葛欣 崔天琦 李興旺 謝錄翰 辛琪

（河北大學(xué)生命科學(xué)學(xué)院，保定 071002）

光是一種重要的環(huán)境因子，其對(duì)生物的生長(zhǎng)發(fā)育和生理過(guò)程的調(diào)控在大多數(shù)物種中廣泛存在。真菌在長(zhǎng)期進(jìn)化過(guò)程中形成了精細(xì)的光信號(hào)感應(yīng)機(jī)制，它們能夠?qū)?50 nm（藍(lán)光）-700 nm（紅光）波長(zhǎng)范圍的光發(fā)生響應(yīng)，而藍(lán)光及近紫外光（～400-495 nm）在真菌光形態(tài)發(fā)生和其他光響應(yīng)過(guò)程中發(fā)揮最大的影響作用，包括菌絲形態(tài)、孢子生成、有性生殖及代謝途徑的激活等過(guò)程［1-2］。與植物相比，絲狀真菌光響應(yīng)途徑不會(huì)受到光合作用等過(guò)程的干擾，因此選取絲狀真菌作為研究對(duì)象更有利于研究生物體感光的分子機(jī)制［3］，其中粗糙脈孢霉（Neurospora crassa）和布拉克須霉（Phycomyces blakesleeanus）是用于研究光生物學(xué)的模式菌株。布拉克須霉對(duì)環(huán)境信號(hào)感應(yīng)非常敏感，自1950年以來(lái)一直將其作為感應(yīng)生物學(xué)的模式菌株進(jìn)行了較為深入系統(tǒng)的研究，并主要集中在對(duì)光信號(hào)的感應(yīng)方面［4］；接合菌的另一代表菌株卷枝毛霉（Mucor circinelloides）由于是接合菌中唯一一個(gè)能夠進(jìn)行遺傳操作的菌株，使得人們對(duì)光受體蛋白功能及響應(yīng)機(jī)制的探究成為可能［5-6］。為了能夠全面了解接合菌在這方面的研究進(jìn)展和不足，本文主要對(duì)接合菌的光受體蛋白種類和光調(diào)控重要生命活動(dòng)的過(guò)程進(jìn)行綜述，希望能對(duì)相關(guān)領(lǐng)域研究人員提供研究參考和切入點(diǎn)。

1 接合菌的光受體蛋白

1.1 White Collar蛋白

粗糙脈孢霉中的White Collar 1（WC-1）是在絲狀真菌中鑒定的第一個(gè)光受體蛋白，隨后WC-2作為在光調(diào)控中起關(guān)鍵作用的蛋白也被發(fā)現(xiàn)［7-8］，而WC-1和WC-2通過(guò)PAS結(jié)構(gòu)域相互作用形成的WCC蛋白復(fù)合物（White collar complex）構(gòu)成了迄今絲狀真菌中研究最為廣泛和明確的藍(lán)光響應(yīng)模式系統(tǒng)［3，9］，這個(gè)蛋白復(fù)合物是目前所有已知藍(lán)光響應(yīng)途徑所需的，除了具有藍(lán)光受體蛋白的功能，同時(shí)還作為轉(zhuǎn)錄因子與下游靶基因啟動(dòng)子的光響應(yīng)元件（Light response element，LRE）直接相互作用來(lái)調(diào)控靶基因的表達(dá)［10］。該復(fù)合物的同源蛋白也在多種絲狀真菌中相繼被發(fā)現(xiàn)和鑒定，包括子囊菌、擔(dān)子菌和接合菌［11-14］。madA和madB是Campuzano等［15］從布拉克須霉趨光性缺陷的突變體中分離鑒定的2個(gè)基因，其在菌株感光過(guò)程中發(fā)揮關(guān)鍵作用，蛋白序列分析結(jié)果表明，MadA和MadB分別為WC-1和WC-2的同源蛋白，酵母雙雜交實(shí)驗(yàn)也證實(shí)了二者之間存在相互作用，推測(cè)其也能形成類似WCC的MAD復(fù)合物來(lái)調(diào)控光依賴基因的轉(zhuǎn)錄［16］。這說(shuō)明WCC復(fù)合物不僅在絲狀真菌中廣泛存在，保守性強(qiáng)，而且在進(jìn)化的早期就作為感光因子復(fù)合物發(fā)揮著重要作用。

隨著越來(lái)越多的物種全基因組測(cè)序的完成，white collar基因的多拷貝現(xiàn)象逐漸浮出水面。比如，布拉克須霉基因組中含有包括madA和madB在內(nèi)的3個(gè)wc-1基因和4個(gè)wc-2基因［16-17］；卷枝毛霉存在3個(gè)wc-1類似基因和4個(gè)wc-2類似基因［16，18］；米根霉（Rhizopus oryzae）中已發(fā)現(xiàn)3個(gè)wc-1類似基因和5個(gè)wc-2類似基因［19］；晶澈水玉霉（Pilobolus crystallinus）中存在3個(gè)wc-1類似基因，而wc-2類似基因還未發(fā)現(xiàn)。這些證據(jù)表明wc基因多拷貝的現(xiàn)象在接合菌中普遍存在，可能執(zhí)行不同的功能。

