高小博,張辰#,鄭盼盼,駱海燕,馬旭,陸彩玲*
(1.國家衛(wèi)生計生委科學(xué)技術(shù)研究所遺傳優(yōu)生中心,北京 100081;2. 北京協(xié)和醫(yī)學(xué)院研究生院,北京 100005)
砷是環(huán)境中普遍存在的一種類金屬元素,其在環(huán)境中以有機(jī)砷化合物和無機(jī)砷化合物的形式存在,無機(jī)砷化合物主要以三價砷和五價砷化合物為主[1]。亞砷酸鈉暴露嚴(yán)重影響胚胎神經(jīng)、心血管等多個系統(tǒng)的正常發(fā)育,從而導(dǎo)致胚胎發(fā)育遲緩甚至出現(xiàn)畸形[2-3]。有研究認(rèn)為氧化應(yīng)激是亞砷酸鈉誘導(dǎo)的胚胎以及細(xì)胞毒性的可能機(jī)制之一,亞砷酸鈉通過降低過氧化氫酶的活性,增加超氧化物歧化酶活性,打破細(xì)胞內(nèi)的氧化還原平衡,從而使得細(xì)胞內(nèi)活性氧(ROS)水平升高[4]。
p66Shc是調(diào)控細(xì)胞氧化應(yīng)激的關(guān)鍵蛋白,對線粒體ROS代謝起重要的調(diào)控作用[5]。我們實驗室前期報道顯示小鼠胚胎經(jīng)亞砷酸鈉處理后,卵裂受到明顯的抑制,滯留在2-細(xì)胞期的胚胎比例升高,而發(fā)育至囊胚期的胚胎數(shù)量明顯降低,進(jìn)一步研究發(fā)現(xiàn)亞砷酸鈉通過擾亂p66Shc相關(guān)的氧化還原平衡狀態(tài),使谷胱甘肽(GSH)水平降低,ROS水平升高,引起胚胎毒性[6]。原核注射p66Shc siRNA降低胚胎ROS水平,促進(jìn)胚胎從2-細(xì)胞期向桑葚期的發(fā)育過程,從而緩解亞砷酸鈉引起的小鼠胚胎育異常[7]。亞砷酸鈉暴露導(dǎo)致斑馬魚胚胎神經(jīng)發(fā)育遲緩、心臟環(huán)化異常、心包水腫、軀干彎曲以及尾部發(fā)育異常,而抗氧化劑葉酸能夠緩解亞砷酸鈉引起的發(fā)育異常,進(jìn)一步的體外實驗結(jié)果表明葉酸通過抑制p66Shc的表達(dá),降低細(xì)胞ROS水平,從而拮抗亞砷酸鈉引起的生長發(fā)育相關(guān)基因表達(dá)的下調(diào)[8-9]。朱海英等[10]在研究中發(fā)現(xiàn)亞砷酸鈉刺激引起心肌細(xì)胞ROS水平升高,p66Shc表達(dá)上調(diào),第36位絲氨酸磷酸化水平升高。以上研究表明p66Shc在亞砷酸鈉誘導(dǎo)的氧化應(yīng)激機(jī)制中發(fā)揮重要的作用。然而,亞砷酸鈉引起胚胎p66Shc表達(dá)上調(diào)的分子機(jī)制尚不明確。
Sirtuin 1(Sirt1)是一種高度保守的煙酰胺腺嘌呤二核苷酸(NAD+)依賴的Ⅲ型組蛋白去乙?;?。Sirt1在體內(nèi)能夠參與衰老、免疫、發(fā)育、代謝等多種重要的生理活動。一些研究表明Sirt1對小鼠胚胎滋養(yǎng)細(xì)胞的正常分化、胚胎干細(xì)胞干性的維持以及心臟發(fā)育過程中心肌細(xì)胞的雙核化有重要的調(diào)控作用[11-13]。Kumar等[14]研究發(fā)現(xiàn)Sirt1通過調(diào)控p66Shc的賴氨酸乙?;閷?dǎo)了糖尿病誘導(dǎo)的血管氧化應(yīng)激和內(nèi)皮功能障礙。Zhou等[15]報道顯示在高糖暴露的人臍靜脈內(nèi)皮細(xì)胞中Sirt1通過與p66Shc啟動子區(qū)域相結(jié)合,引起與p66Shc啟動子區(qū)域結(jié)合的組蛋白H3的乙?;潭冉档停瑥亩?fù)調(diào)控p66Shc的表達(dá)。由此可見Sirt1在氧化應(yīng)激引起的組織細(xì)胞損傷過程中發(fā)揮重要的作用,但是在亞砷酸鈉誘導(dǎo)的氧化應(yīng)激機(jī)制中,Sirt1發(fā)揮的作用以及與p66Shc之間的表達(dá)調(diào)控關(guān)系未見報道,因此本研究以Sirt1為切入點,探究了亞砷酸鈉對胚胎p66Shc表達(dá)調(diào)控的分子作用機(jī)制。
