薛利敏 綜述 薛群 審校
間充質(zhì)干細(xì)胞免疫學(xué)特性及其在自身免疫病中的應(yīng)用基礎(chǔ)研究進(jìn)展
薛利敏 綜述 薛群 審校
間充質(zhì)干細(xì)胞(mesenchymal stem cell,MSC)是干細(xì)胞家族的重要成員,來源于發(fā)育早期的中胚層,主要存在于全身結(jié)締組織器官中。人體和動物體內(nèi)除存在于骨髓中外,還存在于羊膜[1]、臍帶、臍血、胎肝、胎盤[2]、外周血、皮膚和脂肪等組織中,具有多向分化潛能,能分化為成骨細(xì)胞、軟骨細(xì)胞和脂肪細(xì)胞等,在適宜條件下也可向神經(jīng)細(xì)胞、上皮細(xì)胞、肝、肺和小腸細(xì)胞等誘導(dǎo)分化,且在連續(xù)傳代培養(yǎng)和冷凍保存后仍具有多向分化潛能,可作為理想的種子細(xì)胞用于衰老和病變引起的組織器官損傷修復(fù)。除此之外MSC具有低免疫原性和獨特的免疫調(diào)節(jié)作用,能逃避免疫識別、抑制免疫應(yīng)答,近年來,MSC特殊的免疫學(xué)特性越來越受到重視,在自身免疫性疾病及組織修復(fù)、器官移植等領(lǐng)域具有廣闊、潛在的臨床應(yīng)用前景。本文就MSC的免疫學(xué)特性及在自身免疫病的臨床應(yīng)用做一綜述。
MSC缺乏特異性標(biāo)記,一般認(rèn)為:人MSC不表達(dá)造血細(xì)胞的標(biāo)記CD34、CD14、CD45和CD133,表達(dá)CD105、CD166、CD54、CD90、CD55、CD13、CD73、Stro-1和CD44。由于人MSC不表達(dá)特異抗原,國際細(xì)胞治療協(xié)會(ISCT)提出三條標(biāo)準(zhǔn):(1)可黏附于塑料板表面;(2)可分化為骨細(xì)胞、軟骨細(xì)胞和脂肪細(xì)胞;(3)干細(xì)胞表面抗原的表達(dá)[3]。在靜息狀態(tài)下,MSC表面表達(dá)低密度的主要組織相容性抗原(major histocompatibility complex,MHC)-Ⅰ類分子,不表達(dá)MHC-Ⅱ類分子和正性協(xié)同刺激分子CD80、CD86和CD40。炎癥刺激后,MHC-Ⅰ和Ⅱ類分子表達(dá)上調(diào)。當(dāng)MSC分化成軟骨、成骨和脂肪組織后,組織相容性白細(xì)胞抗原(histocompatibility leukocyte antigen,HLA)-Ⅰ類分子繼續(xù)表達(dá),但始終不表達(dá)HLA-Ⅱ類分子。
最近的研究表明:MSC和成纖維母細(xì)胞在細(xì)胞大小、形態(tài)、生長特性,細(xì)胞表型和免疫調(diào)節(jié)功能方面有諸多的相似之處[4]:成纖維細(xì)胞為貼壁細(xì)胞,表達(dá)CD73、CD105,不表達(dá)造血細(xì)胞標(biāo)記;成纖維細(xì)胞可分化成骨細(xì)胞、軟骨細(xì)胞和成脂細(xì)胞[5];MSC與纖維母細(xì)胞的核糖核酸圖譜高度一致;但在跨膜蛋白表達(dá)和腫瘤相關(guān)性方面MSC比纖維母細(xì)胞高至少9倍,說明MSC的貼壁和遷移能力更強(qiáng)[6]。
