通報，2018，34（12）：116-124.

[14]孟玉，陳疏影，徐榮，等. 蔗茅野生種響應(yīng)低溫脅迫的數(shù)字基因表達譜[J]. 分子植物育種，2018，16（12）：3877-3886.

[15]Zhou M，Zhao Y，Yang X F，et al. Mapping ?freezing ?tolerance ?quantitative ?trait ?loci ?in ?bread ?wheat （Triticum aestivum） using a doubled haploid population[J]. International Journal of Agriculture and Biology，2018，20： 2371-2377.

[16]朱琳，袁夢，高紅秀，等. 水稻苗期低溫應(yīng)答轉(zhuǎn)錄組分析[J]. 華北農(nóng)學(xué)報，2018， 33（5）：40-51.

[17]Li Z，Hu G H，Liu X F，et al. Transcriptome sequencing identified genes and gene ontologies associated with early freezing tolerance in maize[J]. Frontiers in Plant Science，2016，7：1477.

[18]李萌. 玉米低溫響應(yīng)轉(zhuǎn)錄組及相關(guān)基因功能分析[D]. 泰安：山東農(nóng)業(yè)大學(xué)，2018.

[19]楊慧菊，郭華春. 低溫脅迫下馬鈴薯的數(shù)字基因表達譜分析[J]. 作物學(xué)報，2017， 43（3）：454-463.

[20]Chen J H，Tian Q Q，Pang T，et al. Deep-sequencing transcriptome analysis of low temperature perception in a desert tree，Populus euphratica[J]. BMC Genomics，2014，15（1）：326.

[21]劉強. 彎刺薔薇抗寒性生理機制及轉(zhuǎn)錄組測序分析[D]. 北京：中國農(nóng)業(yè)科學(xué)院， 2017.

[22]Du C F，Hu K N，Xian S S，et al. Dynamic transcriptome analysis reveals AP2/ERF transcription factors responsible for cold stress in rapeseed （Brassica napus L.）[J]. Molecular Genetics and Genomics，2016，291（3）： 1053-1067.

[23]Liu H，Ouyang B，Zhang J H，et al. Differential modulation of photosynthesis，signaling and transcriptional regulation between tolerant and sensitive tomato genotypes under cold stress[J]. PLoS ONE，2012，7（11）： e50785.

[24]周茜. 獨行菜種子轉(zhuǎn)錄組及低溫萌發(fā)表達譜分析[D]. 烏魯木齊：新疆師范大學(xué)， 2016.

[25]Baginsky S. Plant proteomics：concepts，applications，and novel strategies for data interpretation[J]. Mass Spectrometry Reviews，2009，28（1）：93-120.

[26]Ghosh D，Xu J. Abiotic stress responses in plant roots：a proteomics perspective[J]. Frontiers in Plant Science，2014，5：1-13.

[27]羅光宇，肖敏敏，劉愛玲，等. 蛋白質(zhì)組學(xué)在水稻作物非生物脅迫研究中的應(yīng)用[J]. 分子植物育種，2018，16（2）：423-426.

[28]肖振，趙琪，張川芳，等. 蛋白質(zhì)組學(xué)研究揭示的甘藍型油菜非生物脅迫應(yīng)答機制[J]. 植物科學(xué)學(xué)報，2016，34（6）：949-961.

[29]Mustafa G，Komatsu S. Quantitative proteomics reveals the effect of protein glycosylation in soybean root under flooding stress[J]. Frontiers in Plant Science，2014，5：627.

[30]張川芳，趙琪，肖振，等. 菠菜發(fā)育與逆境應(yīng)答蛋白質(zhì)組學(xué)研究進展[J]. 園藝學(xué)報， 2016，43（9）：1752-1764.

[31]吳巧娟，徐劍義，劉劍光，等. 棉花應(yīng)答逆境脅迫的蛋白質(zhì)組學(xué)研究進展[J]. 江蘇農(nóng)業(yè)科學(xué)，2016，44（12）：22-24.

[32]Li T，Xu S L，Oses-Prieto J A，et al. Proteomics analysis reveals post-translational mechanisms for cold-induced metabolic changes in Arabidopsis[J]. Molecular Plant，2011，4（2）：361-374.