HEK293ET細(xì)胞屬于人胚胎腎上皮細(xì)胞系,購自北京協(xié)和醫(yī)學(xué)院細(xì)胞中心。培養(yǎng)在37℃、5%CO2的飽和濕度條件下,用含10%胎牛血清的高糖DMEM培養(yǎng)基(Hyclone,美國)培養(yǎng)。待細(xì)胞生長至90%左右時,用濃度為0.25%的胰蛋白酶消化細(xì)胞,1/3傳代繼續(xù)培養(yǎng);2/3接種于細(xì)胞培養(yǎng)板內(nèi)待細(xì)胞生長至對數(shù)生長期時進(jìn)行實驗。
1. 藥物及試劑的配制:亞砷酸鈉用滅菌水將其配成1 mol/L的貯存液,貯存于-80℃冰箱,分裝備用。實驗時利用培養(yǎng)基將其稀釋成5 μmol/L的使用濃度。根據(jù)Silencer select Pre-designed siRNA說明書操作步驟,向包含siRNA粉末的管中加入50 μl無RNA酶水,配制成終濃度為50 μmol/L siRNA儲備液,分裝后-80℃保存,轉(zhuǎn)染時利用Opti-MEM培養(yǎng)基稀釋至100 nmol/L的工作濃度。
2. siRNA轉(zhuǎn)染細(xì)胞:Sirt1-siRNA和對照siRNA均購自于美國Invitrogen公司,Sirt1 siRNA轉(zhuǎn)染設(shè)為實驗組,對照siRNA轉(zhuǎn)染為對照組。其中Sirt1-siRNA序列為:sense:5′-CCCUGUAAAGCUUUCAGAA(dTdT)-3′;antisense:5′-UUCUGAAAGCUUUACAGGG(dTdT)-3′。HEK293ET細(xì)胞被種植于12孔板內(nèi),待細(xì)胞生長至50%~60%融合時根據(jù)轉(zhuǎn)染試劑lip2000(Thermo,美國)說明書建議的操作步驟進(jìn)行轉(zhuǎn)染。siRNA工作濃度為100 nmol/L,轉(zhuǎn)染24 h后收集細(xì)胞樣品提取蛋白質(zhì)進(jìn)行Western Blot檢測。
3. 亞砷酸鈉處理細(xì)胞:HEK293ET細(xì)胞生長到70%~80%融合時加入5 μmol/L亞砷酸鈉培養(yǎng)基處理24 h,對照組未經(jīng)亞砷酸鈉處理,收集細(xì)胞樣品進(jìn)行檢測。對于siRNA轉(zhuǎn)染的HEK293ET細(xì)胞,待siRNA轉(zhuǎn)染24 h后,更換培養(yǎng)基,加入5 μmol/L亞砷酸鈉培養(yǎng)基處理24 h,收集細(xì)胞樣品進(jìn)行檢測。
4. Western Blot檢測:HEK293ET細(xì)胞樣品收集后加入細(xì)胞裂解液50 μl,冰上裂解0.5 h,12 000 rpm離心15 min,收集上清。二喹啉甲酸法定量蛋白濃度,12%聚丙烯酰氨凝膠分離蛋白,300 mA濕轉(zhuǎn)2 h至硝酸纖維素膜。5%脫脂牛奶封閉1 h,加入適量稀釋比例的一抗p66Shc(兔多克隆抗體,Santa Cruz,美國,1∶800)、Sirt1(兔多克隆抗體,Santa Cruz,美國,1∶1 000)、β-actin(小鼠單克隆抗體,Sigma,美國,1∶2 000),4℃孵育過夜,1×TBST洗膜3次,1∶2 000稀釋二抗[辣根過氧化物酶(HRP)標(biāo)記的山羊抗兔IgG和山羊抗小鼠IgG(北京中杉金橋生物)],室溫孵育1 h,1×TBST 洗膜3次,增強(qiáng)化學(xué)發(fā)光法(ECL)顯影,用Image J軟件定量分析蛋白條帶灰度值。