進(jìn)一步研究結(jié)果表明，在藍(lán)光誘導(dǎo)基因表達(dá)過(guò)程中，布拉克須霉的這些多拷貝wc類似基因轉(zhuǎn)錄水平不同：wcoB和wcoA（均為wc-1類似基因）轉(zhuǎn)錄水平分別提高5倍和30倍，wctB和wctD（均為wc-2類似基因）分別提高180倍和250倍，wctC（wc-2類似基因）轉(zhuǎn)錄并未受到光誘導(dǎo)，而madA和madB的轉(zhuǎn)錄則受到輕微抑制，這說(shuō)明不同拷貝的基因?qū)獯碳ず蟮姆磻?yīng)不同［16］。此外，光激活wc類似基因所需的光強(qiáng)閥值也是不同的，這些差異都意味著多個(gè)wc基因在不同的光響應(yīng)過(guò)程中發(fā)揮調(diào)控作用，功能出現(xiàn)了分化［16］。然而由于該菌株缺乏有效的遺傳轉(zhuǎn)化系統(tǒng)，阻礙了對(duì)感光過(guò)程wc基因功能的更為詳細(xì)的研究。卷枝毛霉是接合菌綱毛霉目中分子遺傳操作比較成熟的物種，這使得研究wc等相關(guān)基因功能成為可能［18］。因此研究者構(gòu)建了3個(gè)wc-1類似基因的缺失突變體（Δmcwc-1a、Δmcwc-1b和Δmcwc-1c）用于研究基因功能的分化。通過(guò)大量實(shí)驗(yàn)發(fā)現(xiàn)，MCWC-1a和MCWC-1c均能夠接收光信號(hào)，但二者接受光信號(hào)后下游調(diào)控作用的靶點(diǎn)不同，MCWC-1a主要參與控制卷枝毛霉孢子梗的趨光性行為，MCWC-1c則在藍(lán)光誘導(dǎo)類胡蘿卜素合成中發(fā)揮關(guān)鍵作用，這也說(shuō)明卷枝毛霉中至少存在兩個(gè)不同的光傳導(dǎo)途徑，而Δmcwc-1b菌株由于具有與野生型相似的表型，一般認(rèn)為與其他WC-1蛋白功能上重疊，或者以與光誘導(dǎo)無(wú)關(guān)的方式參與類胡蘿卜素合成等多種信號(hào)調(diào)控過(guò)程［18-20］。

以上研究表明，在物種進(jìn)化過(guò)程中由于重復(fù)基因的出現(xiàn)，多拷貝的white collar基因逐步趨向亞功能化，不同的拷貝獲得了特定的功能，使得真菌對(duì)光信號(hào)的響應(yīng)更加復(fù)雜和靈活。

1.2 隱花色素蛋白

隱花色素（Cryptochromes）最早是在植物中發(fā)現(xiàn)的一種能夠感應(yīng)藍(lán)光和近紫外光的光受體蛋白，在植物的生長(zhǎng)發(fā)育和生物鐘調(diào)控等過(guò)程中發(fā)揮重要作用［21-22］。隱花色素在絲狀真菌中也廣泛存在，如在粗糙脈孢霉、構(gòu)巢曲霉（Aspergillus nidulans）、瑞氏木霉（Tricoderma reesei）、核盤菌（Sclerotinia sclerotiorum）、水稻惡苗病菌（Fusarium fujikuroi）等物種中都有研究報(bào)道，該受體蛋白不僅參與調(diào)控真菌生物周期節(jié)律、DNA光修復(fù)、孢子生成，還和真菌特異性次級(jí)代謝（如赤霉素、色素合成等）等生命活動(dòng)有密切關(guān)系［23-25］。研究表明，隱花色素與環(huán)丁烷嘧啶二聚體（Cyclobutane pyrimidine dimer，CPD）光裂合酶和（6，4）-光裂合酶，均屬于隱花色素 /光裂合酶家族（Photolyase family，CPF）［26］。在多種植物和動(dòng)物中發(fā)現(xiàn)的隱花色素由于蛋白C端長(zhǎng)度的差別而與光裂合酶區(qū)別開(kāi)來(lái)，通常僅僅發(fā)揮光受體的功能而缺少DNA修復(fù)活性［27］。然而有一個(gè)特例，隱花色素家族中的Cry-DASH在空間結(jié)構(gòu)和光化學(xué)性質(zhì)上與光裂合酶極為相似，它保留了部分DNA修復(fù)活性，能夠結(jié)合并修復(fù)單鏈DNA和雙鏈環(huán)狀DNA中的CPD［28-29］，因此被認(rèn)為是隱花色素和光裂合酶的進(jìn)化過(guò)渡態(tài)［22，27］。

接合菌布拉克須霉的CryA蛋白是隱花色素的Cry-DASH亞家族的成員，這個(gè)家族中還包括擬南芥的At-Cry3、斑馬魚(yú)的DrCry和粗糙脈孢霉的CRY等［26］。在這些同家族蛋白中，一些關(guān)鍵位點(diǎn)氨基酸存在高度保守性：如At-Cry3蛋白負(fù)責(zé)結(jié)合FAD基團(tuán)的16個(gè)氨基酸位點(diǎn)中有15個(gè)位點(diǎn)在CRY中保守；CRY蛋白的氨基酸序列中負(fù)責(zé)結(jié)合MTHF基團(tuán)的4個(gè)位點(diǎn)（E129、E130、E459和 Y465），以及結(jié)合CPD序列的6個(gè)位點(diǎn)（R281、E342、W345、N433、R434和Q437）也具有高度的保守性。這些關(guān)鍵序列和位點(diǎn)上的保守性說(shuō)明它們以相似的作用方式執(zhí)行共同功能［23，30］。