體外研究發(fā)現(xiàn),未分化的MSC不激發(fā)同種異基因T淋巴細(xì)胞的增殖,提示MSC不具備激發(fā)免疫應(yīng)答的活性,說明MSC具低免疫原性和較低的抗原提呈能力[7-10]。當(dāng)分化為間質(zhì)細(xì)胞后免疫原性仍較低,用干擾素(interferon-γ,IFN-γ)誘導(dǎo)表達(dá)完整的HLA-Ⅱ類分子后,MSC和T淋巴細(xì)胞共培養(yǎng),依然不能使后者增殖,預(yù)先活化的T細(xì)胞和MSC共培養(yǎng)后,仍能逃避異基因T細(xì)胞的識別,而且這種作用與MSC的來源無關(guān)[8]。MSC不表達(dá)FasL和正性協(xié)同刺激分子如B7-1、B7-2、CD40L,提供CD28介導(dǎo)的共刺激信號外周血淋巴細(xì)胞亦不能被MSC細(xì)胞刺激增殖[9]。CD8+細(xì)胞毒T淋巴細(xì)胞能殺傷供者鉻標(biāo)記的單個核細(xì)胞,卻不能殺傷同一供者來源的MSC。此外自然殺傷細(xì)胞(nature killer cell,NK)也不能殺傷MSC[10]。因此,即使MHC不相容MSC也能逃避免疫系統(tǒng)的監(jiān)視。
動物實驗也表明,異基因MSC植入具有免疫活性機(jī)體后,能在體內(nèi)存活,并且在移植術(shù)后MSC能夠仍然保持著它的多向分化的潛能且在局部微環(huán)境作用下能修復(fù)損傷組織[11-12]。Azizi等[11]發(fā)現(xiàn)將人MSC注射到大鼠腦部后,人MSC能在腦內(nèi)植入、遷移和長期存活,這可能與腦的免疫反應(yīng)性較低有關(guān)。Bartholomew等[12]發(fā)現(xiàn),在對狒狒進(jìn)行皮膚移植同時,靜脈輸注第三方MSC,與對照組相比,皮膚移植的存活時間明顯延長。但Arinzeh等[13]研究發(fā)現(xiàn)將人MSC注射到具有免疫活性的大鼠梗死心肌局部(異種移植)可產(chǎn)生移植排斥反應(yīng)。
近年來的研究表明:MSC具有免疫調(diào)節(jié)作用,在體內(nèi)和體外通過抑制樹突狀細(xì)胞(dendritic cells,DC)成熟,并通過可溶性分子或細(xì)胞-細(xì)胞接觸的機(jī)制,抑制或促進(jìn)T淋巴細(xì)胞、B淋巴細(xì)胞及NK細(xì)胞的功能,發(fā)揮雙向免疫應(yīng)答的作用。
(一)MSC對DC的免疫調(diào)節(jié)
DC是已知體內(nèi)功能最強(qiáng)、惟一能活化靜息T細(xì)胞的專職抗原呈遞細(xì)胞,是啟動、調(diào)控和維持免疫應(yīng)答的中心環(huán)節(jié)。DC在培育過程分為兩個階段:不成熟DC和成熟DC。不成熟DC免疫表型高表達(dá)DC特異性抗原CD1a和MHC-Ⅱ類抗原HLA-DR,低表達(dá)成熟表面標(biāo)志CD83和共刺激分子CD80;成熟DC高表達(dá)CD83和CD80。
與MSC共育的DC免疫表型CD83和CD80表達(dá)明顯降低,影響其成熟。而且分泌白細(xì)胞介素-12(interleukin-12,IL-12)能力降低,刺激異基因淋巴細(xì)胞增殖能力也明顯降低,影響單核細(xì)胞分化為DC的能力[14]。2009年Zhang等[15]研究證明,MSC能促使完全成熟的DC向調(diào)節(jié)性DC分化而逃避最終凋亡的命運,其中細(xì)胞與細(xì)胞之間的直接接觸可能是機(jī)制之一;同時MSC能有力地促進(jìn)完全成熟的DC增殖且明顯地下調(diào)其表面MHC-Ⅰa、CD11c、CD80、CD86及CD40的表達(dá),這種改變不能被細(xì)菌脂多糖所逆轉(zhuǎn)。有研究表明MSC在體外不但能抑制DC細(xì)胞的成熟和抗原呈遞功能,且能抑制其遷移能力[16]。