5.細(xì)胞RNA的提取以及實時定量PCR(Q-PCR)分析檢測:HEK293ET細(xì)胞經(jīng)亞砷酸鈉處理后收集細(xì)胞樣品,加入RNA提取試劑TRIzol(Invitrogen,美國)提取RNA。取1 μg RNA,利用反轉(zhuǎn)錄試劑盒(TAKARA,日本)將RNA反轉(zhuǎn)錄為cDNA。以cDNA作為模板,采用Q-PCR儀器(ABI Prism 7500,美國)檢測細(xì)胞p66Shc和β-actin mRNA的水平,其中β-actin為內(nèi)參對照。p66Shc和β-actin的Q-PCR引物序列如表1所示,Q-PCR引物均由華大基因公司(中國)合成。
表1 PCR引物序列
數(shù)據(jù)分析采用GraphPad Prism 5.0軟件進(jìn)行統(tǒng)計學(xué)分析,兩組之間數(shù)據(jù)比較采用t檢驗,P<0.05為差異有統(tǒng)計學(xué)意義。
我們課題組前期研究表明亞砷酸鈉處理引起胚胎p66Shc表達(dá)水平的升高,為了進(jìn)一步探究分子機(jī)制,我們利用HEK293ET細(xì)胞,檢測亞砷酸鈉對p66Shc轉(zhuǎn)錄水平的影響。結(jié)果顯示,與對照組相比,5 μmol/L亞砷酸鈉處理組p66Shc轉(zhuǎn)錄水平顯著升高,差異具有統(tǒng)計學(xué)意義(P<0.001)(圖1)。
與未經(jīng)亞砷酸鈉處理組比較,***P<0.001圖1 亞砷酸鈉處理引起p66Shc轉(zhuǎn)錄水平升高
為了探究亞砷酸鈉暴露條件下Sirt1和p66Shc的表達(dá)調(diào)控關(guān)系,我們檢測了亞砷酸鈉對Sirt1表達(dá)情況的影響。結(jié)果顯示,與對照組相比,5 μmol/L亞砷酸鈉處理組Sirt1的蛋白水平顯著降低(圖2 A),灰度分析結(jié)果顯示5 μmol/L亞砷酸鈉處理組Sirt1的蛋白表達(dá)水平較對照組降低約60%,差異具有統(tǒng)計學(xué)意義(P<0.001)(圖2 B)。
A:Western Blot檢測亞砷酸鈉處理后Sirt1的表達(dá)情況;B:Sirt1的灰度分析柱狀圖;與未經(jīng)亞砷酸鈉處理組比較,***P<0.001圖2 亞砷酸鈉抑制Sirt1的表達(dá)
為了檢測亞砷酸鈉處理后Sirt1對p66Shc表達(dá)情況的影響,需要對Sirt1進(jìn)行敲低,100 nmol/L對照siRNA和Sirt1 siRNA分別轉(zhuǎn)染HEK293ET細(xì)胞,轉(zhuǎn)染24 h后收集細(xì)胞進(jìn)行檢測。結(jié)果顯示,對照siRNA轉(zhuǎn)染組與未轉(zhuǎn)染組相比,Sirt1的表達(dá)未出現(xiàn)明顯的變化,Sirt1 siRNA轉(zhuǎn)染組與對照siRNA轉(zhuǎn)染組相比Sirt1的表達(dá)顯著降低(圖3A),灰度分析結(jié)果顯示Sirt1 siRNA轉(zhuǎn)染組Sirt1的表達(dá)水平較對照siRNA轉(zhuǎn)染組降低約80%,差異具有統(tǒng)計學(xué)意義(P<0.001)(圖3 B)。
A:Western Blot檢測未轉(zhuǎn)染組、對照 siRNA轉(zhuǎn)染組和Sirt1 siRNA轉(zhuǎn)染組細(xì)胞Sirt1的表達(dá)情況;B:未轉(zhuǎn)染組、對照 siRNA轉(zhuǎn)染組和Sirt1 siRNA轉(zhuǎn)染組Sirt1的灰度分析柱狀圖;Con:未轉(zhuǎn)染對照組;si-NC:對照siRNA轉(zhuǎn)染組;si-Sirt1:Sirt1 siRNA轉(zhuǎn)染組;與si-NC組比較,***P<0.001圖3 siRNA抑制Sirt1的表達(dá)
