張　亮,王曉娟,王　強(qiáng),王　茜,張?jiān)骑w,金　樑,*

1 蘭州大學(xué), 草地農(nóng)業(yè)生態(tài)系統(tǒng)國(guó)家重點(diǎn)實(shí)驗(yàn)室 草地農(nóng)業(yè)科技學(xué)院, 蘭州　730020 2 上海自然博物館, 自然史研究中心,上海科技館, 上?！?00127

?

同位素示蹤技術(shù)在叢枝菌根真菌生態(tài)學(xué)研究中的應(yīng)用

張亮1,王曉娟2,王強(qiáng)1,王茜1,張?jiān)骑w2,金樑2,*

1 蘭州大學(xué), 草地農(nóng)業(yè)生態(tài)系統(tǒng)國(guó)家重點(diǎn)實(shí)驗(yàn)室 草地農(nóng)業(yè)科技學(xué)院, 蘭州730020 2 上海自然博物館, 自然史研究中心,上?？萍拣^, 上海200127

摘要:叢枝菌根(arbuscular mycorrhizal,AM)真菌是生態(tài)系統(tǒng)中重要的土壤微生物之一。AM真菌菌絲體網(wǎng)絡(luò)是由AM真菌菌絲體在土壤生態(tài)系統(tǒng)中連接兩株或兩株以上植物根系所形成的菌絲體網(wǎng)絡(luò)。隨著菌根學(xué)研究的深入,如何直觀的揭示AM真菌的生態(tài)學(xué)功能已經(jīng)成為相關(guān)領(lǐng)域關(guān)注的熱點(diǎn)問題。研究發(fā)現(xiàn),利用同位素示蹤技術(shù)可以開展AM真菌與宿主植物對(duì)土壤礦質(zhì)營(yíng)養(yǎng)的吸收、轉(zhuǎn)運(yùn)等方面的研究,以及菌絲體網(wǎng)絡(luò)對(duì)不同宿主植物之間營(yíng)養(yǎng)物質(zhì)的分配研究和AM真菌在生態(tài)系統(tǒng)生態(tài)學(xué)中的功能研究?；诖?為了闡明同位素示蹤技術(shù)在AM真菌研究中的價(jià)值,圍繞菌根學(xué)最新研究進(jìn)展,系統(tǒng)回顧了利用同位素示蹤技術(shù)探究AM共生體對(duì)不同元素吸收和轉(zhuǎn)運(yùn)的機(jī)制、同位素示蹤技術(shù)在AM真菌菌絲體網(wǎng)絡(luò)研究中的價(jià)值和利用同位素示蹤技術(shù)研究AM真菌在生態(tài)系統(tǒng)中的功能,為AM真菌生態(tài)學(xué)功能的研究提供理論基礎(chǔ),并對(duì)本領(lǐng)域未來的研究方向和應(yīng)用前景進(jìn)行展望。

關(guān)鍵詞：叢枝菌根真菌；叢枝菌根網(wǎng)絡(luò)；生態(tài)系統(tǒng)；同位素示蹤技術(shù)；吸收和轉(zhuǎn)運(yùn)機(jī)制

AM真菌是陸地生態(tài)系統(tǒng)中的重要組成部分,可以與大約80%陸生高等植物的根系形成互惠共生體。AM菌根共生體可以提高宿主植物對(duì)土壤礦質(zhì)營(yíng)養(yǎng)元素的吸收,促進(jìn)植物的生長(zhǎng)發(fā)育[1]。AM真菌菌絲體通過連接兩株或兩株以上植物根系形成叢枝菌根網(wǎng)絡(luò)(arbuscular mycorrhizal network,AMN),從而調(diào)節(jié)植物之間營(yíng)養(yǎng)物質(zhì)的分配和對(duì)資源的競(jìng)爭(zhēng)[2]。通過AMN,植物之間可以相互傳遞水分、礦質(zhì)營(yíng)養(yǎng)、化感物質(zhì),甚至信號(hào)物質(zhì)等[3]。

隨著菌根學(xué)研究的深入,當(dāng)前的菌根生態(tài)學(xué)研究已經(jīng)從個(gè)體、種群水平向群落和生態(tài)系統(tǒng)生態(tài)學(xué)方向發(fā)展,如何直觀的揭示AM真菌的生態(tài)學(xué)功能已經(jīng)成為相關(guān)領(lǐng)域關(guān)注的熱點(diǎn)問題。研究發(fā)現(xiàn),利用同位素示蹤技術(shù)可以開展AM真菌與宿主植物對(duì)土壤礦質(zhì)營(yíng)養(yǎng)的吸收、轉(zhuǎn)運(yùn)等方面的研究。如利用32P或33P示蹤技術(shù)研究發(fā)現(xiàn)菌根途徑在植物吸收P元素過程中起到非常重要的作用。與非菌根營(yíng)養(yǎng)植物相比,菌根營(yíng)養(yǎng)植物在接種AM真菌后可以促進(jìn)植物吸收更多的P元素,并將其轉(zhuǎn)運(yùn)給宿主植物利用[4]。另一方面,利用同位素示蹤技術(shù)可以開展菌絲體網(wǎng)絡(luò)對(duì)不同宿主植物之間營(yíng)養(yǎng)物質(zhì)的分配研究。在植物群落中,利用同位素示蹤技術(shù)研究表明AMN在植物之間營(yíng)養(yǎng)物質(zhì)分配和資源競(jìng)爭(zhēng)中發(fā)揮了重要的調(diào)節(jié)作用[5- 6],而且也可以利用同位素示蹤技術(shù)開展AM真菌在生態(tài)系統(tǒng)生態(tài)學(xué)中的功能研究。如利用15N和13C研究發(fā)現(xiàn)AMN可以促進(jìn)生態(tài)系統(tǒng)中的C循環(huán)和N循環(huán)[7]?；诖?為了闡明同位素示蹤技術(shù)在叢枝菌根生態(tài)學(xué)研究中的價(jià)值與功能,本研究擬圍繞同位素示蹤技術(shù)在菌根生態(tài)學(xué)領(lǐng)域已經(jīng)取得的成果進(jìn)行綜述,以期為揭示AM真菌的生態(tài)學(xué)功能提供理論依據(jù)。

1AM共生體對(duì)不同營(yíng)養(yǎng)元素吸收和轉(zhuǎn)運(yùn)的機(jī)制

目前,有關(guān)AM真菌的研究多關(guān)注其對(duì)宿主植物生長(zhǎng)的促生效應(yīng),其中AM真菌菌絲體網(wǎng)絡(luò)對(duì)營(yíng)養(yǎng)元素的吸收和轉(zhuǎn)運(yùn)在菌根營(yíng)養(yǎng)植物吸收土壤礦質(zhì)營(yíng)養(yǎng)中占有重要地位。AM真菌與植物之間形成互惠共生的依據(jù)是營(yíng)養(yǎng)的雙向運(yùn)輸。植物供給AM真菌光合產(chǎn)物,而AM真菌可以促進(jìn)宿主植物根系提高對(duì)土壤中低濃度、移動(dòng)性弱的營(yíng)養(yǎng)元素的吸收,尤其是P元素[8]。利用同位素示蹤技術(shù)研究證實(shí),AM真菌菌絲體能夠從土壤中獲取營(yíng)養(yǎng)物質(zhì)(如N、P、K等),并將其轉(zhuǎn)運(yùn)給宿主植物以供其生長(zhǎng)利用[9]。

