嚴(yán)賢誠 陳立凱 羅玉花 羅文龍 王 慧 郭 濤 陳志強(qiáng)

華南農(nóng)業(yè)大學(xué)國家植物航天育種工程技術(shù)研究中心, 廣東廣州 510642

花器官作為種子植物重要的繁殖器官, 一直是植物發(fā)育學(xué)研究中的熱點(diǎn)之一。植物的花器官發(fā)育是一個(gè)十分復(fù)雜的過程, 包括花分生組織起始、花分生組織屬性的特化與保持, 花器官原基的起始、花器官屬性的特化、花分生細(xì)胞的終止以及花器官的最終成熟[1]。植物開花涉及大量的基因調(diào)控, 確定花器官的數(shù)目、屬性等[2]。隨著對(duì)雙子葉模式植物擬南芥(Arabidopsis thaliana)、金魚草(Antirrhinum majus)和矮牽牛(Petunia hybrida)花器官同源異型突變體的研究, 相繼提出了“ABC”模型、“ABCD”模型和“ABCDE”模型[3]。水稻(Oryza sativa L.)作為單子葉植物的重要模式植物, 對(duì)于“ABCDE”模型也基本適用, 表現(xiàn)出一定的保守性和多樣性[4]。

水稻花器官的基本結(jié)構(gòu)單位是小穗, 1個(gè)小穗包含 1朵小花, 小花具四輪結(jié)構(gòu), 由外到內(nèi)分別是內(nèi)/外稃、漿片、雄蕊和雌蕊[5]。水稻花器官的變異不僅包括各輪結(jié)構(gòu)的同源異型轉(zhuǎn)化, 而且包括各輪結(jié)構(gòu)數(shù)目的變化, 甚至產(chǎn)生新的輪結(jié)構(gòu)。目前已報(bào)道的有關(guān)調(diào)控水稻花器官數(shù)目的基因主要有PAP1[6]、RFL[7]、LHS1/OsMADS1[8]、OsLRK1[9]、OsFOR1[10]、FON1[11]、FON2/FON4[12,13]、OsAP2-1[14]、SNB[15]、JMJ706[16]、EG1[17]、SL1[18]、MFS1[19]、NSG[20]、EG2/OsJAZ1[21]、OsIG1[22]、OsMADS32[23]和 YABBY4[24]。其中JMJ706通過編碼H2K9去甲基酶調(diào)控花器官的發(fā)育; EG1-EG2和 YABBY4分別通過茉莉酸和赤霉素對(duì)花器官發(fā)育進(jìn)行調(diào)控, 在表觀遺傳調(diào)控和激素調(diào)控上很好地豐富了水稻花器官發(fā)育調(diào)控路徑。

雖然目前已找到大量的水稻花器官突變相關(guān)基因, 但是水稻花器官的調(diào)控機(jī)制(花分生組織確定性以及花器官屬性的特化)仍然不夠清晰。李云峰等[25]曾報(bào)道了一個(gè)多小花小穗突變體 mf1, 其一個(gè)小穗內(nèi)出現(xiàn)兩朵及以上小花。本研究通過重離子誘變獲得的花器官數(shù)目突變體, 其四輪器官均有增多現(xiàn)象,個(gè)別器官還表現(xiàn)出同源異型轉(zhuǎn)化, 暫命名為multi-floret 2 (mf2)。本研究對(duì)該突變體進(jìn)行了表型鑒定、遺傳分析和基因初步定位, 并借助定位區(qū)間的基因注釋功能對(duì)候選基因進(jìn)行篩選, 為候選基因的克隆及功能研究奠定基礎(chǔ)。

1 材料與方法

1.1 供試材料

突變體 mf2是在秈稻航恢 7號(hào)重離子誘變 M2中篩選得到的一個(gè)花器官突變體, 經(jīng)過多代的自交繁殖, 其性狀穩(wěn)定遺傳。以 mf2為父本, 分別與02428 (粳稻)和 Francis (粳稻)配制雜交組合用于遺傳分析。以02428×mf2的F2群體作為初步定位群體,以Francis×mf2的F2群體作為精細(xì)定位群體。