為了檢測亞砷酸鈉處理后Sirt1對p66Shc表達(dá)的影響,100 nmol/L對照siRNA和Sirt1 siRNA分別轉(zhuǎn)染細(xì)胞,轉(zhuǎn)染24 h后更換培養(yǎng)基,加入含有5 μmol/L亞砷酸鈉的培養(yǎng)基處理24 h,收集細(xì)胞樣品進(jìn)行檢測。結(jié)果顯示,在5 μmol/L亞砷酸鈉暴露的條件下,Sirt1 siRNA轉(zhuǎn)染組Sirt1的表達(dá)較對照siRNA轉(zhuǎn)染組明顯降低,而p66Shc的表達(dá)明顯升高(圖4A),灰度分析結(jié)果顯示亞砷酸鈉暴露的條件下,與對照siRNA轉(zhuǎn)染組相比,Sirt1 siRNA轉(zhuǎn)染組Sirt1的表達(dá)水平降低幅度超過90%,差異具有統(tǒng)計學(xué)意義(P<0.001)(圖4 B),而Sirt1 siRNA轉(zhuǎn)染組p66Shc的表達(dá)水平是對照siRNA轉(zhuǎn)染組的約1.9倍,差異具有統(tǒng)計學(xué)意義(P<0.001)(圖4 C)。
A:Western Blot檢測在亞砷酸鈉暴露的條件下,對照 siRNA和Sirt1 siRNA轉(zhuǎn)染后細(xì)胞Sirt1和p66Shc的表達(dá)情況;B:對照 siRNA和Sirt1 siRNA組Sirt1的灰度分析柱狀圖;C:對照 siRNA和Sirt1 siRNA組p66Shc的灰度分析柱狀圖;si-NC:對照siRNA轉(zhuǎn)染組;si-Sirt1:Sirt1 siRNA轉(zhuǎn)染組;與si-NC組比較,***P<0.001圖4 亞砷酸鈉通過Sirt1調(diào)控p66Shc的表達(dá)
諸多的報道已經(jīng)證實亞砷酸鈉具有胚胎毒性,如 Senuma等[16]報道顯示亞砷酸鈉影響胎鼠腦部5-羥色胺能神經(jīng)元的早期發(fā)育。McCollum等[17]研究發(fā)現(xiàn)斑馬魚胚胎經(jīng)亞砷酸鈉處理后表現(xiàn)出嚴(yán)重的血管發(fā)育異常。一些研究認(rèn)為亞砷酸鈉通過擾亂氧化還原平衡,引起細(xì)胞組織氧化損傷,如Li等[18]報道顯示亞砷酸鈉處理人肝臟HHL-5細(xì)胞后,細(xì)胞內(nèi)ROS水平、凋亡率呈劑量依賴式升高,細(xì)胞色素c和促凋亡蛋白Bax的表達(dá)升高。Gong等[19]報道亞砷酸鈉暴露顯著增加人上皮細(xì)胞ROS水平,降低細(xì)胞谷胱甘肽(GSH)水平,降低細(xì)胞色素c氧化酶活性和線粒體膜電位,導(dǎo)致線粒體功能障礙,進(jìn)而激活一系列炎癥相關(guān)信號通路,引發(fā)細(xì)胞損傷。Sirt1作為一種參與細(xì)胞內(nèi)多種重要生理活動的組蛋白去乙?;福陙砗芏嘌芯勘砻鱏irt1與氧化損傷存在密切的聯(lián)系。如,Gay等[20]報道顯示Sirt1在過氧化氫誘導(dǎo)的神經(jīng)元細(xì)胞氧化損傷模型中表達(dá)發(fā)生下調(diào)。Li等[21]研究發(fā)現(xiàn)咖啡酸苯乙酯能夠通過激活Sirt1/內(nèi)皮細(xì)胞性一氧化氮合酶(eNOS)通路,恢復(fù)Sirt1的表達(dá),從而緩解缺氧/復(fù)氧引起的大鼠心肌細(xì)胞的氧化損傷。本研究發(fā)現(xiàn)亞砷酸鈉處理引起Sirt1的表達(dá)顯著降低,提示Sirt1對亞砷酸鈉誘導(dǎo)的氧化損傷可能具有重要的作用。
報道顯示p66Shc能夠通過氧化細(xì)胞色素c介導(dǎo)線粒體ROS的產(chǎn)生[22]。我們課題組前期研究發(fā)現(xiàn)亞砷酸鈉處理引起小鼠胚胎p66Shc表達(dá)上調(diào)和ROS水平升高,原核注射p66Shc siRNA能抑制砷引起的ROS升高和胚胎毒性[6-7]。另外,我們體外研究表明亞砷酸鈉通過上調(diào)細(xì)胞p66Shc的表達(dá),誘導(dǎo)細(xì)胞ROS水平升高,抑制細(xì)胞活力[8]。Zhou等[15]報道Sirt1在轉(zhuǎn)錄水平上抑制p66Shc的表達(dá)。本研究發(fā)現(xiàn)亞砷酸鈉處理細(xì)胞后,p66Shc轉(zhuǎn)錄水平升高,而Sirt1的蛋白水平降低,進(jìn)一步研究發(fā)現(xiàn)在亞砷酸鈉暴露的細(xì)胞內(nèi),利用siRNA抑制Sirt1的表達(dá)顯著上調(diào)p66Shc的表達(dá)。由此可見Sirt1對p66Shc的表達(dá)具有負(fù)調(diào)控作用,提示亞砷酸鈉可能通過抑制Sirt1的表達(dá)而上調(diào)胚胎p66Shc的表達(dá),但仍需進(jìn)一步驗證。