IL-12和IL-l0是DC分泌的兩種重要的細(xì)胞因子,IL-12可刺激初始Th0細(xì)胞分化為Th1細(xì)胞,進(jìn)而分泌Th1類細(xì)胞因子IFN-γ、IL-2、腫瘤壞死因子-α(tumor necrosis factor-α,TNF-α);IL-10可 刺激輔助性T細(xì)胞0(helper T cell,Th0)分化為Th2細(xì)胞,進(jìn)而分泌Th2類細(xì)胞因子IL-6、IL-4、IL-l0。IL-12和IL-10在影響Th1細(xì)胞和Th2細(xì)胞平衡中起著重要作用。Th1細(xì)胞亞群促進(jìn)細(xì)胞免疫應(yīng)答,MSC能通過刺激DC分泌IL-10,抑制IFN-γ,IL-12和TNF-α的分泌,使Th1類細(xì)胞因子分泌減少,而Th2類細(xì)胞因子分泌增加,改變DC表面細(xì)胞因子的分泌,從而誘導(dǎo)免疫耐受[17]。
總之,MSC能抑制DC的生成、增殖、抗原呈遞和遷移能力,調(diào)節(jié)DC的分化及成熟。
(二)MSC對B淋巴細(xì)胞的免疫調(diào)節(jié)
MSC也可以通過與B淋巴細(xì)胞的相互作用調(diào)節(jié)免疫反應(yīng)。骨髓MSC與外周血B淋巴細(xì)胞共培養(yǎng)時,可抑制刺激物活化B細(xì)胞的增殖。MSC分泌某些可溶性細(xì)胞因子,還可抑制B細(xì)胞分泌免疫球蛋白。在系統(tǒng)性紅斑狼瘡小鼠模型中,MSC對B細(xì)胞的活化抑制作用被認(rèn)為是IFN-γ依賴的[18]。Corcione等[19]研究表明,MSC抑制CXCR4、CXCR5、CXCL12和CXCR4配體,從而影響B(tài)淋巴細(xì)胞的趨化性。MSC是刺激還是抑制活化B淋巴細(xì)胞分泌免疫球蛋白G,取決于刺激物脂多糖或病毒抗原等的水平,這種刺激或抑制作用與細(xì)胞間接觸和可溶性細(xì)胞因子IL-6、IFN-γ有關(guān)[20],且不同的結(jié)果也與不同的實驗條件有關(guān)。在MSC與B細(xì)胞的Traswell的共培養(yǎng)體系中,Asari等[21]發(fā)現(xiàn),由脂多糖刺激的B細(xì)胞增殖受抑制;同時也可能因為MSC下調(diào)了B細(xì)胞成熟性蛋白1,使得B細(xì)胞的終端分化受到抑制。Tabera等[22]的研究顯示,MSC能延長B細(xì)胞的存活使其停滯于G0/G1期,而CD38(+ +)/CD138(+ +)細(xì)胞比例增加,胞質(zhì)中免疫球蛋白水平增高,而CD19、CCR7及膜表面免疫球蛋白水平降低。至于機(jī)制方面,當(dāng)前的研究也提示與細(xì)胞接觸和可溶性細(xì)胞因子有關(guān)。有研究指出[23]MSC抑制漿細(xì)胞分泌免疫球蛋白,其機(jī)制可能與MSC的趨化因子受體CCL2和CCL7有關(guān),被基質(zhì)金屬蛋白酶活性處理,通過抑制轉(zhuǎn)錄因子STAT3和誘導(dǎo)轉(zhuǎn)錄因子PAX5的生成來抑制免疫球蛋白分泌。中和CCL2或抑制基質(zhì)金屬蛋白酶的活性,可以逆轉(zhuǎn)該抑制作用??傊?,MSC對B細(xì)胞的調(diào)節(jié)的研究比較晚、數(shù)量少且存在的爭論較多,期待進(jìn)行更深入的研究。
(三)MSC對NK細(xì)胞的免疫調(diào)節(jié)