重離子誘變處理方法: 航恢7號(hào)干種子于2014年 4月在蘭州重離子加速器(HIRFL)國家實(shí)驗(yàn)室進(jìn)行輻照。重離子為12C6+, 80.55 MeV u–1, 束斑直徑4 cm, 束斑均勻度＞90%, 流強(qiáng) 5～20 nA。輻照劑量為80 Gy。

1.2 農(nóng)藝性狀調(diào)查

突變體材料mf2和野生型(WT)同期種植。全生育期觀察 mf2和 WT的田間表型, 重點(diǎn)調(diào)查其抽穗期、株高、穗長、穗數(shù)、結(jié)實(shí)率、千粒重等主要農(nóng)藝性狀。

1.3 形態(tài)學(xué)和組織學(xué)觀察

1.3.1 解剖觀察 于抽穗期分別取突變體和野生型的未散粉穎花, 在 SZ780體視顯微鏡下解剖、觀察并拍照。

1.3.2 石蠟切片觀察 隨機(jī)取突變體和野生型臨近開放的穎花, 用FAA固定液(90 mL 70%酒精、5 mL福爾馬林、5 mL冰醋酸)固定。經(jīng)酒精梯度脫水、氯仿梯度透明后采用常規(guī)石蠟切片程序包埋。用石蠟切片機(jī)連續(xù)切片。用苯胺番紅-固綠雙重染色, 中性樹膠封片保存。用Olympus SZX10型光學(xué)顯微鏡觀察并拍照。

1.3.3 電鏡觀察 取突變體和野生型水稻幼穗用2.5%～5.0%的戊二醛固定。為了讓固定液能夠充分浸入材料, 將幼穗放入固定液時(shí)先抽氣3～4 min, 在4℃條件下固定1～3 h后吸出固定液, 用0.1 mol L–1pH 6.8的PBS漂洗1 h, 期間換漂洗液3～4次。吸出PBS后用乙醇梯度脫水干燥。經(jīng)無水乙醇干燥后使用導(dǎo)電雙面膠黏貼在載物臺(tái)上, 噴金后用XL-30-ESEM型號(hào)電鏡掃描觀察。

1.4 分子標(biāo)記獲取與開發(fā)

參照 gramene數(shù)據(jù)庫(http://www.gramene.org/)的 SSR引物序列, 用 SSRHunter1.3軟件搜索粳稻Nipponbare部分SSR引物。根據(jù)粳稻Nipponbare和秈稻 93-11的序列差異比對(duì)設(shè)計(jì) InDel引物, 用Primer Premier 5.0軟件設(shè)計(jì)引物, 引物均由上海生工生物工程有限公司合成。

1.5 DNA提取與PCR檢測

采用 CTAB法[26]提取水稻基因組 DNA。PCR擴(kuò)增體系含 5.0 μL 2×PCR Reaction Mix、0.1 μL 5 UμL–1Taq DNA 聚合酶、引物(10 μmol L–1)各 0.3 μL、1.0 μL模板DNA, ddH2O補(bǔ)至10 μL。PCR程序?yàn)?4°C 預(yù)變性 5 min; 94°C 變性 30 s, 55°C 退火 30 s,72°C延伸 30 s, 35個(gè)循環(huán); 72°C延伸7 min。擴(kuò)增產(chǎn)物經(jīng) 8.0%非變性聚丙烯酰胺凝膠電泳后銀染觀察。