布拉克須霉具有典型的光復(fù)活現(xiàn)象，但與擔(dān)子菌和子囊菌在基因組上存在多拷貝的CPF家族蛋白不同，在布拉克須霉的基因組中目前僅發(fā)現(xiàn)1個(gè)cryA基因（編碼CPF蛋白），并不存在額外的隱花色素基因或典型的光裂合酶基因，這暗示著該菌必然通過(guò)僅有的這個(gè)CryA蛋白成功的完成光復(fù)活行為［23，26，31-32］。進(jìn)一步研究證據(jù)說(shuō)明，與其他已知的Cry-DASH亞家族蛋白不同，布拉克須霉的CryA蛋白不僅在體外對(duì)單鏈DNA和雙鏈DNA的嘧啶二聚體具有相同的修復(fù)效率，而且在體內(nèi)能夠成功的回補(bǔ)大腸桿菌光裂合酶基因缺陷的表型。這充分證實(shí)除了作為UV-A/藍(lán)光的光受體蛋白發(fā)揮信號(hào)傳導(dǎo)功能之外，布拉克須霉的CryA還具有光裂合酶活性負(fù)責(zé)光導(dǎo)致的DNA損傷的修復(fù)，CryA也是該家族蛋白中目前唯一一個(gè)具有完整光裂合酶活性的蛋白［26］。此外，CryA發(fā)揮功能還和MAD復(fù)合物的活性有關(guān)。在適當(dāng)?shù)乃{(lán)光照射下，野生型菌株中cryA基因轉(zhuǎn)錄水平顯著提高，madA或madB基因缺陷菌株中其轉(zhuǎn)錄量?jī)H有輕微降低，而在madA和madB雙缺陷突變體中則幾乎檢測(cè)不到cryA mRNA的存在，表明cryA基因轉(zhuǎn)錄激活依賴于MAD復(fù)合物的活性［26］。由于MAD復(fù)合物的光化學(xué)變化并不足以揭示紫外光和紅光對(duì)布拉克須霉趨光性的影響［4］，在CryA蛋白發(fā)現(xiàn)后，更多的結(jié)果暗示其與MAD復(fù)合物的相互作用調(diào)控著光信號(hào)的傳遞，并在趨光性和其他光響應(yīng)途徑中發(fā)揮重要作用。

隱花色素廣泛存在于接合菌中，在基因組信息檢索后發(fā)現(xiàn)，巴克斯毛霉（Backusella circina）、德氏根霉（Rhizopus delemar）和卷枝毛霉中各存在一個(gè)cry-DASH基因，拉曼傘形霉（Umbelopsis ramanniana）中鑒定出一個(gè)I類CPD光裂合酶基因，而其他菌株中暫時(shí)沒(méi)有發(fā)現(xiàn)有CPF家族蛋白的存在［19-26］。目前關(guān)于以上這些蛋白結(jié)構(gòu)和功能，仍有待于更廣泛更深入的探究。

2 接合菌的光反應(yīng)及光受體蛋白的調(diào)控

2.1 調(diào)控趨光性

早期研究發(fā)現(xiàn)，布拉克須霉的大孢囊梗在光源照射下朝向近紫外光和藍(lán)光的方向彎曲，并且在環(huán)境光強(qiáng)度變化后能夠短暫地調(diào)節(jié)孢囊梗的伸長(zhǎng)率，表現(xiàn)出明顯的趨光性現(xiàn)象，這種趨光性在植物和真菌中具有共同特征［33-34］。該菌株對(duì)光刺激非常敏感，在10-9-10 W/m2的光強(qiáng)度區(qū)間內(nèi)都能夠發(fā)生趨光性現(xiàn)象，由于布拉克須霉對(duì)光的高度敏感性，已成為研究生物趨光性的模式菌株［33］。Galland等［35］通過(guò)觀察不同波長(zhǎng)和不同光強(qiáng)度下孢囊梗的向光彎曲率的動(dòng)力學(xué)變化，認(rèn)為該菌對(duì)低強(qiáng)度光和高強(qiáng)度光的趨光性響應(yīng)是通過(guò)兩套不同的光系統(tǒng)來(lái)調(diào)控完成的。通過(guò)對(duì)不同波長(zhǎng)的光源照射后的反應(yīng)對(duì)比發(fā)現(xiàn)，菌株對(duì)藍(lán)光的正趨光效應(yīng)最顯著；而暴露在紫外光時(shí)，菌株的孢囊梗呈現(xiàn)出負(fù)趨光性［36］；在紫外光和藍(lán)光同時(shí)反向照射的實(shí)驗(yàn)中，藍(lán)光光注量大于10-4μmol·m-2·s-1時(shí)，孢囊梗彎曲率完全依賴于藍(lán)光；相反，二者同向照射，藍(lán)光與紫外光的光注量比值為1.37時(shí)，達(dá)到一個(gè)向光性的平衡，這說(shuō)明藍(lán)光和紫外光的光受體是獨(dú)立的，并且現(xiàn)有證據(jù)表明它們還存在復(fù)雜的相互關(guān)系；在＞600 nm的紅光刺激下，菌株則呈現(xiàn)出與黑暗時(shí)相似的表型，即未表現(xiàn)出明顯的趨光性行為，但在藍(lán)光和紫外光照射的同時(shí)再給予額外的紅光的照射后，菌株孢囊梗彎曲率與藍(lán)光和紫外光雙光源照射條件下出現(xiàn)差異，紅光修飾了藍(lán)光和紫外光之間的相互作用，且?guī)缀跬耆窒硕咧g的拮抗作用，這暗示著紅光受體中間體的存在［37］。其他研究表明madC突變體對(duì)藍(lán)光敏感性大大降低，而引入紅光刺激后在一定程度上恢復(fù)了基因缺失造成的敏感性變化的表型，這一研究結(jié)果也證實(shí)了紅光受體中間體這一猜想［38-39］。綜上所述，菌株對(duì)不同波譜范圍光信號(hào)的響應(yīng)行為不同，以及組合光照條件下的趨光性變化，為該菌多種感應(yīng)系統(tǒng)的存在提供了證據(jù)?；趯?duì)一系列趨光性缺陷突變體的研究表明，藍(lán)光受體蛋白MadA和MadB與趨光性的發(fā)生有關(guān)［16］，madC編碼的Ras GTP酶激活蛋白通過(guò)Ras信號(hào)通路對(duì)趨光性產(chǎn)生影響［40］，而madDEFGH五個(gè)基因不同程度地參與這個(gè)過(guò)程［41］。