1.1AM真菌吸收、轉(zhuǎn)運(yùn)P元素

由于植物根際土壤中P元素的移動(dòng)性較差,植物根系只能吸收根毛到達(dá)區(qū)域的P,造成該土壤微區(qū)域中P元素的匱乏。AM真菌和宿主植物形成菌根共生體,擴(kuò)大宿主植物根系的吸收范圍。研究發(fā)現(xiàn)AM真菌菌絲體可以擴(kuò)散至距離植物根系至少11 cm處的土壤區(qū)域[10]。Smith等[8]利用32P示蹤技術(shù)研究AM真菌根外菌絲體對(duì)土壤中P元素的吸收和轉(zhuǎn)運(yùn),發(fā)現(xiàn)AM真菌菌絲體可以生長(zhǎng)穿過營(yíng)養(yǎng)匱乏區(qū),進(jìn)而可以吸收較遠(yuǎn)處的P元素。32P示蹤技術(shù)在白車軸草(Trifoliumrepens)實(shí)驗(yàn)中也證實(shí)AM真菌顯著促進(jìn)宿主植物對(duì)P元素的吸收,其機(jī)理是由于AM真菌增強(qiáng)了根系細(xì)胞膜表面P轉(zhuǎn)運(yùn)蛋白的活性[11]。Ardakani等[11]利用32P示蹤技術(shù)研究不同AM真菌種類和不同小麥品種對(duì)小麥植株吸收營(yíng)養(yǎng)元素的影響,發(fā)現(xiàn)菌根共生體吸收效率越高,小麥獲取的32P越多。AM真菌能夠促進(jìn)植物對(duì)土壤中P元素的吸收,但土壤中P元素的含量顯著影響AM真菌與植物之間的互作：當(dāng)土壤中可溶性P含量稀少時(shí),植物通過菌根共生體而獲益；當(dāng)土壤中可溶性P含量豐富時(shí),植物依賴自身的根系即可吸收到充足的P營(yíng)養(yǎng),導(dǎo)致從AM共生體處獲取的P元素減少或不提供P元素。同時(shí)AM真菌作為專性共生微生物,仍需從宿主植物處獲取光合產(chǎn)物,導(dǎo)致AM真菌對(duì)宿主植物的種間關(guān)系轉(zhuǎn)變?yōu)橹行孕?yīng)或抑制效應(yīng)[12]。

隨著相鄰植物根系對(duì)土壤中P元素的消耗造成根系直接吸收土壤中P元素的量減少[8],由菌根途徑吸收的P元素在植物體內(nèi)P營(yíng)養(yǎng)中起到重要作用。菌根植物可以通過根系表皮和根毛直接吸收P元素,或者通過AM真菌的根外菌絲吸收。同位素示蹤技術(shù)研究菌根共生體對(duì)P的吸收機(jī)制,發(fā)現(xiàn)菌根植物吸收過程包括植物根系直接吸收途徑和菌根途徑[4]。根系直接吸收過程主要是在根系表皮和根毛中高親和力磷酸轉(zhuǎn)運(yùn)蛋白的作用下對(duì)磷酸鹽進(jìn)行吸收、轉(zhuǎn)運(yùn)。菌根途徑主要位于根毛區(qū),通過AM真菌根外菌絲體中高親和力磷酸轉(zhuǎn)運(yùn)蛋白將土壤中的P以磷酸鹽顆粒形式吸收到根外菌絲體內(nèi),受電化學(xué)勢(shì)梯度的制約,在根外菌絲體內(nèi)將磷酸鹽轉(zhuǎn)化為帶負(fù)電荷的多聚磷酸鹽,再將其轉(zhuǎn)移到根內(nèi)菌絲體中。多聚磷酸鹽在根內(nèi)菌絲體中轉(zhuǎn)化為磷酸鹽,隨后將其轉(zhuǎn)運(yùn)釋放到根系細(xì)胞間,通過質(zhì)外體途徑進(jìn)行轉(zhuǎn)運(yùn),最后在H+-ATPases酶和磷酸轉(zhuǎn)運(yùn)蛋白的共同作用下將磷酸鹽轉(zhuǎn)運(yùn)入根系皮層細(xì)胞,進(jìn)入生理生化代謝循環(huán)(圖1)。

圖1　菌根營(yíng)養(yǎng)植物根系直接或通過AM共生體吸收32P的過程示意圖Fig.1　The process of root uptake32P directly or through AM symbionts in mycotrophic plant roots圖中藍(lán)色圓圈表示磷酸轉(zhuǎn)運(yùn)蛋白；洋紅色三角形表示H+-ATPases酶；紅色曲線條表示AM真菌菌絲；菌根界面表示根內(nèi)菌絲在皮層細(xì)胞中形成的叢枝結(jié)構(gòu)和AM共生體對(duì)32P的轉(zhuǎn)運(yùn)過程;植物根系快速吸收土壤中的P元素,造成靠近根系土壤區(qū)域?yàn)镻匱乏區(qū),而AM真菌菌絲體可以穿過P匱乏區(qū)吸收距離植物根系較遠(yuǎn)處的P元素

1.2AM真菌吸收轉(zhuǎn)運(yùn)N元素

同位素示蹤技術(shù)研究證實(shí)AM真菌可以吸收土壤中不同形態(tài)的N元素,包括有機(jī)N和無機(jī)N[16]。Frey等[17]利用同位素示蹤技術(shù),采用分室培養(yǎng)系統(tǒng)研究發(fā)現(xiàn)AM真菌菌絲體吸收轉(zhuǎn)運(yùn)給宿主植物的N元素最高可達(dá)到植物總吸收N量的30%。同位素示蹤技術(shù)不僅證實(shí)AM真菌可以吸收轉(zhuǎn)運(yùn)土壤中的N元素,而且可以確定AM真菌供給宿主植物根系N元素的量。

1.2.1AM真菌對(duì)無機(jī)N的吸收轉(zhuǎn)運(yùn)

采用分室培養(yǎng)系統(tǒng),發(fā)現(xiàn)摩西球囊霉(Glomusmosseae)侵染芹菜后菌絲室內(nèi)15N轉(zhuǎn)運(yùn)給芹菜的量比未接種AM真菌的芹菜更多；而且當(dāng)土壤中的N元素被強(qiáng)烈吸附于粘土礦物、僅以少量的銨態(tài)N形式存在時(shí),AM真菌對(duì)植物吸收N元素起到重要作用[10]。此外,利用15N示蹤技術(shù)研究AM真菌孢子中的N來源,證實(shí)AM真菌孢子中的N源大部分是從土壤中獲得,少量N源通過根系分泌物獲取[22]。

1.2.2AM真菌對(duì)有機(jī)N的吸收轉(zhuǎn)運(yùn)

有機(jī)N占土壤總N的絕大部分,研究發(fā)現(xiàn)AM真菌能夠利用土壤中的有機(jī)N。如Jin等[23]研究證實(shí)在單菌培養(yǎng)條件下根內(nèi)球囊霉(Glomusintraradices)的根外菌絲體可以吸收精氨酸。采用15N示蹤技術(shù),研究發(fā)現(xiàn)與不接種植物相比,菌根植物能更有效地吸收一些簡(jiǎn)單的有機(jī)態(tài)N元素,如氨基酸[24]。