1.6 基因定位

02428 ×mf2的F2群體用于基因的初定位。采用BSA 法定位目標(biāo)基因[27]。即根據(jù)F2植株表型, 各取10株正常植株和突變體植株的葉片等量混合提取DNA構(gòu)建近等基因池, 利用近等基因池篩選具有多態(tài)性的SSR標(biāo)記。再用分離后代單株驗(yàn)證該多態(tài)性標(biāo)記是否真正與目標(biāo)基因連鎖。

Francis×mf2的F2群體用于基因的精細(xì)定位。在初定位的基礎(chǔ)上, 利用更大的定位群體, 通過高密度SSR標(biāo)記與InDel標(biāo)記對(duì)目的基因進(jìn)行連鎖分析,利用 gramene數(shù)據(jù)庫確定與突變基因緊密連鎖的標(biāo)記在水稻基因組(Nipponbare)上的位置, 并利用水稻基因組注釋(http://rice.plantbiology.msu.edu/)篩選候選基因。

2 結(jié)果與分析

2.1 表型觀察

與野生型比較, 突變體 mf2的營養(yǎng)生長和生殖生長都受到了一定的影響, 主要表現(xiàn)在抽穗期推遲、株高降低、穗數(shù)增多, 其穗的穗重、結(jié)實(shí)率以及籽粒的千粒重都極顯著降低(表1和圖1-A)。

表1 野生型和突變體mf2主要農(nóng)藝性狀調(diào)查Table 1 Comparison of main agronomic traits between wild type and mf2 mutant

一個(gè)正常的小花具有確定數(shù)目的四輪結(jié)構(gòu), 包含1對(duì)閉合的內(nèi)外稃、2個(gè)漿片、6枚雄蕊以及1個(gè)雙柱頭的雌蕊, 小花基部還有1對(duì)副護(hù)穎和護(hù)穎(圖1-C, D)。突變體mf2的副護(hù)穎和護(hù)穎與野生型基本無異, 但是小花的四輪結(jié)構(gòu)均異常, 表現(xiàn)為內(nèi)外稃增多、開裂、雌雄蕊數(shù)目增多、漿片稃片化等(圖1-E～J)。尤其是小花內(nèi)三輪結(jié)構(gòu)成倍增長, 形成類似2朵小花(圖1-H)和3朵小花(圖1-J), 且許多小花的雄蕊比正常的6枚都有不同程度的減少。對(duì)150個(gè)mf2穎花統(tǒng)計(jì)發(fā)現(xiàn), 突變體小穗中包含1朵小花、2朵小花、3朵小花的穎花分別占 6.00%、75.33%和18.67%。對(duì)mf2成熟后的籽粒進(jìn)行統(tǒng)計(jì)卻發(fā)現(xiàn)小穗中包含1粒籽粒、2粒籽粒、3粒籽粒的小穗分別占81.56%、17.49%和 0.95%。表明多數(shù)突變體的小花并不能成功授粉、灌漿, 最終形成籽粒(圖2)。

2.2 組織學(xué)觀察

組織學(xué)觀察(圖 3)表明正常小花的內(nèi)外稃分別有3條和5條維管束(圖3, I-A)。突變體mf2具有多片稃狀結(jié)構(gòu), 其內(nèi)外稃大多不能很好地勾合, 而且形狀和維管束都產(chǎn)生了一定程度的變化(圖 3, I-B,C)。從維管束的數(shù)量和內(nèi)外稃形狀上看, 其外稃具有一定程度的內(nèi)稃化。

圖1 突變體mf2及其野生型的表型Fig. 1 Phenotypes of mf2 and the wild type

圖2 mf2突變體小穗小花數(shù)和籽粒數(shù)所占比例Fig. 2 Ratio of the floret and grain number per spikelet of mf2 mutant