Trinei等[23]報道顯示p53通過上調(diào)p66Shc的表達(dá)介導(dǎo)過氧化氫引起的細(xì)胞氧化損傷。高糖誘導(dǎo)下細(xì)胞p53和Sirt1均可以通過影響p66Shc的表達(dá)而調(diào)控細(xì)胞ROS水平[24]。此外,有報道顯示Sirt1的轉(zhuǎn)錄能夠被p53調(diào)控,被激活的p53能夠與Sirt1啟動子區(qū)域上兩個p53相應(yīng)元件結(jié)合,從而調(diào)控Sirt1的表達(dá)[25-26]。因此,亞砷酸鈉引起的p66Shc表達(dá)變化的分子機(jī)制以及Sirt1和p66Shc在亞砷酸鈉誘導(dǎo)的氧化應(yīng)激機(jī)制中發(fā)揮的作用還有待進(jìn)一步探究。
綜上,本研究發(fā)現(xiàn)亞砷酸鈉處理后p66Shc轉(zhuǎn)錄水平升高,Sirt1表達(dá)發(fā)生下調(diào),而敲低Sirt1后p66Shc的表達(dá)明顯升高,提示亞砷酸鈉通過抑制Sirt1促進(jìn)p66Shc的表達(dá),提出了亞砷酸鈉對胚胎p66Shc表達(dá)調(diào)控的一種可能機(jī)制。
【參 考 文 獻(xiàn)】
[1] Valko M,Morris H,Cronin MT. Metals,toxicity and oxidative stress[J].Curr Med Chem,2005,12:1161-1208.
[2] Song G,Cui Y,Han ZJ,et al. Effects of choline on sodium arsenite-induced neural tube defects in chick embryos[J].Food Chem Toxicol,2012,50:4364-4374.
[3] 林元,莊凌梓,馬宏,等. 孕前/孕期砷暴露致胎鼠先天性心臟異常的研究[J].衛(wèi)生研究,2016,45:93-97.
[4] Lee TC,Ho IC. Modulation of cellular antioxidant defense activities by sodium arsenite in human fibroblasts[J].Arch Toxicol,1995,69:498-504.
[5] Cosentino F,F(xiàn)rancia P,Camici GG,et al. Final common molecular pathways of aging and cardiovascular disease:role of the p66Shc protein[J].Arterioscler Thromb Vasc Biol,2008,28:622-628.
[6] Zhang C,Liu C,Li D,et al. Intracellular redox imbalance and extracellular amino acid metabolic abnormality contribute to arsenic-induced developmental retardation in mouse preimplan-tation embryos[J].J Cell Physiol,2010,222:444-455.
[7] Ren K,Li X,Yan J,et al. Knockdown of p66Shc by siRNA injection rescues arsenite-induced developmental retardation in mouse preimplantation embryos[J].Reprod Toxicol,2014,43:8-18.