利用同位素示蹤技術(shù)研究表明,AM真菌可以從復(fù)雜的有機(jī)N中吸收N元素。Leigh等[25]將磨碎的植物地上部材料作為有機(jī)物質(zhì)添加到菌絲室中,采用13C和15N示蹤技術(shù)研究AM真菌能否分解有機(jī)N？結(jié)果發(fā)現(xiàn)植物通過AM共生體可以獲取15N,但AM真菌沒有轉(zhuǎn)運(yùn)13C,表明有機(jī)N沒有被AM真菌菌絲體吸收轉(zhuǎn)運(yùn)給宿主植物[25]。Hodge等[26]研究發(fā)現(xiàn)AM共生體提高了土壤中有機(jī)物質(zhì)(植物葉片)的分解,通過AM共生體從有機(jī)物質(zhì)中獲取的15N占有機(jī)物質(zhì)中總N量的72%,但獲取的這部分15N僅僅占植物總N量的7%。利用15N標(biāo)記磨碎的黑麥草地上部材料作為有機(jī)物質(zhì),研究AM真菌菌絲體對(duì)有機(jī)物質(zhì)中N元素的吸收轉(zhuǎn)運(yùn),采用三分室培養(yǎng)系統(tǒng)研究發(fā)現(xiàn)AM真菌菌絲體進(jìn)入有機(jī)物質(zhì)分室中的菌絲體數(shù)量超過未接種植物分室中的菌絲體數(shù)量。此外,接種室中植物15N含量占有機(jī)物質(zhì)中總N量的15%,而對(duì)照組接種植物分室中的植物15N含量?jī)H為5%,表明接種AM真菌后植物獲得的額外N元素是由AM真菌菌絲體轉(zhuǎn)運(yùn)給宿主植物[26]。Hodge等[27]研究發(fā)現(xiàn)AM真菌菌絲體可以獲取有機(jī)物質(zhì)中的15N,并且與有機(jī)物質(zhì)中菌絲體的增殖有關(guān),但AM真菌菌絲體中沒有13C富集。說明AM真菌獲取的是無機(jī)態(tài)N,而不是有機(jī)態(tài)N,可能是由于AM真菌沒有腐生能力,不能分解有機(jī)物質(zhì)。Smith等[1]研究發(fā)現(xiàn)AM共生體與外生菌根、歐石蘭類菌根不同,AM真菌沒有參與有機(jī)質(zhì)中N的分解,但AM真菌可以促進(jìn)將礦化的無機(jī)N轉(zhuǎn)運(yùn)給宿主植物。

1.2.3AM真菌對(duì)N元素的吸收轉(zhuǎn)運(yùn)機(jī)制

1.3AM共生體與C元素的分配

同位素示蹤技術(shù)研究發(fā)現(xiàn)宿主植物可以為AM真菌分配C元素。Lekberg等[28]利用13CO2標(biāo)記仙女菊根姑草(Hypochoerisradicata),研究發(fā)現(xiàn)在冰凍的氣候條件下植物可以將大約30%的光合產(chǎn)物(C)分配給AM真菌。Fitter[29]研究發(fā)現(xiàn)植物可以為AM真菌供給C元素,并且經(jīng)過AM真菌菌絲體將13C釋放到根際土壤區(qū)域。分析其原因是由于宿主植物供給AM真菌C元素營(yíng)養(yǎng)是為了其自身可以通過AM真菌菌絲體的反饋?zhàn)饔毛@取土壤中的礦質(zhì)營(yíng)養(yǎng)[30]。

1.4AM真菌對(duì)其他元素的選擇性吸收

AM真菌菌絲體可以吸收和轉(zhuǎn)運(yùn)必需營(yíng)養(yǎng),而有關(guān)AM真菌對(duì)非必需元素的響應(yīng)性研究較少。利用必需元素33P和非必需元素233U開展AM真菌對(duì)不同元素的吸收轉(zhuǎn)運(yùn)機(jī)制研究,發(fā)現(xiàn)AM真菌對(duì)不同元素具有不同的吸收策略,AM真菌菌絲體吸收必需元素的量遠(yuǎn)大于非必需元素的量。另一方面,AM真菌菌絲體自身存在有效的機(jī)制可以抑制對(duì)非必需元素233U的吸收和轉(zhuǎn)移,并且AM真菌菌絲體對(duì)非必需元素具有較強(qiáng)的隔離功能[34]。這一研究結(jié)果與Rufyikiri等[35]研究AM真菌減少植物吸收重金屬元素,緩解重金屬毒害的作用一致。AM真菌菌絲體對(duì)非必需元素的吸收和轉(zhuǎn)運(yùn)遠(yuǎn)低于必需元素。接種摩西球囊霉(G.mosseae)研究AM真菌菌絲體對(duì)32P、65Zn、35S的吸收轉(zhuǎn)運(yùn),發(fā)現(xiàn)AM真菌對(duì)32P吸收轉(zhuǎn)運(yùn)效率最高,而對(duì)65Zn效率非常低[36]。Bago等[37]研究AM真菌對(duì)不同元素吸收的差異性,發(fā)現(xiàn)AM真菌菌絲體內(nèi)可以產(chǎn)生復(fù)雜的代謝過程調(diào)控其對(duì)不同元素的吸收。

AM真菌可以吸收土壤環(huán)境中的重金屬元素,Entry等[38]利用137Cs和90Sr示蹤技術(shù)研究發(fā)現(xiàn)摩西球囊霉(G.mosseae)或者根內(nèi)球囊霉(G.intraradices)能夠吸收137Cs和90Sr等有害元素,減輕其對(duì)土壤環(huán)境的危害。Zaefarian等[39]利用同位素示蹤技術(shù)研究菌根植物對(duì)土壤中重金屬元素的吸收,發(fā)現(xiàn)紫花苜蓿(MedicagosativaL.)和摩西球囊霉(G.mosseae)形成的AM共生體能夠高效地吸收Co元素和Pb元素,可以對(duì)重金屬污染土壤進(jìn)行修復(fù),表明接種AM真菌可以作為修復(fù)和改造放射性同位素污染地區(qū)的一種低成本策略。

2同位素示蹤技術(shù)在菌絲體網(wǎng)絡(luò)研究中的價(jià)值

AM真菌菌絲體網(wǎng)絡(luò)可以接受植物分配的C元素,也可以從土壤中吸收礦質(zhì)營(yíng)養(yǎng),促進(jìn)地下資源的分配。Pietik?inen等[40]研究發(fā)現(xiàn)AMN增加植物對(duì)營(yíng)養(yǎng)的競(jìng)爭(zhēng)和分配。植物個(gè)體通過AMN分配地下資源,由此產(chǎn)生資源競(jìng)爭(zhēng)或資源共享,進(jìn)而調(diào)節(jié)植物之間的營(yíng)養(yǎng)流動(dòng)[41]。目前利用同位素示蹤技術(shù)研究AMN在地下資源分配和植物之間營(yíng)養(yǎng)物質(zhì)的流動(dòng)日趨增多,發(fā)現(xiàn)AMN可以在菌根植物之間轉(zhuǎn)運(yùn)營(yíng)養(yǎng)物質(zhì)(P、N、C)和水分[42]。

2.1同位素示蹤技術(shù)在地下資源調(diào)節(jié)中的應(yīng)用

在植物群落中,當(dāng)AM真菌形成的菌絲體網(wǎng)絡(luò)連接同種或者異種植物時(shí),AMN將吸收到的營(yíng)養(yǎng)物質(zhì)依據(jù)不同植物對(duì)養(yǎng)分的需求程度進(jìn)行分配。利用同位素示蹤技術(shù)研究表明AMN進(jìn)行地下資源分配存在一定的分配模式。如Walder等[43]研究菌絲體網(wǎng)絡(luò)在亞麻(Linumusitatissimum)和高粱(Sorghumbicolor)混合種植群落中的地下資源分配模式,發(fā)現(xiàn)亞麻供給AM真菌很少的C元素營(yíng)養(yǎng),但通過菌絲體網(wǎng)絡(luò)獲得的15N和33P比例卻高達(dá)94%,從而促進(jìn)亞麻生長(zhǎng)。高粱雖然供給AM真菌大量的C元素,但AM真菌菌絲體網(wǎng)絡(luò)供給高粱的15N和33P卻很少[43]。Lekberg等[30]研究發(fā)現(xiàn)植物供給AMN充足的13C,促進(jìn)了AM真菌將吸收的32P轉(zhuǎn)運(yùn)給宿主植物。與轉(zhuǎn)運(yùn)光合產(chǎn)物和礦質(zhì)營(yíng)養(yǎng)元素類似,同位素示蹤技術(shù)研究證實(shí)水分也可以通過地下AMN在植物之間進(jìn)行傳輸。如Egerton-Warburton等[44]利用同位素示蹤技術(shù)研究發(fā)現(xiàn)AMN可以在植物之間傳遞水分,并且通過菌絲體網(wǎng)絡(luò)轉(zhuǎn)運(yùn)的水分對(duì)處于干旱脅迫條件下植物的生存具有重要的作用。