2006年，首次報(bào)道了卷枝毛霉孢囊梗的趨光性現(xiàn)象，與布拉克須霉不同的是該菌株不僅對(duì)藍(lán)光和近紫外光表現(xiàn)出趨光性，對(duì)綠光（500-600 nm）刺激也表現(xiàn)出明顯的正趨光性，通過(guò)對(duì)mcwc-1缺失及回補(bǔ)突變體的趨光性的研究證實(shí)mcwc-1a基因調(diào)控了這一生理現(xiàn)象［18］，但具體的調(diào)控機(jī)制仍有待于進(jìn)一步的研究。

除了布拉克須霉和卷枝毛霉外，接合菌中的水玉霉屬中也有關(guān)于趨光性現(xiàn)象的報(bào)道，并且趨光性與生理功能相適應(yīng)。如水玉霉的孢囊梗在生長(zhǎng)過(guò)程中趨向藍(lán)光方向并且孢子囊向光源方向爆裂噴射以促進(jìn)孢子傳播［42］；晶澈水玉霉在照射藍(lán)光之后，其光注入量與孢囊梗的響應(yīng)曲率發(fā)生相應(yīng)變化，說(shuō)明該菌株對(duì)光的感應(yīng)是一個(gè)復(fù)雜的信號(hào)轉(zhuǎn)導(dǎo)系統(tǒng)，盡管3個(gè)wc1-like基因被識(shí)別鑒定，但其對(duì)不同光響應(yīng)生理過(guò)程的調(diào)控目前仍然是未知的［43-44］。

2.2 誘導(dǎo)類胡蘿卜素合成

接合菌中的布拉克須霉、卷枝毛霉和三孢布拉氏霉（Blakeslea trispora）等接合菌在藍(lán)光條件下能大量生成β-胡蘿卜素，在類胡蘿卜素生物合成途徑中，由GGPP起始類胡蘿卜素的合成僅依賴于兩個(gè)關(guān)鍵的酶基因：carB（編碼八氫番茄紅素脫氫酶）和carRA/carRP（編碼雙功能的八氫番茄紅素合成酶-胡蘿卜素環(huán)化酶），這兩個(gè)基因共用一個(gè)啟動(dòng)子并反向轉(zhuǎn)錄，其轉(zhuǎn)錄水平受到光誘導(dǎo)［45-49］。

在布拉克須霉中，光誘導(dǎo)β-胡蘿卜素合成的光劑量-響應(yīng)曲線表明菌株具有響應(yīng)不同閾值的兩套光響應(yīng)系統(tǒng)，而作用光譜則暗示著該過(guò)程還涉及一個(gè)具有黃素生色基團(tuán)的光受體系統(tǒng)的參與［50］。盡管早期研究提出了類胡蘿卜素光誘導(dǎo)合成的可能機(jī)制及其復(fù)雜性猜想，但目前關(guān)于這方面的少數(shù)研究結(jié)果仍然是基于madA和madB突變體［51］，這兩個(gè)突變體對(duì)菌株的所有光響應(yīng)過(guò)程造成了嚴(yán)重影響，其中包括類胡蘿卜素合成，因此認(rèn)為MadA和MadB光受體蛋白在類胡蘿卜素光誘導(dǎo)合成中發(fā)揮關(guān)鍵作用［16，34］。此外，體外實(shí)驗(yàn)證實(shí)MAD復(fù)合物能夠與類胡蘿卜素合成的結(jié)構(gòu)基因carB和carRA基因啟動(dòng)子上游的APE元件結(jié)合，說(shuō)明這個(gè)光受體蛋白通過(guò)直接調(diào)控類胡蘿卜素合成途徑關(guān)鍵基因的轉(zhuǎn)錄水平來(lái)誘導(dǎo)類胡蘿卜素的合成過(guò)程［52］，而在菌株中識(shí)別出cry-DASH基因是否參與調(diào)控該代謝過(guò)程尚不明確［26］。

在卷枝毛霉中也存在類似的現(xiàn)象，類胡蘿卜素的合成與carRP和carB基因光誘導(dǎo)轉(zhuǎn)錄密切相關(guān)［46］，mcwc-1c基因的缺失導(dǎo)致菌株僅有少量β-胡蘿卜素產(chǎn)生，類胡蘿卜素合成鏈的光誘導(dǎo)效應(yīng)大大降低，而野生型菌株給予一定量藍(lán)光刺激后，carRP基因和carB基因的轉(zhuǎn)錄水平顯著提高，但相比mcwc-1c基因缺失菌轉(zhuǎn)錄水平提高滯后，這說(shuō)明MCWC-1c是提高carRP和carB轉(zhuǎn)錄水平所必需的［18］。