電鏡觀察(圖3-II)發(fā)現(xiàn), 突變體花器官的異常在幼穗的分化期, 各花器官在原基分化時(shí)就已經(jīng)產(chǎn)生。一般正常的小花原基先后分化出外稃原基、內(nèi)稃原基、漿片原基、雄蕊原基、雌蕊原基, 6個(gè)雌蕊原基以同心圓的方式圍繞著雄蕊原基(圖3, II-A, B)。突變體小花在雌雄蕊原基分化時(shí)期表現(xiàn)為雌雄蕊原基排列散亂, 數(shù)目和大小不一, 還有額外的稃片原基產(chǎn)生(圖 3, II-C, D), 這是產(chǎn)生多個(gè)雌雄蕊和類稃器官的基礎(chǔ)。

2.3 遺傳分析

突變體mf2分別與02428和Francis雜交, F1所有植株表型均正常, 與野生型相同, 說明 mf2為隱性突變。F2群體抽穗期花器官正常的稱為野生型, 異常的稱為突變型, 兩者的分離比符合3∶1 (表2), 說明mf2突變性狀受1對(duì)隱性核基因控制, 暫命名為MF2。

圖3 突變體mf2及其野生型小穗顯微結(jié)構(gòu)Fig. 3 Micrographs of wild-type and mf2 spikelets

表2 mf2突變體遺傳分析Table 2 Genetic analysis of mf2 mutant

2.4 基因定位

選用均勻分布在水稻 12條染色體上的 302對(duì)SSR標(biāo)記對(duì)兩親本02428、mf2進(jìn)行多態(tài)性分析, 篩選出107對(duì)具多態(tài)性SSR標(biāo)記, 多態(tài)率為34.97%。進(jìn)一步利用親本間具多態(tài)性的標(biāo)記擴(kuò)增F2近等基因池篩選多態(tài)性標(biāo)記, 并分別隨機(jī)選取野生型和突變型分離單株各10株進(jìn)行驗(yàn)證, 最終發(fā)現(xiàn)標(biāo)記RM315與MF2連鎖(圖4-A)。

為進(jìn)一步確定基因所在的標(biāo)記區(qū)間, 利用 Francis mf2的F2群體的24株突變表型單株在RM315附近篩選更高密度的多態(tài)性SSR標(biāo)記。結(jié)果表明RM472、RM104與目標(biāo)基因連鎖, 其重組個(gè)體分別為5個(gè)和3個(gè), 且2個(gè)標(biāo)記的重組個(gè)體不重疊。因此, MF2基因初步被定位于RM472–RM104區(qū)間(圖4-A)。

在 RM472和 RM104區(qū)間內(nèi)設(shè)計(jì)多個(gè) InDel、SSR標(biāo)記(具多態(tài)性的標(biāo)記列于表3), 利用全部隱性單株(321個(gè))進(jìn)一步縮小定位區(qū)間。在標(biāo)記SSR39108和 InD39210各有 1個(gè)重組子, 且互不重疊。比對(duì)Nipponbare的序列(http://ensembl.gramene.org/Tools/Blast), 標(biāo)記SSR39108–InD39210對(duì)應(yīng)于日本晴第1染色體 39 198 782～39 210 592 bp, 物理距離約為102 kb (圖 4-B)。

圖4 MF2基因的精細(xì)定位Fig. 4 Fine mapping of MF2

表3 定位MF2所設(shè)計(jì)的引物序列Table 3 Primer sequence used for MF2 mapping

根據(jù)Rice Genome Annotation Project (http://rice.plantbiology.msu.edu/index.shtml)提供的基因注釋信息, 在目的基因所在的102 kb定位區(qū)間內(nèi)共有10個(gè)預(yù)測基因(表4)。其中Os01g67430為脂肪酶基因, 該基因目前已被克隆, 即EG1 (EXTRA GLUME 1), 參與花器官的調(diào)控[17]。Os01g67410是AP2/EREBP轉(zhuǎn)錄因子, 目前已發(fā)現(xiàn)多個(gè) AP2亞家族基因, 在調(diào)控花分生組織確定性、花器官屬性和種子發(fā)育上發(fā)揮著重要的作用[28]。因此本研究將EG1 (Os01g67430)和Os01g67410作為初步的候選基因。