AMN在維持植物群落穩(wěn)定性方面也發(fā)揮了重要作用。利用同位素示蹤技術(shù)研究證實(shí)通過菌絲體網(wǎng)絡(luò),植物之間可以相互轉(zhuǎn)運(yùn)地下資源,使?fàn)I養(yǎng)物質(zhì)在不同植物之間能夠迅速的傳輸,從而實(shí)現(xiàn)地下資源的合理分配[41, 43]。

2.2同位素示蹤技術(shù)在不同植物之間營(yíng)養(yǎng)物質(zhì)分配調(diào)控中的應(yīng)用

利用同位素示蹤技術(shù)研究發(fā)現(xiàn)植物根系之間形成的菌絲體網(wǎng)絡(luò)可以轉(zhuǎn)運(yùn)營(yíng)養(yǎng)物質(zhì)。Ren等[45]采用分室培養(yǎng)法,利用20 μm孔徑的尼龍網(wǎng)將PVC盒隔成菌絲室和根系室,菌絲室中種植水稻(Oryzasativa)和接種摩西球囊霉(G.mosseae),根系室間種水稻或者西瓜(Citrulluslanatus),利用14CO2標(biāo)記菌絲室中的植物,結(jié)果表明通過AMN可以將14C轉(zhuǎn)運(yùn)給根系室中的水稻或者西瓜。利用14CO2標(biāo)記植物葉片研究美洲豬牙花(Erythroniumamericanum)和糖槭(Acersaccharum)之間形成菌絲體網(wǎng)絡(luò)的功能,發(fā)現(xiàn)14CO2標(biāo)記美洲豬牙花葉片后,不僅在糖槭的地上部含有14C,也在糖槭的根系中發(fā)現(xiàn)14C,表明AMN可以將14C從供體植物轉(zhuǎn)運(yùn)給受體植物[42],AMN在不同植物之間C轉(zhuǎn)運(yùn)方面具有重要作用。Fitter等[46]研究發(fā)現(xiàn)AM真菌將13C轉(zhuǎn)運(yùn)給受體植物的根系與以上研究結(jié)果相一致。穩(wěn)定同位素分析法證實(shí),大多數(shù)無葉綠體的異養(yǎng)型植物可以通過AMN獲取13C,或者間接地從鄰近自養(yǎng)型植物中獲取營(yíng)養(yǎng)元素[47]。

同位素示蹤技術(shù)也可應(yīng)用于AMN在供體植物和受體植物之間的營(yíng)養(yǎng)分配研究。雖然Jalonen 等[48]報(bào)道N元素很少通過菌根網(wǎng)絡(luò)進(jìn)行轉(zhuǎn)運(yùn)。但其他研究表明AMN在不同植株之間對(duì)15N的轉(zhuǎn)運(yùn)起到重要作用[49]。利用15N標(biāo)記供體植物,研究受體植物中的N的豐度,結(jié)果發(fā)現(xiàn)AMN可以為受體植物轉(zhuǎn)運(yùn)大量的N元素[50]。Mikkelsen等[8]利用32P作為示蹤劑,研究AM真菌菌絲體融合對(duì)AMN轉(zhuǎn)運(yùn)P元素的影響,發(fā)現(xiàn)P元素可以在單一AM真菌菌絲體中轉(zhuǎn)運(yùn),并且同種AM真菌菌絲體融合形成的AMN可以將32P轉(zhuǎn)運(yùn)給受體植物,而不同種類AM真菌菌絲體之間很難發(fā)生菌絲體融合。同位素示蹤技術(shù)也應(yīng)用于AMN在成株植物和幼苗之間對(duì)營(yíng)養(yǎng)物質(zhì)的競(jìng)爭(zhēng)研究,如利用32P同位素研究發(fā)現(xiàn)根內(nèi)球囊霉形成的菌絲體網(wǎng)絡(luò)可以增加番茄(Solanumlycopersicon)幼苗和黃瓜(Cucumissativus)成株之間對(duì)P元素的競(jìng)爭(zhēng),黃瓜獲得大量的P元素,而番茄幼苗獲取的P元素不足,導(dǎo)致番茄幼苗生長(zhǎng)受抑制；通過刈割黃瓜成株地上部分可以緩解番茄幼苗的缺P癥狀,表明AMN可以將AM真菌菌絲體中的P元素轉(zhuǎn)運(yùn)給成株植物,而很少轉(zhuǎn)運(yùn)給幼苗,其原因是成株黃瓜可以為AM真菌提供大量的C元素[51]。

利用同位素示蹤技術(shù)研究證實(shí)AM真菌的根外菌絲為宿主植物提供大部分的礦質(zhì)營(yíng)養(yǎng)物質(zhì)。但是當(dāng)宿主植物的基本需求獲得滿足之后,AM真菌的促生作用可擴(kuò)展到整個(gè)植物群落,從而導(dǎo)致競(jìng)爭(zhēng)力強(qiáng)的植物減少對(duì)營(yíng)養(yǎng)物質(zhì)的獲取,而競(jìng)爭(zhēng)力弱的植物增大對(duì)營(yíng)養(yǎng)物質(zhì)的獲取,進(jìn)而對(duì)植物群落多樣性的穩(wěn)定和種類組成產(chǎn)生作用[6]。一般而言,植物幼苗生長(zhǎng)初期容易受到資源限制的影響,通過AMN使其與周圍植株連接起來,從而有助于幼苗的建植。當(dāng)植物幼苗接種AM真菌后,其建植、存活的機(jī)會(huì)將大大增加,有助于維持生態(tài)系統(tǒng)的植物多樣性。

3利用同位素示蹤技術(shù)研究AM真菌在生態(tài)系統(tǒng)中的功能

AM真菌是連接植物根系與土壤的重要橋梁,AM真菌根外菌絲體在植物根系之間形成菌絲橋,從而實(shí)現(xiàn)植物間 C、N、P 等礦質(zhì)營(yíng)養(yǎng)和信息的單向或雙向傳遞[52]。同時(shí)AM真菌分泌的球囊霉素是生態(tài)系統(tǒng)中重要有機(jī)物質(zhì)之一,以及球囊霉素對(duì)維持土壤結(jié)構(gòu)具有重要的功能[53]。利用同位素示蹤技術(shù)研究證實(shí)AM真菌在生態(tài)系統(tǒng)C循環(huán)和N循環(huán)中發(fā)揮了重要作用[7, 54]。