此外，2000年Navarro等［53］從卷枝毛霉中分離得到的一個(gè)影響類胡蘿卜素光誘導(dǎo)合成的crgA基因（Carotenogenesis regulatory gene A），CrgA蛋白廣泛存在于真核生物中但其功能不明確，這類蛋白具有一個(gè)共同特征，即N端含有兩個(gè)獨(dú)立的鋅指結(jié)構(gòu)域（RING-finger zinc-binding domain），其后是一個(gè)多出現(xiàn)在ATP依賴的蛋白酶LON的N端的LON結(jié)構(gòu)域，這些結(jié)構(gòu)特征也說(shuō)明該蛋白屬于泛素連接酶家族［54］。CrgA蛋白表達(dá)缺陷的菌株中，類胡蘿卜素合成基因的轉(zhuǎn)錄水平和胡蘿卜素含量不僅在黑暗條件下有大幅提升，而且在光照條件下也發(fā)生了光誘導(dǎo)轉(zhuǎn)錄激活和胡蘿卜素產(chǎn)量提高的現(xiàn)象［55］，這充分說(shuō)明CrgA在類胡蘿卜素生物合成過(guò)程中扮演著抑制蛋白的角色。同時(shí)光誘導(dǎo)類胡蘿卜素合成作用沒(méi)有被完全阻斷，說(shuō)明還存在一個(gè)不依賴于CrgA的光響應(yīng)信號(hào)傳遞途徑來(lái)調(diào)控類胡蘿卜素的合成。奇怪的是，過(guò)量表達(dá)CrgA導(dǎo)致卷枝毛霉類胡蘿卜素合成過(guò)程喪失了對(duì)光的依賴［53］，這個(gè)現(xiàn)象可能與該基因表達(dá)的翻譯后沉默機(jī)制有關(guān)。而對(duì)crgA和mcwc-1的雙基因敲除突變體的研究表明，CrgA和MCWC-1c對(duì)類胡蘿卜素合成的調(diào)控是兩個(gè)獨(dú)立的過(guò)程，目前研究認(rèn)為CrgA作為E3泛素連接酶通過(guò)泛素化修飾相關(guān)轉(zhuǎn)錄因子而來(lái)調(diào)控類胡蘿卜素的光誘導(dǎo)合成，而MCWC-1b本身就存在泛素化修飾狀態(tài)，使之成為CrgA的可能靶向蛋白。但是，CrgA介導(dǎo)的MCWC-1b泛素化與蛋白降解無(wú)關(guān)，其單泛素化和雙泛素化修飾狀態(tài)可能是由于減少了WCC的形成，進(jìn)而抑制了類胡蘿卜素基因的轉(zhuǎn)錄［54］。

2.3 調(diào)控?zé)o性孢子生成和有性發(fā)育

接合菌同時(shí)存在無(wú)性生殖和有性生殖，相較于其他大多數(shù)真菌不能有性生殖，這是其獨(dú)特性。無(wú)性生殖最常見(jiàn)的形式是在孢子囊中形成非運(yùn)動(dòng)的孢囊孢子，這種孢子借助外力完成無(wú)性繁殖過(guò)程；有性繁殖不如無(wú)性繁殖普遍，多發(fā)生在特定條件下，有性繁殖的方式也因菌種不同而異，由菌絲分化形成特殊的性細(xì)胞（器官）配子囊或由配子囊產(chǎn)生的配子來(lái)相互交配，形成有性孢子（接合孢子）。真菌有性孢子的形成是一個(gè)相當(dāng)復(fù)雜的過(guò)程。研究表明，接合菌的無(wú)性生殖和有性生殖過(guò)程均受光的影響［34］。

布拉克須霉進(jìn)行無(wú)性生殖時(shí)能夠產(chǎn)生兩種大小不同的孢子囊——大孢子囊和小孢子囊，藍(lán)光可以刺激大孢子囊的產(chǎn)生，抑制小孢子囊的產(chǎn)生［34］。Corrochano等［41］以小孢子囊的數(shù)目、大孢子囊的干重與光通量之間的關(guān)系來(lái)表征菌株的光形態(tài)建成，研究表明該菌的光形態(tài)建成是兩個(gè)S型的刺激-響應(yīng)曲線的總和，隨后對(duì)madA和madB單缺陷和雙缺陷突變菌株的光形態(tài)發(fā)生分析發(fā)現(xiàn)，MadA和MadB并不是以簡(jiǎn)單疊加的方式參與調(diào)控，而是存在明顯的正協(xié)同現(xiàn)象，而madC到madH的缺陷對(duì)該過(guò)程并沒(méi)有影響，這說(shuō)明光受體蛋白參與了無(wú)性孢子的形成。此外，carA基因的缺失造成了與ΔmadA和ΔmadB相似的光形態(tài)建成缺陷表型，盡管β-胡蘿卜素的缺乏是造成這一表型的重要原因，CarA與β-胡蘿卜素之間的相互作用也是不可缺少的關(guān)鍵因素，富含β-胡蘿卜素的小脂蛋白液滴被認(rèn)為作為光接收天線，為下游的光受體蛋白參與的調(diào)控過(guò)程提供必要的反應(yīng)中心［41，56］。無(wú)獨(dú)有偶，卷枝毛霉和水玉霉的無(wú)性孢子生成也受到光信號(hào)調(diào)控［57］，在卷枝毛霉中，CrgA作為激活因子發(fā)揮作用，該基因缺失造成了氣生菌絲的生長(zhǎng)缺陷并大幅度降低了光照條件下無(wú)性孢子的生成［58-59］，而這種缺陷可以通過(guò)過(guò)表達(dá)一個(gè)受MCWC-1b調(diào)控的NmrA-like蛋白MasA來(lái)彌補(bǔ)［20］。在CrgA蛋白參與的多個(gè)生理過(guò)程中，其與MCWC-1b不同修飾狀態(tài)的相互影響和共同作用，暗示CrgA介導(dǎo)的信號(hào)調(diào)控途徑可能與光誘導(dǎo)信號(hào)途徑有交叉［18，54］。