3 討論

植物的形態(tài)建成取決于植物分生組織的活動(dòng)[29]。在生殖生長階段, 花器官分生組織的異常導(dǎo)致花器官形態(tài)、數(shù)目的變異。在部分報(bào)道的調(diào)控花器官數(shù)目的基因中, FON1調(diào)控花分生組織大小。FON1基因突變導(dǎo)致花分生組織增大, 其突變體所有花器官的數(shù)目增多, 更有異位的花器官產(chǎn)生以及新的輪結(jié)構(gòu)形成[11]; FON1還能調(diào)控干旱脅迫和種子萌發(fā)[30]。FON2控制花分生組織的保守性及分化, 其突變也導(dǎo)致花分生組織增大, 使花器官數(shù)目增多[13]。FON4與 FON2是同一基因[12]。FON3突變體花分生組織在外稃原基分化后就明顯增大, 導(dǎo)致異常的小花內(nèi)輪發(fā)育[31]。Fon(t)在雄蕊原基分化時(shí)也觀察到了分生組織的異常[32]。本研究中所獲得的突變體mf2雌雄蕊原基排列散亂, 數(shù)目和大小不一, 還有額外的稃片原基產(chǎn)生, 暗示花器官分生組織的異常致使其花器官變異。

本研究將 MF2定位在第 1染色體的標(biāo)記SSR39108和InD39210之間, 與已報(bào)道的MF1基因在不同染色體上[25]。定位區(qū)間內(nèi)具多個(gè)可能的基因,其中Os01g67410為AP2/EREBP轉(zhuǎn)錄因子基因, 在植物發(fā)育中起重要調(diào)控作用, 比如調(diào)控花器官的發(fā)育, 影響株高、育性, 對(duì)生物脅迫和非生物脅迫的應(yīng)答反應(yīng)等[28]。擬南芥的 AP2基因是 AP2亞族成員,屬于“ABCDE”花器官模型中的A類基因, 在調(diào)控花分生組織確定性、花器官屬性和種子發(fā)育上具有重要作用[28]。該類基因在單子葉植物中具有一定的保守性。玉米IDS1基因是擬南芥AP2的同源基因, 調(diào)控小穗分生組織特性。ids1突變體小穗分生組織的確定性丟失, 每個(gè)小穗產(chǎn)生了多個(gè)小花[33]。水稻SNB基因同樣屬于AP2亞族, 調(diào)控小穗分生組織向花分生組織轉(zhuǎn)化以及花器官的發(fā)育[15]。SNB與另一個(gè)AP2-LIKE基因OsIDS1協(xié)同控制花序結(jié)構(gòu)和花分生組織建成[34]。OsAP2-1基因?qū)儆贏P2亞族, 該基因下調(diào)導(dǎo)致雄蕊減少, 心皮或柱頭增加, 也會(huì)產(chǎn)生額外的內(nèi)外稃器官, 表明該基因也參與花器官數(shù)目的調(diào)控[14]。此外, Os01g67430基因即EG1已被定位克隆。EG1涉及花分生組織的確定性, 其突變導(dǎo)致空穎的屬性以及數(shù)目變化, 產(chǎn)生異位的花器官[17]。該脂肪酶基因與已知的其他植物的脂肪酶基因不同,擬南芥中與之高度同源的基因(At2g31690)并不影響花器官的發(fā)育[35], 表明其功能在水稻中存在分化。EG1作為質(zhì)體定位脂肪酶, 參與JA的生物合成, 揭示了禾本科植物中一個(gè)新的小穗發(fā)育調(diào)控機(jī)制[21]。Zhang等[36]的實(shí)驗(yàn)證明, EG1可以通過一個(gè)高度依賴溫度的線粒體脂肪酶途徑使確定花器官屬性的基因安全表達(dá), 進(jìn)而提高植株花器官的穩(wěn)定性以應(yīng)對(duì)溫度的波動(dòng), 這又對(duì)該基因調(diào)控花器官發(fā)育機(jī)制有了新的理解。