3.1碳同位素示蹤技術(shù)探究AM真菌在C循環(huán)中的作用

AM真菌獲取宿主植物的光合產(chǎn)物,其分泌的球囊霉素具有較高的碳含量,說明AM真菌具有很強(qiáng)的碳匯能力。土壤有機(jī)碳是生態(tài)系統(tǒng)中的重要組成成分,AM真菌分泌的球囊霉素有利于土壤有機(jī)碳的形成[53]。因此AM真菌的生物量和分泌到土壤中的代謝產(chǎn)物可以影響土壤的碳平衡。13C穩(wěn)定性同位素探針揭示了AM真菌參與C循環(huán)[55]。利用14C示蹤技術(shù)研究發(fā)現(xiàn)在土壤和植物界面中AM真菌對(duì)碳循環(huán)扮演重要角色,并且AM真菌在調(diào)節(jié)生物圈和大氣層之間14C循環(huán)中發(fā)揮重要作用。另外AM真菌還可分泌酸性磷酸酶和堿性磷酸酶,進(jìn)一步加強(qiáng)土壤團(tuán)聚體的形成,促進(jìn)土壤碳循環(huán)。此外,AM真菌將獲得的大量碳源通過呼吸作用釋放到大氣中,維持生態(tài)系統(tǒng)中的C循環(huán)[56]。

研究發(fā)現(xiàn),土壤中的AM真菌根外菌絲可以快速周轉(zhuǎn),高周轉(zhuǎn)率意味著AM真菌在全球碳循環(huán)中發(fā)揮重要作用[54]。利用14C示蹤技術(shù)研究發(fā)現(xiàn)AM真菌菌絲體在1周之內(nèi)周轉(zhuǎn)1次[56]。AM真菌菌絲體快速的周轉(zhuǎn)率與土壤中有機(jī)質(zhì)的形成和有機(jī)聚合體的分解息息相關(guān)[56]。Gamper 等[57]研究發(fā)現(xiàn)14CO2升高導(dǎo)致土壤中AM真菌對(duì)C的周轉(zhuǎn)率上升,這一過程可能與AM真菌對(duì)N或者P的代謝利用具有相關(guān)性。因此,AM真菌在營(yíng)養(yǎng)物質(zhì)代謝中的任何變化都將對(duì)C循環(huán)產(chǎn)生顯著作用。

3.2氮同位素示蹤技術(shù)研究AM真菌在N循環(huán)中的作用

土壤中N循環(huán)是由一系列土壤微生物驅(qū)動(dòng)的過程,利用同位素示蹤技術(shù)研究表明AM真菌直接或者間接地影響土壤生態(tài)系統(tǒng)中的N循環(huán)。15N示蹤技術(shù)表明,AMN能夠促進(jìn)不同植物之間N元素的傳輸,并且N元素礦質(zhì)營(yíng)養(yǎng)在叢枝菌根共生體中的傳輸過程經(jīng)歷了一個(gè)“無機(jī)—有機(jī)—無機(jī)”的轉(zhuǎn)變過程[18, 49],主要由AM真菌中的2個(gè)銨鹽轉(zhuǎn)運(yùn)蛋白基因調(diào)控,轉(zhuǎn)運(yùn)蛋白基因?qū)儆贛ep/Amt多基因家族的AMT1、AMT2、AMT3類型[58]。這一過程是N循環(huán)過程的重要組成部分,直接影響N循環(huán)。15N和13C標(biāo)記植物根系凋落物,結(jié)合分子技術(shù)研究發(fā)現(xiàn)AM真菌主要吸收無機(jī)態(tài)的N元素,生態(tài)系統(tǒng)中N的輸出是由AM真菌調(diào)節(jié)土壤微生物群落和凋落物分解過程的一種潛在機(jī)制調(diào)控[7]。AM真菌調(diào)節(jié)15N在供體植物和受體植物之間傳遞[50],從而影響植物生長(zhǎng)和競(jìng)爭(zhēng),進(jìn)而維持生態(tài)系統(tǒng)穩(wěn)定性。

利用15N和13C示蹤技術(shù)研究發(fā)現(xiàn)AM真菌對(duì)N元素的獲取能力很強(qiáng),并且AM真菌生物量占土壤微生物生物量的5%—10%[27]。研究發(fā)現(xiàn)AM真菌根外菌絲體具有較高的N含量,AM真菌本身代表了土壤中的一個(gè)N庫類型[26- 27]。另外,考慮到AM真菌在全球范圍分布的廣泛性[27],以及AM真菌根外菌絲體能夠迅速分解、轉(zhuǎn)化[56],說明AM真菌在N循環(huán)中扮演著重要作用。

3.3同位素自然豐度法探究AM真菌在C、N循環(huán)中的功能

15N和13C自然豐度法(δ15N和δ13C)不僅可以研究生物體中的營(yíng)養(yǎng)流動(dòng)和代謝途徑[59]。而且利用同位素自然豐度法可以研究叢枝菌根共生體之間的營(yíng)養(yǎng)分配。Courty等[60]利用N、C同位素自然豐度法研究AM真菌和宿主植物之間對(duì)C、N同位素分配的不同模式,發(fā)現(xiàn)AM真菌孢子中13C同位素的豐度低于宿主植物莖葉中13C同位素的豐度,但是AM真菌孢子中15N豐度高于宿主植物莖葉中的15N豐度。不同菌根共生體中AM真菌菌株中脂肪酸C16:1ω5和AM真菌孢子中的C同位素組成是顯著變化的,證實(shí)AM真菌和宿主植物之間的相互作用影響AM真菌共生體中的同位素豐度。

植物和土壤中的δ13C和δ15N值是評(píng)定不同生態(tài)系統(tǒng)中植物對(duì)營(yíng)養(yǎng)元素的吸收模式和反映生態(tài)系統(tǒng)中碳氮循環(huán)的有效指標(biāo)[61]。利用δ13C法可以測(cè)定AM真菌對(duì)土壤碳循環(huán)及土壤重要有機(jī)碳組分轉(zhuǎn)化的影響。與無菌根植物相比較,AM真菌改變了其C3宿主植物13C豐度[62],而Fonseca等[63]研究發(fā)現(xiàn)幼套球囊霉(Glomusetunicatum)不會(huì)誘導(dǎo)宿主植物高粱13C的富集,主要是由于AM真菌沒有腐生能力造成的。利用穩(wěn)定性同位素質(zhì)譜儀測(cè)定樣品中13C/12C比值,通過與標(biāo)準(zhǔn)碳同位素比值之差獲得δ13C值,表明AM真菌對(duì)生態(tài)系統(tǒng)中碳循環(huán)的調(diào)節(jié)能力。采用δ13C法研究農(nóng)田生態(tài)系統(tǒng)作物-土壤-大氣連續(xù)體中13C的變化規(guī)律,發(fā)現(xiàn)AM真菌促進(jìn)土壤有機(jī)碳的累積及其分解轉(zhuǎn)化過程[54, 56],調(diào)節(jié)碳循環(huán)過程。

δ15N法可以反映生態(tài)系統(tǒng)中N的輸入、輸出和N同位素分餾過程[59]。AM真菌通過與腐生真菌和細(xì)菌競(jìng)爭(zhēng)N元素而影響土壤中的N有效性,并且AM真菌可以同化無機(jī)N和有機(jī)N,增加了植物δ15N值[64]。AM真菌調(diào)節(jié)生態(tài)系統(tǒng)中的N損失率是通過影響腐生真菌和細(xì)菌作用下的硝化作用和反硝化作用而造成的。Hobbie等[64]研究AM真菌和其他土壤微生物之間的共同作用對(duì)植物和土壤中δ15N值的影響,發(fā)現(xiàn)AM真菌可以調(diào)節(jié)生態(tài)系統(tǒng)中的N損失率,并且δ15N值受氣候條件的影響。AM真菌調(diào)節(jié)植物群落,以及植物和土壤生態(tài)系統(tǒng)中的N流動(dòng),減少生態(tài)系統(tǒng)中N的損失,增加植物和土壤δ15N值[60],從而調(diào)控生態(tài)系統(tǒng)中的N循環(huán)過程。