[8] Ma Y,Zhang C,Gao XB,et al. Folic acid protects against arsenic-mediated embryo toxicity by up-regulating the expression of Dvr1[J].Sci Rep,2015,5:16093.
[9] Li D,Lu C,Wang J,et al. Developmental mechanisms of arsenite toxicity in zebrafish(Danio rerio)embryos[J].Aquat Toxicol,2009,91:229-237.
[10] 朱海英,高小博,駱海燕,等. p66Shc對亞砷酸鈉誘導(dǎo)心肌細(xì)胞氧化應(yīng)激的影響[J].生殖醫(yī)學(xué)雜志,2017,26:578-584.
[11] Arul Nambi Rajan K,Khater M,Soncin F,et al. Sirtuin1 is required for proper trophoblast differentiation and placental development in mice[J].Placenta,2018,62:1-8.
[12] Tang S,F(xiàn)ang Y,Huang G,et al. Methionine metabolism is essential for SIRT1-regulated mouse embryonic stem cell maintenance and embryonic development[J].EMBO J,2017,36:3175-3193.
[13] Shin AN,Han L,Dasgupta C,et al. SIRT1 increases cardiomyocyte binucleation in the heart development[J].Oncotarget,2018,9:7996-8010.
[14] Kumar S,Kim YR,Vikram A,et al. Sirtuin1-regulated lysine acetylation of p66Shc governs diabetes-induced vascular oxidative stress and endothelial dysfunction[J].Proc Natl Acad Sci U S A,2017,114:1714-1719.
[15] Zhou S,Chen HZ,Wan YZ,et al. Repression of P66Shc expression by SIRT1 contributes to the prevention of hyperglycemia-induced endothelial dysfunction[J].Circ Res,2011,109:639-648.
[16] Senuma M,Mori C,Ogawa T,et al. Prenatal sodium arsenite affects early development of serotonergic neurons in the fetal rat brain[J].Int J Dev Neurosci,2014,38:204-212.
[17] McCollum CW,Hans C,Shah S,et al. Embryonic exposure to sodium arsenite perturbs vascular development in zebrafish[J].Aquat Toxicol,2014,152:152-163.
[18] Li Y,Zhang Y,Gao Y,et al. Arsenic induces thioredoxin 1 and apoptosis in human liver HHL-5 cells[J].Biol Trace Elem Res,2018,181:234-241.
[19] Gong X,Ivanov VN,Davidson MM,et al. Tetramethylpyrazine(TMP)protects against sodium arsenite-induced nephrotoxicity by suppressing ROS production,mitochondrial dysfunction,pro-inflammatory signaling pathways and programed cell death[J].Arch Toxicol,2015,89:1057-1070.
[20] Gay NH,Phopin K,Suwanjang W,et al. Neuroprotective effects of phenolic and carboxylic acids on oxidative stress-induced toxicity in human neuroblastoma SH-SY5Y cells[J].Neurochem Res,2018,43:619-636.
[21] Li D,Wang X,Huang Q,et al. Cardioprotection of CAPE-oNO2 against myocardial ischemia/reperfusion induced ROS generation via regulating the SIRT1/eNOS/NF-kappaB pathway in vivo and in vitro[J].Redox Biol,2018,15:62-73.
[22] Giorgio M,Migliaccio E,Orsini F,et al. Electron transfer between cytochrome c and p66Shc generates reactive oxygen species that trigger mitochondrial apoptosis[J].Cell,2005,122:221-233.
[23] Trinei M,Giorgio M,Cicalese A,et al. A p53-p66Shc signalling pathway controls intracellular redox status,levels of oxidation-damaged DNA and oxidative stress-induced apoptosis[J].Oncogene,2002,21:3872-3878.
[24] Wils J,F(xiàn)avre J,Bellien J. Modulating putative endothelial progenitor cells for the treatment of endothelial dysfunction and cardiovascular complications in diabetes[J].Pharmacol Ther,2017,170:98-115.
[25] Hwang JW,Yao H,Caito S,et al. Redox regulation of SIRT1 in inflammation and cellular senescence[J].Free Radic Biol Med,2013,61:95-110.
[26] Luo J,Li M,Tang Y,et al. Acetylation of p53 augments its site-specific DNA binding both in vitro and in vivo[J].Proc Natl Acad Sci U S A,2004,101:2259-2264.