表4 MF2定位區(qū)間內(nèi)的候選基因Table 4 Candidate genes of MF2 mapped region

突變體 mf2的花器官發(fā)育受到嚴(yán)重影響, 其各輪結(jié)構(gòu)的數(shù)目異常、形狀畸變, 漿片稃片化以及部分外稃內(nèi)稃化, 表明其花分生組織的確定性以及花器官屬性的調(diào)控受到影響。雖然其表型與EG1突變體的花器官表型相似但也存在差異。mf2表現(xiàn)出生育期推遲、植株變矮、分蘗增多, 表明其營養(yǎng)生長也受到嚴(yán)重影響, 而EG1突變體eg1-1和eg1-2的營養(yǎng)生長和圓錐花序的數(shù)目并不受影響[17]。初步的測序結(jié)果表明, 突變體 mf2與野生型的 Os01g67430/EG1基因和 Os01g67410基因的編碼區(qū)以及 5′UTR都未發(fā)現(xiàn)堿基序列改變, 需進(jìn)一步對(duì)這 2個(gè)候選基因及定位區(qū)間內(nèi)的其他基因進(jìn)行表達(dá)分析以及測序驗(yàn)證。

4 結(jié)論

水稻突變體 mf2的營養(yǎng)生長和生殖生長都受到影響。其花器官表現(xiàn)出多向性缺陷, 主要體現(xiàn)在各輪花器官數(shù)目的變化, 包括稃片、漿片、雄蕊、雌蕊, 多數(shù)小穗內(nèi)具 2～3朵類似小花?；ㄆ鞴俚淖儺愒谟姿敕只诘母骰ㄆ鞴僭只瘯r(shí)就已形成。mf2突變體表型受單隱性核基因控制, 該基因被定位于第1染色體的標(biāo)記SSR39108和InD39210之間, 區(qū)間大小約為102 kb。

[1]Guo S, Sun B, Looi L S, Xu Y, Gan E S, Huang J, Ito T.Co-ordination of flower development through epigenetic regulation in two model species: rice and Arabidopsis. Plant Cell Physiol, 2015, 56: 830–842

[2]Yanofsky M F. Floral meristems to floral organs: genes controlling early events in Arabidopsis flower development. Annu Rev Plant Physiol Plant Mol Biol, 1995, 46: 167–188

[3]Fornara F, Marziani G, Mizzi L, Kater M, Colombo L.MADS-box genes controlling flower development in rice. Plant Biol, 2003, 5: 16–22

[4]田大剛, 劉華清, 蘇軍, 張禮華, 王鋒. 水稻與擬南芥中控制花器官發(fā)育MADS-box基因的比較研究進(jìn)展. 福建農(nóng)業(yè)學(xué)報(bào),2011, 26: 309–320 Tian D G, Liu H Q, Su J, Zhang L H, Wang F. Flower-Development-Controlling MADS-box genes in rice and Arabidopsis thaliana. Fujian J Agric Sci, 2011, 36: 309–320 (in Chinese with English abstract)

[5]Yoshida H, Nagato Y. Flower development in rice. J Exp Bot,2011, 62: 4719–4730

[6]Takahashi M, Nagasawa N, Kitano H, Nagato Y. Panicle phytomer 1 mutations affect the panicle architecture of rice. Theor Appl Genet, 1998, 96: 1050–1056

[7]Kyozuka J, Konishi S, Nemoto K, Izawa T, Shimamoto K.Down-regulation of RFL, the FLO/LFY homolog of rice, accompanied with panicle branch initiation. Proc Natl Acad Sci USA,1998, 95: 1979–1982