4展望

綜上所述,自同位素示蹤技術(shù)應(yīng)用于菌根學(xué)領(lǐng)域以來,利用該技術(shù)研究AM真菌的生態(tài)學(xué)功能已經(jīng)成為菌根學(xué)研究的熱點(diǎn)之一。同位素示蹤技術(shù)是研究AM真菌吸收轉(zhuǎn)運(yùn)礦質(zhì)元素的一項(xiàng)專用技術(shù)。該技術(shù)的應(yīng)用為AM真菌在植物群落中的功能研究提供了一條有效途徑。然而,利用同位素示蹤技術(shù)研究AM真菌生態(tài)功能尚有如下問題亟待解決：

(1)利用15N示蹤技術(shù)研究發(fā)現(xiàn)AM真菌不是直接分解有機(jī)物質(zhì),而是AM真菌與土壤中其他分解者之間的相互作用對(duì)AM真菌吸收有機(jī)物質(zhì)中的N起決定性作用[16]。但是,在這一吸收轉(zhuǎn)運(yùn)過程中尚沒有考慮到AM真菌菌絲體對(duì)N的儲(chǔ)藏,低估了菌根途徑的作用。結(jié)合15N示蹤技術(shù)研究AM真菌吸收轉(zhuǎn)運(yùn)的N元素是否在植物吸收總N量中起生理上的顯著作用？菌根侵染是否改變植物根系功能？是未來菌根學(xué)研究的熱點(diǎn)問題之一。

(2)13C示蹤技術(shù)研究發(fā)現(xiàn)AM真菌菌絲體和植物根系兩種途徑將植物光合產(chǎn)物分配到土壤微生物群落,其差異性表明菌絲際C釋放比根際C釋放的光合產(chǎn)物更能被土壤微生物利用[32]。但是尚未鑒定出轉(zhuǎn)運(yùn)的光合產(chǎn)物是否從植物根系到AM真菌？也沒有證據(jù)支持根內(nèi)菌絲體內(nèi)富集的光合產(chǎn)物是從周圍根系細(xì)胞獲取。雖然利用14C示蹤技術(shù)研究發(fā)現(xiàn)AM真菌菌絲體網(wǎng)絡(luò)在調(diào)節(jié)植物群落中扮演潛在的重要作用,但菌根網(wǎng)絡(luò)在自然界中的基本生理機(jī)能了解尚少。菌絲體網(wǎng)絡(luò)在植物之間C元素營(yíng)養(yǎng)交換是否具有均一性,也尚未明確。因此,需要結(jié)合13C標(biāo)記法進(jìn)一步研究菌根植物分泌光合產(chǎn)物的過程,以及利用14C示蹤技術(shù)研究C元素在AM真菌菌絲體網(wǎng)絡(luò)中的轉(zhuǎn)運(yùn)機(jī)制。

(3)利用32P和15N研究發(fā)現(xiàn)AMN在植物群落地下資源的分配中扮演重要角色,影響地下資源的有效性[43, 65]?？紤]到植物和AM真菌群落在自然生態(tài)系統(tǒng)中扮演的重要作用,有必要利用15N示蹤技術(shù)研究增加土壤資源有效性導(dǎo)致群落變化產(chǎn)生的生態(tài)后果,該結(jié)果將有助于預(yù)測(cè)全球生態(tài)變化的影響,例如營(yíng)養(yǎng)沉積和大氣霧霾。

(4)14C示蹤技術(shù)研究發(fā)現(xiàn)AM真菌對(duì)土壤有機(jī)碳的形成具有重要作用[56],但在生態(tài)系統(tǒng)C循環(huán)過程中,AM真菌對(duì)C同位素分餾的影響機(jī)理尚未明確。AM真菌和其他土壤微生物都可以影響N循環(huán)[60],到底哪一種作用占據(jù)主導(dǎo)地位,還是兩者的共同作用調(diào)控N循環(huán)也尚未明確。因此,在全球變化背景下,尚需結(jié)合同位素自然豐度法進(jìn)一步研究AM真菌對(duì)生態(tài)系統(tǒng)中C、N循環(huán)的影響。

參考文獻(xiàn)(References):

[1]Smith S E, Read D J. Mycorrhizal Symbiosis. 3rd ed. London, UK: Academic Press Ltd, 2008.

[2]Simard S W. The foundational role of mycorrhizal networks in self-organization of interior Douglas-fir forests. Forest Ecology and Management, 2009, 258: 95- 107.

[3]Babikova Z, Gilbert L, Bruce T J A, Birkett M, Caulfield J C, Woodcock C, Pickett J A, Johnson D. Underground signals carried through common mycelial networks warn neighbouring plants of aphid attack. Ecology Letters, 2013, 16(7): 835- 843.

[4]Smith S E, Smith F A. Roles of arbuscular mycorrhizas in plant nutrition and growth: new paradigms from cellular to ecosystem scales. Plant Biology, 2011, 62: 227- 250.

[5]Mikkelsen B L, Rosendahl S, Jakobsen I. Underground resource allocation between individual networks of mycorrhizal fungi. New Phytologist, 2008, 180(4): 890- 898.

[6]Simard S W, Beiler K J, Bingham M A, Deslippe J R, Philip L J, Teste F P. Mycorrhizal networks: mechanisms, ecology and modelling. Fungal Biology Reviews, 2012, 26(1): 39- 60.

[7]Nuccio E E, Hodge A, Pett-Ridge J, Herman D J, Weber P K, Firestone M K. An arbuscular mycorrhizal fungus significantly modifies the soil bacterial community and nitrogen cycling during litter decomposition. Environmental Microbiology, 2013, 15(6): 1870- 1881.

[8]Smith S E, Smith F A, Jakobsen I. Mycorrhizal fungi can dominate phosphate supply to plants irrespective of growth responses. Plant Physiology, 2003, 133(1): 16- 20.

[9]Ryan M H, Tibbett M, Edmonds-Tibbett T, Suriyagoda L D B, Lambers H. Carbon trading for phosphorus gain: the balance between rhizosphere carboxylates and arbuscular mycorrhizal symbiosis in plant phosphorus acquisition. Plant, Cell & Environment, 2012, 35(12): 2170- 2180.

[10]Johansen A, Jakobsen I, Jensen E S. External hyphae of vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi associated withTrifoliumsubterraneumL.3. Hyphal transport of32P and15N. New Phytologist, 1993, 124(1): 61- 68.

[11]Ardakani M R, Rejali F, Daei G, Teimuri S, Fathollahi H, Miransari M.32P Isotope to determine the efficiency of mycorrhizal wheat symbiosis subjected to saline water. Communications in Soil Science and Plant Analysis, 2013, 44(22): 3317- 3326.

[12]Yang G W, Liu N, Lu W J, Wang S, Kan H M, Zhang Y J, Xu L, Chen Y L. The interaction between arbuscular mycorrhizal fungi and soil phosphorus availability influences plant community productivity and ecosystem stability. Journal of Ecology, 2014, 102(4): 1072- 1082.

[13]Jensen E S. Barley uptake of N deposited in the rhizosphere of associated field pea. Soil Biology and Biochemistry, 1996, 28(2): 159- 168.

[14]Vázquez M, Barea J, Azcón R. Impact of soil nitrogen concentration onGlomusspp. -Sinorhizobiuminteractions as affecting growing, nitrate reductase activity and protein content ofMedicagosativa. Biology and Fertility of Soils, 2001, 34(1): 57- 63.

[15]Li H, Wang C, Li X L, Christie P, Dou Z X, Zhang J L, Xiang D. Impact of the earthwormAporrectodeatrapezoidesand the arbuscular mycorrhizal fungusGlomusintraradiceson15N uptake by maize from wheat straw. Biology and Fertility of Soils, 2013, 49(3): 263- 271.