光除了對(duì)無(wú)性生殖的影響之外，Yamazaki等［60］在1996年就報(bào)道了光照條件抑制布拉克須霉有性發(fā)育的現(xiàn)象，350-410 nm的強(qiáng)光照條件能最大程度地抑制菌株的有性發(fā)育。布拉克須霉有“+”“-”兩種接合型，在兩種性別的菌株基因組上各發(fā)現(xiàn)一個(gè)交配型基因MAT的類似基因—sexP和sexM［61］，這兩個(gè)基因和信息素生物合成基因carS的轉(zhuǎn)錄都受到光的調(diào)控，依賴于MadA-MadB復(fù)合物的功能［62-63］。然而（-）株中MAD復(fù)合物缺陷后光對(duì)有性生殖的抑制現(xiàn)象仍然存在，（+）株MAD復(fù)合物的缺陷則對(duì)該過(guò)程沒(méi)有影響，這種菌株性別的差異暗示著有性生殖的光調(diào)控僅通過(guò)（+）株實(shí)現(xiàn)的，這說(shuō)明，光響應(yīng)蛋白參與有性生殖調(diào)控是獨(dú)立于目前體內(nèi)其他的光調(diào)控蛋白系統(tǒng)［63］。

3 展望

絲狀真菌生命活動(dòng)規(guī)律的研究對(duì)于次生代謝產(chǎn)物的開(kāi)發(fā)和工業(yè)應(yīng)用具有重要指導(dǎo)意義。光是絲狀真菌生命活動(dòng)的重要信號(hào)，真菌通過(guò)感受光照強(qiáng)度、光照方向和光照周期等變化調(diào)控著自身的生理反應(yīng)和應(yīng)答來(lái)更好的適應(yīng)環(huán)境，包括有性生殖過(guò)程和次級(jí)代謝產(chǎn)物合成等。光受體蛋白是真菌感應(yīng)光信號(hào)的接收器，具有承上啟下的作用，負(fù)責(zé)將光信號(hào)轉(zhuǎn)變?yōu)榛瘜W(xué)和生物信號(hào)，啟動(dòng)下游的分子應(yīng)答。對(duì)光調(diào)控真菌生命活動(dòng)機(jī)制的深入研究，不僅在理論上有所創(chuàng)新，更有利于在真菌工業(yè)發(fā)酵生產(chǎn)過(guò)程中科學(xué)理性的引入光的因素，提高代謝產(chǎn)物的合成量。絲狀真菌中接合菌雖然這方面的研究剛剛起步，但為我們提供了一個(gè)研究光信號(hào)調(diào)控理論的模式，該類真菌基因組一般存在多個(gè)white collar同源基因，目前通過(guò)功能缺陷突變體的研究確定了少數(shù)幾個(gè)光感受器蛋白的功能，從已有的研究結(jié)果可以推斷特異性的光受體蛋白參與了不同的光響應(yīng)途徑。后續(xù)研究將會(huì)集中在如下方面：（1）隨著接合菌遺傳操作方法的突破，通過(guò)基因定點(diǎn)缺失等方法進(jìn)一步闡明已發(fā)現(xiàn)的光受體蛋白的生理功能；（2）隨著更多物種全基因組測(cè)序的完成，將有可能從基因組范圍內(nèi)鑒定出不同的WC蛋白調(diào)控的下游靶基因，闡明接合菌光感應(yīng)-光傳遞-光效應(yīng)完整的信號(hào)傳遞途徑；（3）對(duì)這些不同光受體蛋白途徑調(diào)控和信息流的獨(dú)立性及交叉影響也將是未來(lái)研究的重點(diǎn)，為深入研究光調(diào)控接合菌重要生命活動(dòng)奠定基礎(chǔ)。

［1］ Tisch D, Schmoll M. Light regulation of metabolic pathways in fungi［J］. Appl Microbiol Biotechnol, 2010, 5 ：1259-1277.

［2］ Fuller KK, Loros JJ, Dunlap JC. Fungal photobiology：Visible light as a signal for stress, space and time［J］. Current Genetics, 2015,61（3）：275-288.

［3］ Liu Y, He Q, Cheng P. Photoreception inNeurospora：A tale of two white collar proteins［J］. Cellular and Molecular Life Sciences,2003, 60（10）：2131-2138.

［4］ Corrochano LM, Garre V. Photobiology in the Zygomycota：Multiple photoreceptor genes for complex responses to light［J］. Fungal Genet Biol, 2010, 47（11）：893-899.

［5］ Nyilasi I, Acs K, Papp T, et al.Agrobacterium tumefaciens-mediated transformation ofMucor circinelloides［J］. Folia Microbiologica,2005, 50（5）：415-420.

［6］ Ortiz-Alvarado R, Gonzalez-Hernandez GA, Torres-Guzman JC,et al. Transformation ofMucor circinelloideswith autoreplicative vectors containing homologous and heterologous ars elements and the dominant cbx（r）carboxine-resistance gene［J］. Current Microbiology, 2006, 52（3）：178-181.

［7］ Ballario P, Vittorioso P, Magrelli A, et al. White collar-1, a central regulator of blue light responses inNeurospora, is a zinc finger protein［J］. EMBO Journal, 1996, 15（7）：1650-1657.

［8］ Linden H, Macino G. White collar 2, a partner in blue-light signal transduction, controlling expression of light-regulated genes inNeurospora crassa［J］. EMBO Journal, 1997, 16（1）：98-109.

［9］ Linden H, Ballario P, Macino G. Blue light regulation inNeurospora crassa［J］. Fungal Genet Biol, 1997, 22（3）：141-150.

［10］ Smith KM, Sancar G, Dekhang R, et al. Transcription factors in light and circadian clock signaling networks revealed by genomewide mapping of direct targets forNeurosporawhite collar complex［J］. Eukaryot Cell, 2010, 9（10）：1549-1556.