[8]Jeon J S, Jang S, Lee S, Nam J, Kim C, Lee S H, Chung Y Y,Kim S R, Lee Y H, Cho Y G. Leafy hull sterile 1 is a homeotic mutation in a rice MADS box gene affecting rice flower development. Plant Cell, 2000, 12: 871–884

[9]Chanhong K, Donghoon J, An G H. Molecular cloning and characterization of OsLRK1 encoding a putative receptor-like protein kinase from Oryza sativa. Plant Sci, 2000, 152: 17–26

[10]Jang S, Lee B, Kim C, Kim S J, Yim J, Han J J, Lee S, Kim S R,An G. The OsFOR1 gene encodes a polygalacturonase-inhibiting protein (PGIP) that regulates floral organ number in rice. Plant Mol Biol, 2003, 53: 357–369

[11]Suzaki T, Sato M, Ashikari M, Miyoshi M, Nagato Y, Hirano H Y. The gene FLORAL ORGAN NUMBER1 regulates floral meristern size in rice and encodes a leucine-rich repeat receptor kinase orthologous to Arabidopsis CLAVATA1. Development,2004, 131: 5649–5657

[12]Chu H, Qian Q, Liang W, Yin C, Tan H, Yao X, Yuan Z, Yang J,Huang H, Luo D. The FLORAL ORGAN NUMBER4 gene encoding a putative ortholog of Arabidopsis CLAVATA3 regulates apical meristem size in rice. Plant Physiol, 2006, 142: 1039–1052[13]Suzaki T, Toriba T, Fujimoto M, Tsutsumi N, Kitano H, Hirano H Y. Conservation and diversification of meristem maintenance mechanism in Oryza sativa: function of the FLORAL ORGAN NUMBER2 gene. Plant Cell Physiol, 2006, 47: 1591–1602

[14]Zhao L, Xu S, Chai T, Tai W. OsAP2-1, an AP2-like gene from Oryza sativa, is required for flower development and male fertility. Plant Reprod, 2006, 19: 197–206

[15]Lee D Y, Lee J, Moon S, Park S Y, An G. The rice heterochronic gene SUPERNUMERARY BRACT regulates the transition from spikelet meristem to floral meristem. Plant J, 2007, 49: 64–78

[16]Sun Q, Zhou D X. Rice jmjC domain-containing gene JMJ706 encodes H3K9 demethylase required for floral organ development. Proc Natl Acad Sci USA, 2008, 105: 13679–13684

[17]Li H, Xue D, Gao Z, Yan M, Xu W, Xing Z, Huang D, Qian Q,Xue Y. A putative lipase gene EXTRA GLUME1 regulates both empty-glume fate and spikelet development in rice. Plant J Cell Mol Biol, 2009, 57: 593–605

[18]Xiao H, Tang J, Li Y, Wang W, Li X, Jin L, Xie R, Luo H, Zhao X, Meng Z. STAMENLESS 1, encoding a single C2H2 zinc finger protein, regulates floral organ identity in rice. Plant J, 2009, 59:789–801

[19]Ren D Y, Li Y F, Wang Z, Xu F F, Guo S, Zhao F M, Sang X C,Ling Y H, He G H.. Identification and gene mapping of a multi-floret spikelet 1 (mfsl) mutant associated with spikelet development in rice. J Integr Agric, 2012, 11: 1574–1579

[20]Wang N, Li Y F, Sang X C, Ling Y H, Zhao F M, Yang Z L, He G H. Nonstop glumes (nsg), a novel mutant affects spikelet development in rice. Genes & Genomics, 2013, 35: 149–157

[21]Cai Q, Yuan Z, Chen M, Yin C, Luo Z, Zhao X, Liang W, Hu J,Zhang D. Jasmonic acid regulates spikelet development in rice.Nat Commun, 2014, 5: 3476

[22]Zhang J, Tang W, Huang Y, Niu X, Zhao Y, Han Y, Liu Y.Down-regulation of a LBD-like gene, OsIG1, leads to occurrence of unusual double ovules and developmental abnormalities of various floral organs and megagametophyte in rice. J Exp Bot,2015, 66: 99–112