[16]Hodge A, Storer K. Arbuscular mycorrhiza and nitrogen: implications for individual plants through to ecosystems. Plant and Soil, 2015, 386(1/2): 1- 19.

[17]Frey B, Schüepp H. Acquisition of nitrogen by external hyphae of arbuscular mycorrhizal fungi associated withZeamaysL. New Phytologist, 1993, 124(2): 221- 230.

[18]Johansen A, Jakobsen I, Jensen E S. Hyphal transport of15N-labelled nitrogen by a vesicular-arbuscular mycorrhizal fungus and its effect on depletion of inorganic soil N. New Phytoiogist, 1992, 122(2): 281- 288.

[19]M?der P, Vierheilig H, Streitwolf-Engel R, Boller T, Frey B, Christie P, Wiemken A. Transport of15N from a soil compartment separated by a polytetrafluoroethylene membrane to plant roots via the hyphae of arbuscular mycorrhizal fungi. New Phytologist, 2000, 146(1): 155- 161.

[20]Hawkins H J, Johansen A, George E. Uptake and transport of organic and inorganic nitrogen by arbuscular mycorrhizal fungi. Plant and Soil, 2000, 226(2): 275- 285.

[21]Govindarajulu M, Pfeffer P E, Jin H, Abubaker J, Douds D D, Allen J W, Bücking H, Lammers P J, Shachar-Hill Y. Nitrogen transfer in the arbuscular mycorrhizal symbiosis. Nature, 2005, 435(7043): 819- 823.

[22]Nakano A, Takahashi K, Koide R T, Kimura M. Determination of the nitrogen source for arbuscular mycorrhizal fungi by15N application to soil and plants. Mycorrhiza, 2001, 10(6): 267- 273.

[23]Jin H, Pfeffer P E, Douds D D, Piotrowski E, Lammers P J, Shachar-Hill Y. The uptake, metabolism, transport and transfer of nitrogen in an arbuscular mycorrhizal symbiosis. New Phytoiogist, 2005, 168(3): 687- 696.

[24]Cliquet J B, Murray P J, Boucaud J. Effect of the arbuscular mycorrhizal fungusGlomusfasciculatumon the uptake of amino nitrogen byLoliumperenne. New Phytologist, 1997, 137(2): 345- 349.

[25]Leigh J, Hodge A, Fitter A H. Arbuscular mycorrhizal fungi can transfer substantial amounts of nitrogen to their host plant from organic material. New Phytologist, 2008, 181(1): 199- 207.

[26]Hodge A, Campbell C D, Fitter A H. An arbuscular mycorrhizal fungus accelerates decomposition and acquires nitrogen directly from organic material. Nature, 2001, 413(6853): 297- 299.

[27]Hodge A, Fitter A H. Substantial nitrogen acquisition by arbuscular mycorrhizal fungi from organic material has implications for N cycling. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 2010, 107(31): 13754- 13759.

[28]Lekberg Y, Rosendahl S, Michelsen A, Olsson P A. Seasonal carbon allocation to arbuscular mycorrhizal fungi assessed by microscopic examination, stable isotope probing and fatty acid analysis. Plant and Soil, 2013, 368(1/2): 547- 555.

[29]Fitter A H. What is the link between carbon and phosphorus fluxes in arbuscular mycorrhizas? a null hypothesis for symbiotic function. New Phytologist, 2006, 172(1): 3- 6.

[30]Lekberg Y, Hammer E C, Olsson P A. Plants as resource islands and storage units-adopting the mycocentric view of arbuscular mycorrhizal networks. FEMS Microbiology Ecology, 2010, 74(2): 336- 345.

[31]Johnson D, Leake J R, Ostle N, Ineson P, Read D J.Insitu13CO2pulse-labelling of upland grassland demonstrates a rapid pathway of carbon flux from arbuscular mycorrhizal mycelia to the soil. New Phytologist, 2002, 153(2): 327- 334.

[32]Kaiser C, Kilburn M R, Clode P L, Fuchslueger L, Koranda M, Cliff J B, Solaiman Z M, Murphy D V. Exploring the transfer of recent plant photosynthates to soil microbes: mycorrhizal pathway vs direct root exudation. New Phytologist, 2015, 205(4): 1537- 1551.

[33]Shahzad T, Chenu C, Genet P, Barot S, Perveen N, Mougin C, Fontaine S. Contribution of exudates, arbuscular mycorrhizal fungi and litter depositions to the rhizosphere priming effect induced by grassland species. Soil Biology and Biochemistry, 2015, 80: 146- 155.

[34]Rufyikiri G, Declerck S, Thiry Y. Comparison of233U and33P uptake and translocation by the arbuscular mycorrhizal fungusGlomusintraradicesin root organ culture conditions. Mycorrhiza, 2004, 14(3): 203- 207.

[35]Rufyikiri G, Declerck S, Dufey J E, Delvaux B. Arbuscular mycorrhizal fungi might alleviate aluminium toxicity in banana plants. New Phytologist, 2000, 148(2): 343- 352.

[36]Cooper K M, Tinker P B. Translocation and transfer of nutrients in vesicular-arbuscular mycorrhizas. II. Uptake and translocation of phosphorus, zinc and sulphur. New Phytologist, 1978, 81(1): 43- 52.

[37]Bago B, Pfeffer P E, Zipfel W, Lammers P, Shachar-Hill Y. Tracking metabolism and imaging transport in arbuscular mycorrhizal fungi. Metabolism and transport in AM fungi. Plant and Soil, 2002, 244(1/2): 189- 197.

[38]Entry J A, Watrud L S, Reeves M. Accumulation of137Cs and90Sr from contaminated soil by three grass species inoculated with mycorrhizal fungi. Environmental Pollution, 1999, 104(3): 449- 457.

[39]Zaefarian F, Rezvani M, Ardakani M R, Rejali F, Miransari M. Impact of mycorrhizae formation on the phosphorus and heavy-metal uptake of alfalfa. Communications in Soil Science and Plant Analysis, 2013, 44(8): 1340- 1352.

[40]Pietik?inen A, Kyt?viita M -M. Defoliation changes mycorrhizal benefit and competitive interactions between seedlings and adult plants. Journal of Ecology, 2007, 95(4): 639- 647.

[41]Bever J D, Dickie I A, Facelli E, Facelli J M, Klironomos J, Moora M, Rilliq M C, Stock W D, Tibbet M, Zobel M. Rooting theories of plant community ecology in microbial interactions. Trends in Ecology & Evolution, 2010, 25(8): 468- 478.

[42]Lerat S, Gauci R, Catford J G, Vierheiling H, Piché Y, Lapointe L.14C transfer between the spring ephemeralErythroniumamericanumandsugar maple saplings via arbuscular mycorrhizal fungi in natural stands. Oecologia, 2002, 132(2): 181- 187.

[43]Walder F, Niemann H, Natarajan M, Lehmann M F, Boller T, Wiemken A. Mycorrhizal networks: common goods of plants shared under unequal terms of trade. Plant Physiology, 2012, 159(2): 789- 797.

[44]Egerton-Warburton L M, Querejeta J I, Allen M F. Common mycorrhizal networks provide a potential pathway for the transfer of hydraulically lifted water between plants. Journal of Experimental Botany, 2007, 58(6): 1473- 1483.

[45]Ren L X, Lou Y S, Zhang N, Zhu X D, Hao W Y, Sun S B, Shen Q R, Xu G H. Role of arbuscular mycorrhizal network in carbon and phosphorus transfer between plants. Biology and Fertility of Soils, 2013, 49(1): 3- 11.