［11］ Casas-Flores S, Rios-Momberg M, Bibbins M, et al.Blr-1andblr-2,key regulatory elements of photoconidiation and mycelial growth inTrichoderma atroviride［J］. Microbiology, 2004, 150（Pt 11）：3561-3569.

［12］ Terashima K, Yuki K, Muraguchi H, et al. Thedst1gene involved in mushroom photomorphogenesis ofCoprinus cinereusencodes a putative photoreceptor for blue light［J］. Genetics, 2005, 171（1）：101-108.

［13］ Kuratani M, Tanaka K, Terashima K, et al. Thedst2gene essential for photomorphogenesis ofCoprinopsis cinereaencodes a protein with a putative FAD-binding-4 domain［J］. Fungal Genet Biol,2010, 47（2）：152-158.

［14］ Tisch D, Schmoll M. Targets of light signalling inTrichoderma reesei［J］. BMC Genomics, 2013, 14（1）：1-18.

［15］ Campuzano V, Galland P, Senger H, et al. Isolation and characterization of phototropism mutants ofPhycomycesinsensitive to ultraviolet light［J］. Current Genetics, 1994, 26（1）：49-53.

［16］ Sanz C, Rodriguez-Romero J, Idnurm A, et al.PhycomycesMADB interacts with MADA to form the primary photoreceptor complex for fungal phototropism［J］. Proc Natl Acad Sci USA, 2009, 106（17）：7095-7100.

［17］ Idnurm A, Rodriguez-Romero J, Corrochano LM, et al. ThePhycomycesmada gene encodes a blue-light photoreceptor for phototropism and other light responses［J］. Proc Natl Acad Sci USA, 2006, 103（12）：4546-4551.

［18］ Silva F, Torres-Martinez S, Garre V. Distinctwhite collar-1genes control specific light responses inMucor circinelloides［J］. Mol Microbiol, 2006, 61（4）：1023-1037.

［19］ Ma LJ, Ibrahim AS, Skory C, et al. Genomic analysis of the basal lineage fungusRhizopus oryzaereveals a whole-genome duplication［J］. PLoS Genet, 2009, 5（7）：e1000549.

［20］ Navarro E, Penaranda A, Hansberg W, et al. Awhite collar 1-like protein mediates opposite regulatory functions inMucor circinelloides［J］. Fungal Genet Biol, 2013, 52（3）：42-52.

［21］ Lin C, Todo T. The cryptochromes［J］. Genome Biol, 2005, 6（5）：220.

［22］ Mei Q, Dvornyk V. Evolutionary history of the photolyase/cryptochrome superfamily in eukaryotes［J］. PLoS One, 2015, 10（9）：e0135940.

［23］ Froehlich AC, Chen CH, Belden WJ, et al. Genetic and molecular characterization of a cryptochrome from the filamentous fungusNeurospora crassa［J］. Eukaryot Cell, 2010, 9（5）：738-750.

［24］ Guzman-Moreno J, Flores-Martinez A, Brieba LG, et al. TheTrichoderma reeseiCry1 protein is a member of the cryptochrome/photolyase family with 6-4 photoproduct repair activity［J］. PLoS One, 2014, 9（6）：e100625.

［25］ Castrillo M, Avalos J. The flavoproteins CryD and VvdA cooperate with the white collar protein wcoa in the control of photocarotenogenesis inFusarium fujikuroi［J］. PLoS One, 2015,10（3）：e0119785.

［26］ Tagua VG, Pausch M, et al. Fungal cryptochrome with DNA repair activity reveals an early stage in cryptochrome evolution［J］.Proc Natl Acad Sci USA, 2015, 112（49）：15130-15135.

［27］ Chaves I, Pokorny R, Byrdin M, et al. The cryptochromes：Blue light photoreceptors in plants and animals［J］. Annu Rev Plant Biol, 2011, 62：335-364.

［28］ Selby CP, Sancar A. A cryptochrome/photolyase class of enzymes with single-stranded DNA-specific photolyase activity［J］. Proc Natl Acad Sci USA, 2006, 103（47）：17696-17700.

［29］ Pokorny R, Klar T, et al. Recognition and repair of uv lesions in loop structures of duplex DNA by dash-type cryptochrome［J］.Proc Natl Acad Sci USA, 2008, 105（52）：21023-21027.

［30］ Huang Y, Baxter R, Smith BS, et al. Crystal structure of cryptochrome 3 fromArabidopsis thalianaand its implications for photolyase activity［J］. Proc Natl Acad Sci USA, 2006, 103（47）：17701-17706.

［31］ Galland P. Ultraviolet killing and photoreactivation ofPhycomycesspores［J］. Microbiological Research, 1996, 151（1）：9-17.

［32］ Shimura M, Ito Y, Ishii C, et al. Characterization of aNeurospora crassaphotolyase-deficient mutant generated by repeat induced point mutation of thephrgene［J］. Fungal Genet Biol, 1999, 28（1）：12-20.

［33］ Galland P. Phototropism of thePhycomycessporangiophore：A comparison with higher plants［J］. Photochem Photobiol, 1990,52（1）：233-248.

［34］ Cerda-Olmedo E.Phycomycesand the biology of light and color［J］. FEMS Microbiol Rev, 2001, 25（5）：503-512.

［35］ Galland P, Lipson ED. Blue-light reception inPhycomycesphototropism：Evidence for two photosystems operating in lowand high-intensity ranges［J］. Proc Natl Acad Sci USA, 1987, 84（1）：104-108.

［36］ Martin-Rojas V, Greiner H, Wagner T, et al. Specific tropism caused by ultraviolet c radiation inPhycomyces［J］. Planta,1995, 197（1）：63-68.