[23]Wang H H, Zhang L, Cai Q, Jin Z M, Zhao X X, Huang Q M,Luo Z J, Chen M J, Zhang D B, Yuan Z. OsMADS32 interacts with PI-like proteins and regulates rice flower development. J Integr Plant Biol, 2015, 57: 504–513

[24]Yang C, Ma Y, Li J. The rice YABBY4 gene regulates plant growth and development through modulating the gibberellin pathway. J Exp Bot, 2016, 67: 5545–5556

[25]李云峰, 楊正林, 凌英華, 王楠, 任德勇, 王增, 何光華. 水稻多小花小穗突變體 mf1的鑒定與基因定位. 作物學(xué)報(bào), 2011,37: 280–285 Li Y F, Yang Z L, Ling Y H, Wang N, Ren D Y, Wang Z, He G H. Characterization and gene mapping of a spikelet mutant mf1 in rice. Acta Agron Sin, 2011, 37: 280–285 (in Chinese with English abstract)

[26]Murray M G, Thompson W F. Rapid isolation of high molecular weight plant DNA. Nucl Acids Res, 1980, 8: 4321–4326

[27]Michelmore R W, Paran I, Kesseli R V. Identification of markers linked to disease-resistance genes by bulked segregant analysis: a rapid method to detect markers in specific genomic regions by using segregating populations. Proc Natl Acad Sci USA, 1991, 88:9828–9832

[28]趙利峰, 柴團(tuán)耀. AP2/EREBP轉(zhuǎn)錄因子在植物發(fā)育和脅迫應(yīng)答中的作用. 植物學(xué)通報(bào), 2008, 25: 89–101 Zhao L F, Chai T Y. Roles of AP2/EREBP family of transcription factors in development and stress response of plants, Chin Bull Bot, 2008, 25: 89–101 (in Chinese with English abstract)

[29]Poethig R S. Phase change and the regulation of developmental timing in plants. Science, 2003, 301: 334–336

[30]Feng L, Gao Z, Xiao G, Huang R, Zhang H. Leucine-rich repeat receptor-like kinase FON1 regulates drought stress and seed germination by activating the expression of ABA-responsive fenes in rice. Plant Mol Biol Rep, 2014, 32: 1158–1168

[31]Jiang L, Qian Q, Mao L, Zhou Q Y, Zhai W X. Characterization of the rice floral organ number mutant fon3. J Integr Plant Biol,2005, 47: 100–106

[32]Li Y, Xu P, Zhang H, Peng H, Zhang Q, Wang X, Wu X. Characterization and identification of a novel mutant fon(t) on floral organ number and floral organ identity in rice. J Genet Genomics,2007, 34: 730–737

[33]Kaplinsky N J, Freeling M. Combinatorial control of meristem identity in maize inflorescences. Development, 2003, 130:1149–1158

[34]Lee D Y, An G. Two AP2 family genes, SUPERNUMERARY BRACT (SNB) and OsINDETERMINATE SPIKELET 1 (OsIDS1),synergistically control inflorescence architecture and floral meristem establishment in rice. Plant J, 2012, 69: 445–461

[35]Padham A K, Hopkins M T, Wang T W, Mcnamara L M, Lo M,Richardson L G, Smith M D, Taylor C A, Thompson J E. Characterization of a plastid triacylglycerol lipase from Arabidopsis.Plant Physiol, 2007, 143: 1372–1384

[36]Zhang B, Wu S, Zhang Y, Xu T, Guo F, Tang H, Li X, Wang P,Qian W, Xue Y. A high temperature-dependent mitochondrial lipase EXTRA GLUME1 promotes floral phenotypic robustness against temperature fluctuation in rice (Oryza sativa L.). PLoS Genet, 2016, 12: e1006152