[46]Fitter A H, Graves J D, Watkins N K, Robinson D, Scrimgeour C. Carbon transfer between plants and its control in networks of arbuscular mycorrhizas. Functional Ecology, 1998, 12(3): 406- 412.

[47]Courty P E, Walder F, Boller T, Ineichen K, Wiemken A, Rousteau A, Selosse M A. Carbon and nitrogen metabolism in mycorrhizal networks and mycoheterotrophic plants of tropical forests: a stable isotope analysis. Plant Physiology, 2011, 156(2): 952- 961.

[48]Jalonen R, Nyqren P, Sierra J. Transfer of nitrogen from a tropical legume tree to an associated fodder grass via root exudation and common mycelial networks. Plant, Cell & Environment, 2009, 32(10): 1366- 1376.

[49]Johansen A, Finlay R D, Olsson P A. Nitrogen metabolism of external hyphae of the arbuscular mycorrhizal fungusGlomusintraradices. New Phytologist, 1996, 133(4): 705- 712.

[50]Teste F P, Veneklaas E J, Dixon K W, Lambers H. Is nitrogen transfer among plants enhanced by contrasting nutrient-acquisition strategies? Plant, Cell and Environment, 2015, 38(1): 50- 60.

[51]Merrild M P, Ambus P, Rosendahl S, Jakobsen I. Common arbuscular mycorrhizal networks amplify competition for phosphorus between seedlings and established plants. New Phytologist, 2013, 200(1): 229- 240.

[52]Read D. Mycorrhizal fungi: the ties that bind. Nature, 1997, 388(6642): 517- 518.

[53]Read D J, Perez-Moreno J. Mycorrhizas and nutrient cycling in ecosystems-a journey towards relevance? New Phytologist, 2003, 157(3): 475- 492.

[54]Staddon P L, Ramsey C B, Ostle N, Ineson P, Fitter A H. Rapid turnover of hyphae of mycorrhizal fungi determined by AMS microanalysis of14C. Science, 2003, 300(5622): 1138- 1140.

[55]Vandenkoornhuyse P, Mahé S, Ineson P Staddon P, Ostle N, Cliquet J B, Francez A J, Fitter A H, Young J P W. Active root-inhabiting microbes identified by rapid incorporation of plant-derived carbon into RNA. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 2007, 104(43): 16970- 16975.

[56]Zhu Y G, Miller R M. Carbon cycling by arbuscular mycorrhizal fungi in soil-plant systems. Trends in Plant Science, 2003, 8(9): 407- 409.

[57]Gamper H, Hartwig U A, Leuchtmann A. Mycorrhizas improve nitrogen nutrition ofTrifoliumrepensafter 8 yr of selection under elevated atmospheric CO2partial pressure. New Phytologist, 2005, 167(2): 531- 542.

[58]Pérez-Tienda J, Testillano P S, Balestrini R, Fiorilli V, Azcón-Aguilar C, Ferrol N. GintAMT2, a new member of the ammonium transporter family in the arbuscular mycorrhizal fungusGlomusintraradices. Fungal Genetics and Biology, 2011, 48(11): 1044- 1055.

[59]Dawson T E, Mambelli S, Plamboeck A H, Templer P H, Tu K P. Stable isotopes in plant ecology. Annual Review of Ecology and Systematics, 2002, 33: 507- 559.

[60]Courty P E, Doubkov P, Calabrese S, Niemann H, Lehmann M F, Vosátka M, Selosse M A. Species-dependent partitioning of C and N stable isotopes between arbuscular mycorrhizal fungi and their C3and C4hosts. Soil Biology and Biochemistry, 2015, 82: 52- 61.

[61]Cheng S L, Fang H J, Yu G R, Zhu T H, Zheng J J. Foliar and soil15N natural abundances provide field evidence on nitrogen dynamics in temperate and boreal forest ecosystems. Plant and Soil, 2010, 337(1/2): 285- 297.

[62]Querejeta J I, Barea J M, Allen M F, Caravaca F, RoldánA. Differential response ofδ13C and water use efficiency to arbuscular mycorrhizal infection in two aridland woody plant species. Oecologia, 2003, 135(4): 510- 515.

[63]Fonseca H M, Berbara R L, Daft M J. Shoot δ15N and δ13C values of non-hostBrassicarapachange when exposed to ±Glomusetunicatuminoculum and three levels of phosphorus and nitrogen. Mycorrhiza, 2001, 11(3): 151- 158.

[64]Hobbie E A, Hoagberg P. Nitrogen isotopes link mycorrhizal fungi and plants to nitrogen dynamics. New Phytologist, 2012, 196(2): 367- 382.

[65]Liu Y J, Mao L, Li J Y, Shi G X, Jiang S J, Ma X J, An L Z, Du G Z, Feng H Y. Resource availability differentially drives community assemblages of plants and their root-associated arbuscular mycorrhizal fungi. Plant and Soil, 2015, 386(1/2): 341- 355.

The role of the isotope tracer technique in ecological research of arbuscular mycorrhizal fungi

ZHANG Liang1, WANG Xiaojuan2, WANG Qiang1, WANG Qian1, ZHANG Yunfei2, JIN Liang2,*

1StateKeyLaboratoryofGrasslandAgro-Ecosystem,SchoolofPastoralAgricultureScienceandTechnology,LanzhouUniversity,Lanzhou730020,China2NaturalHistoryResearchCenter,ShanghaiNaturalHistoryMuseum,ShanghaiScience&TechnologyMuseum,Shanghai200127,China

Abstract：Arbuscular mycorrhizal (AM) fungi are one of the most important soil microorganisms in terrestrial ecosystems. The arbuscular mycorrhizal network is formed by extraradical mycelium of AM fungi that connect two or more plant roots within the soil system. How to discover the roles of AM fungi in soil ecosystems has been a major focus of ecological research. It has been found that isotope tracer technique could be used for research on AM fungi and its role in nutrient absorption and transportation from soil to host plants. The isotope tracer technique could also be used to identify the mycorrhizal network distribution between different host plants, and to study the role of AM fungi in the ecosystem. To illustrate the value of the isotope tracer technique in AM fungi research, our study combined the latest research findings in the field of mycorrhizal ecology with the present findings and focused on: 1) the application of the isotope tracer technique in exploring the mechanisms of absorption and transportation of different elements in AM symbionts; 2) the value of the isotope tracer technique in arbuscular mycorrhizal network studies; 3) the use of the isotope tracer technique to study the roles of AM fungi in the ecosystem. Thus, the aim of this review was to provide a theoretical basis for, and to predict future prospects of the use of the isotope tracer technique in AM fungi research.

Key Words:arbuscular mycorrhizal fungi; arbuscular mycorrhizal network; ecosystem; isotope tracer technique; mechanism of absorption and transportation

基金項(xiàng)目:國(guó)家自然科學(xué)基金項(xiàng)目(31270558)； 上?？萍拣^引進(jìn)高層次人才科研啟動(dòng)經(jīng)費(fèi)資助

收稿日期:2015- 06- 24;

修訂日期:2015- 10- 29

*通訊作者

Corresponding author.E-mail: jinliang@sstm.org.cn

DOI:10.5846/stxb201506241283

張亮,王曉娟,王強(qiáng),王茜,張?jiān)骑w,金樑.同位素示蹤技術(shù)在叢枝菌根真菌生態(tài)學(xué)研究中的應(yīng)用.生態(tài)學(xué)報(bào),2016,36(10):2787- 2797.

Zhang L, Wang X J, Wang Q, Wang Q, Zhang Y F, Jin L.The role of the isotope tracer technique in ecological research of arbuscular mycorrhizal fungi.Acta Ecologica Sinica,2016,36(10):2787- 2797.