［37］ Galland P. Reception of far-ultraviolet light inPhycomyces：Antagonistic interaction with blue and red light［J］. Planta, 1998,205（2）：269-276.

［38］ Chen XY, Xiong YQ, Lipson ED. Action spectrum for subliminal light control of adaptation inPhycomycesphototropism［J］.Photochem Photobiol, 1993, 58（3）：425-431.

［39］Galland P, Amon S, Senger H, et al. Blue light reception inPhycomyces：Red light sensitization inmadCmutants［J］.Botanica Acta, 1995, 108（4）：344-350.

［40］ Polaino S, Villalobos-Escobedo JM, et al. A Ras GTPase associated protein is involved in the phototropic and circadian photobiology responses in fungi［J］. Sci Rep, 2017, 7 ：44790.

［41］ Corrochano LM, Cerdá-Olmedo E. Photomorphogenesis in behavioural and colour mutants ofPhycomyces［J］. Journal of Photochemistry and Photobiology B, 1990, 6（3）：325-335.

［42］ Page RM. Light and the asexual reproduction ofPilobolus［J］.Science, 1962, 138（3546）：1238-1245.

［43］ Kubo H, Mihara H. Phototropic fluence-response curves forPilobolus crystallinussporangiophore［J］. Planta, 1988, 174（2）：174-179.

［44］ Kubo H, Mihara H. Effects of microbeam light on growth and phototropism ofPilobolus crystallinussporangiophores［J］.Mycoscience, 1996, 37（1）：31-34.

［45］ Ruiz-Hidalgo MJ, Benito EP, et al. The phytoene dehydrogenase gene ofPhycomyces：Regulation of its expression by blue light and vitamin A［J］. Mol Gen Genet, 1997, 253（6）：734-744.

［46］ Velayos A, Blasco JL, Alvarez MI, et al. Blue-light regulation of phytoene dehydrogenase（carB）gene expression inMucor circinelloides［J］. Planta, 2000, 210（6）：938-946.

［47］ Velayos A, Eslava AP, Iturriaga EA. A bifunctional enzyme with lycopene cyclase and phytoene synthase activities is encoded by thecarRPgene ofMucor circinelloides［J］. Eur J Biochem, 2000,267（17）：5509-5519.

［48］ Arrach N, Fernandez-Martin R, Cerda-Olmedo E, et al. A single gene for lycopene cyclase, phytoene synthase, and regulation of carotene biosynthesis inPhycomyces［J］. Proc Natl Acad Sci USA, 2001, 98（4）：1687-1692.

［49］ Rodriguez-Saiz M, et al.Blakeslea trisporagenes for carotene biosynthesis［J］. Appl Environ Microbiol, 2004, 70（9）：5589-5594.

［50］ Bejarano ER, Avalos J, Lipson ED, et al. Photoinduced accumulation of carotene inPhycomyces［J］. Planta, 1991, 183（1）：1-9.

［51］ Bergman K, et al. Mutants ofPhycomyceswith abnormal phototropism［J］. Mol Gen Genet, 1973, 123（1）：1-16.

［52］ Quiles-Rosillo MD, Ruiz-Vazquez RM, Torres-Martinez S, et al.Light induction of the carotenoid biosynthesis pathway inBlakesleatrispora［J］. Fungal Genet Biol, 2005, 42（2）：141-153.

［53］ Navarro E, et al. Overexpression of thecrgAgene abolishes light requirement for carotenoid biosynthesis inMucor circinelloides［J］. Eur J Biochem, 2000, 267（3）：800-807.

［54］ Silva F, Navarro E, Penaranda A, et al. A RING-finger protein regulates carotenogenesis via proteolysis-independent ubiquitylation of a White Collar-1-like activator［J］. Mol Microbiol, 2008, 70（4）：1026-1036.

［55］ Navarro E, Lorca-Pascual JM, Quiles-Rosillo MD, et al. A negative regulator of light-inducible carotenogenesis inMucor circinelloides［J］. Mol Genet Genomics, 2001, 3：463-470.

［56］ Corrochano LM, Cerda-Olmedo E. Sex, light and carotenes：The development ofPhycomyces［J］. Trends Genet, 1992, 8（8）：268-274.

［57］ Kubo H, Mihara H. Effects of light and temperature on sporangiophore initiation inPilobolus crystallinus（wiggers）tode［J］. Planta, 1986, 168（3）：337-339.

［58］ Quiles-Rosillo MD, Torres-Martinez S, Garre V.CigA, a lightinducible gene involved in vegetative growth inMucor circinelloidesis regulated by the carotenogenic repressor CrgA［J］. Fungal Genet Biol, 2003, 38（1）：122-132.

［59］ Nicolas FE, Calo S, et al. A RING-finger photocarotenogenic repressor involved in asexual sporulation inMucor circinelloides［J］.FEMS Microbiol Lett, 2008, 280（1）：81-88.

［60］ Yamazaki Y, Kataoka H, Miyazakl A, et al. Action spectra for photoinhibition of sexual development inPhycomyces blakesleeanus［J］. Photochem Photobiol, 1996, 2 ：389-392.

［61］ Lee SC, Heitman J. Sex in the mucoralean fungi［J］. Mycoses,2014, 57（Suppl 3）：18-24.

［62］ Tagua VG, Medina HR, Martin-Dominguez R, et al. A gene for carotene cleavage required for pheromone biosynthesis and carotene regulation in the fungusPhycomyces blakesleeanus［J］.Fungal Genet Biol, 2012, 49（5）：398-404.

［63］ Shakya VPS, Idnurm A. The inhibition of mating inPhycomyces blakesleeanusby light is dependent on the MADA-MADB complex that acts in a sex-specific manner［J］. Fungal Genet Biol, 2017,101：20-30.