[33]Gao F，Zhou Y J，Zhu W P，et al. Proteomic analysis of cold stress-responsive proteins in Thellungiella rosette leaves[J]. Planta，2009， 230（5）：1033-1046.

[34]高田祥，喻娟娟，孫曉梅，等. 水稻葉片低溫應(yīng)答蛋白質(zhì)組學(xué)研究進展[J]. 上海師范大學(xué)學(xué)報（自然科學(xué)版），2017，46（5）：707-712.

[35]Neilson K A，Mariani M，Haynes P A. Quantitative proteomic analysis of cold-responsive proteins in rice[J]. Proteomics，2011，11（9）：1696-1706.

[36]Yan S P，Zhang Q Y，Tang Z C，et al. Comparative proteomic analysis provides new insights into chilling stress responses in rice[J]. Molecular & Cellular Proteomics，2006，5（3）： 484-496.

[37]Han Q X，Kang G Z，Guo T C. Proteomic analysis of spring freeze-stress responsive proteins in leaves of bread wheat（Triticum aestivum L.）[J]. Plant Physiology and Biochemistry，2013，63：236-244.

[38]霍望. 低溫脅迫下小麥葉片的蛋白質(zhì)組差異研究[D]. 鄭州：河南農(nóng)業(yè)大學(xué)，2017.

[39]Wang X Y，Shan X H，Wu Y，et al. iTRAQ-based quantitative proteomic analysis reveals new metabolic pathways responding to chilling stress in maize seedlings[J]. Journal of Proteomics，2016，146：14-24.

[40]Yun Z，Li W Y，Pan Z Y，et al. Comparative proteomics analysis of differentially accumulated proteins in juice sacs of ponkan （Citrus reticulata） fruit during postharvest cold storage[J]. Postharvest Biology and Technology，2010，56（3）：189-201.

[41]Yang Y，Qiang X，Owsiany K，et al. Evaluation of different multidimensional LC-MS/MS pipelines for isobaric tags for relative and absolute quantitation （iTRAQ）-based proteomic analysis of potato tubers in response to cold storage[J]. Journal of Proteome Research，2011，10（10）：4647-4660.

[42]Fiehn O，Kopka J，Drmann P，et al. Metabolite profiling for plant functional genomics[J]. Nature Biotechnology，2000，18（11）：1157-1161.

[43]Rouphael Y，Colla G，Bernardo L，et al. Zinc excess triggered polyamines accumulation in lettuce root metabolome，as compared to osmotic stress under high salinity[J]. Frontiers in Plant Science，2016，7：842.

[44]劉賢青，羅杰. 植物代謝組學(xué)技術(shù)研究進展[J]. 科技導(dǎo)報，2015，33（16）：33-38.

[45]Cook D，F(xiàn)owler S，F(xiàn)iehn O，et al.From the cover：a prominent role for the CBF cold response pathway in configuring the low-temperature metabolome of Arabidopsis[J]. Proceedings of the National Academy of Sciences，2004， 101（42）：15243-15248.

[46]Kaplan F，Kopka J，Haskell D W，et al. Exploring the temperature-stress metabolome of Arabidopsis[J]. Plant Physiology，2004，136（4）：4159-4168.

[47]Benina M，Obata T，Mehterov N，et al. Comparative metabolic profiling of Haberlea rhodopensis，Thellungiellahalophyla，and Arabidopsis thaliana exposed to low temperature[J]. Frontiers in Plant Science，2013，4：499.

[48]Zhou M，Zhao Y，Yang X F，et al. Mapping freezing tolerance quantitative trait loci in bread wheat（Triticum aestivum）using a doubled haploid population[J]. International Journal of Agriculture & Biology，2018，20（11）： 2371-2377.

[49]段二龍，馬履一，楊楊，等. 紅花玉蘭和白玉蘭冷應(yīng)激代謝組學(xué)分析[J]. 分子植物育種，2019，17（6）：1771-1779.

[50]Morsy M R，Jouve L，Hausman Jean-Fronc，ois，et al. Alteration of oxidative and carbohydrate metabolism under abiotic stress in two rice（Oryza sativa L.） genotypes contrasting in chilling tolerance[J]. Journal of Plant Physiology， 2007，164（2）：157-167.