NK細(xì)胞是具有細(xì)胞毒性的淋巴細(xì)胞,可直接殺傷靶細(xì)胞。研究表明[24-25],MSC通過細(xì)胞間接觸或分泌可溶性細(xì)胞因子轉(zhuǎn)化生長因子TGF-β1和前列腺素E2(prostaglandin E2,PGE2),顯著抑制由IL-2或IL-15引起的NK細(xì)胞的增殖,而且能劑量依賴性抑制NK細(xì)胞的細(xì)胞毒作用和分泌細(xì)胞因子的功能。NK細(xì)胞可介導(dǎo)K562細(xì)胞溶解。Spaggiari等[25]研究發(fā)現(xiàn)NK細(xì)胞與MSC短期共培養(yǎng)后,并檢測其殺傷力,發(fā)現(xiàn)MSC能逃脫NK細(xì)胞的識別,不會被溶解,但它不能影響NK細(xì)胞對HLA-Ⅰ陰性細(xì)胞的溶解作用。但在同樣的條件下,對HLA-Ⅰ陽性的腫瘤細(xì)胞的細(xì)胞毒作用明顯降低。
MSC可影響NK細(xì)胞產(chǎn)生細(xì)胞因子。Sotiropoulou等[24]將NK細(xì)胞與MSC共同培養(yǎng)后,活化的NK細(xì)胞分泌的細(xì)胞因子如IFN-γ、IL-10、TNF-α明顯減少。Poggi等[26]研究發(fā)現(xiàn)NK細(xì)胞表面活化受體參與NK細(xì)胞的細(xì)胞毒作用和細(xì)胞因子的產(chǎn)生。與MSC共培養(yǎng)后這些受體表達(dá)下降,故NK細(xì)胞的溶解作用及細(xì)胞因子的分泌被抑制。MSC分泌的PGE2和2,3-雙加氧酶也起著重要作用。
MSC表面有NK細(xì)胞活化受體NKP30等的配體,包括ULBP、PVR和nectin-2。MSC與IFN-γ孵育后,HLA-Ⅰ表達(dá)上調(diào),可保護(hù)其不被NK細(xì)胞溶解[26]。但近年也有研究[24]發(fā)現(xiàn)骨髓源MSC可被活化的NK細(xì)胞裂解。
(四)MSC對T淋巴細(xì)胞的免疫調(diào)節(jié)
MSC對T淋巴細(xì)胞的免疫調(diào)節(jié)作用目前主要集中于骨髓源MSC對T細(xì)胞增殖的抑制作用。MSC可抑制幼稚型T細(xì)胞和記憶T細(xì)胞的增殖。2002年DiNicola等[27]研究表明,將MSC加入混合的淋巴細(xì)胞反應(yīng)中或加入植物血凝素(PHA)刺激的淋巴細(xì)胞中,T細(xì)胞增殖活性降低50﹪以上,增加MSC數(shù)量,T細(xì)胞的增殖抑制還可擴(kuò)大,說明MSC對T淋巴細(xì)胞增殖的抑制作用呈劑量依賴性。Le-Blanc等[7]的研究顯示,少量的MSC(MSC:T淋巴細(xì)胞為10000:1 ~ 100:1)具有刺激T淋巴細(xì)胞增殖的作用,而大量的MSC(即MSC:T淋巴細(xì)胞為10:1 ~ 2.5:1)具有抑制T淋巴細(xì)胞增殖的作用。此外體內(nèi)實驗也表明了MSC的抑制作用,在狒狒的皮膚移植中,給予非MHC匹配供體的MSC后,移植皮膚的存活時間延長,說明MSC對T細(xì)胞增殖的抑制作用不受主要組織相容性復(fù)合物MHC的限制作用[12]。有人認(rèn)為MSC對T淋巴細(xì)胞功能的抑制作用與基質(zhì)金屬蛋白酶降解IL-2受體CD25有關(guān)[29]。Maitra等[30]認(rèn)為在IL-2存在時骨髓源MSC的抑制作用同樣顯著。
MSC對T淋巴細(xì)胞免疫調(diào)節(jié)作用的機(jī)制主要由以下幾方面:
1. MSC可干擾CD4+的幼稚T細(xì)胞分化:它可干擾Th0向Th1細(xì)胞的轉(zhuǎn)化,通過減少IFN-γ的分泌,同時可增加IL-4的分泌,使Th0細(xì)胞向Th2細(xì)胞轉(zhuǎn)化增多,從而抑制炎癥反應(yīng)。有研究表明MSC與抗原特異性T淋巴細(xì)胞共培養(yǎng)后,可誘導(dǎo)調(diào)節(jié)性T淋巴細(xì)胞的擴(kuò)增。T淋巴細(xì)胞細(xì)胞是抑制免疫系統(tǒng)激活從而保持動態(tài)平衡和自身抗原耐受性的細(xì)胞亞群。MSC能通過上調(diào)T淋巴細(xì)胞細(xì)胞的比例,誘導(dǎo)免疫耐受[31]。同時,MSC對細(xì)胞毒性T淋巴細(xì)胞亞群也有影響。Rasmusson等[10]發(fā)現(xiàn),MSC在第1天加入混合淋巴細(xì)胞培養(yǎng)體系,對細(xì)胞毒性T淋巴細(xì)胞介導(dǎo)的細(xì)胞毒性反應(yīng)的抑制可達(dá)70﹪,若在第3天加入MSC,細(xì)胞毒性反應(yīng)則不受影響。此研究提示MSC對細(xì)胞毒性T淋巴細(xì)胞的調(diào)節(jié)主要是在細(xì)胞毒性T淋巴細(xì)胞形成的階段,通過細(xì)胞因子起作用。此外,MSC能抑制γδT細(xì)胞的增殖但不抑制其細(xì)胞毒功能[32]。而研究發(fā)現(xiàn)γδT細(xì)胞能殺死腫瘤細(xì)胞,這一發(fā)現(xiàn)具有重要的臨床價值。近來體外實驗表明[33],MSC可抑制CD4+初始T淋巴細(xì)胞向Th17細(xì)胞的分化,進(jìn)而抑制細(xì)胞因子IL-17,IL-22,IFN-γ和TNF-α。Th17細(xì)胞是不同于Th1和Th2的新的效應(yīng)CD4+T細(xì)胞亞群,主要介導(dǎo)炎性反應(yīng)、移植排斥、自身免疫性疾病和腫瘤等的發(fā)生和發(fā)展。被抑制的T淋巴細(xì)胞并沒有喪失活性,因為當(dāng)MSC被去除后,被抑制的T細(xì)胞可再次被激活[30]。
2.部分可溶性細(xì)胞因子在MSC介導(dǎo)的免疫抑制作用中的作用及機(jī)制被初步闡明。(1)轉(zhuǎn)化生長因子-β1和肝細(xì)胞生長因子,Nicola等[27]利用Transwell將T淋巴細(xì)胞和MSC分開,發(fā)現(xiàn)T淋巴細(xì)胞的增殖仍能被抑制。該研究發(fā)現(xiàn)在混合淋巴反應(yīng)體系中加入MSC的同時加入抗TGF-β1和HGF單克隆抗體,T淋巴細(xì)胞增殖被抑制的作用被消除。而單獨加入TGF-β1或HGF的抗體,對活化T淋巴細(xì)胞的抑制作用只是部分減弱。分析提示TGF-β1和HGF共同參與了MSC的免疫抑制作用。(2)IFN-γ,Meisel等[34]報導(dǎo)了IFN-γ能激活MSC表達(dá)哚胺2,3-二氧化酶,哚胺2,3-二氧化酶可將色氨酸降解為犬尿氨酸,缺乏色氨酸對一般細(xì)胞影響不明顯,但T淋巴細(xì)胞對色氨酸缺乏極為敏感,細(xì)胞會停滯在細(xì)胞周期的G1期中期,故T淋巴細(xì)胞的增殖受到抑制;而在培養(yǎng)液中加入色氨酸后,能恢復(fù)T淋巴細(xì)胞的增殖反應(yīng)。同時,哚胺2,3-二氧化酶還能調(diào)節(jié)血紅素加氧酶1在自體骨髓間充質(zhì)干細(xì)胞上的表達(dá),血紅素加氧酶1可抑制淋巴細(xì)胞的增殖。Sheng等[35]發(fā)現(xiàn),IFN-γ可刺激活化的T淋巴細(xì)胞分泌B7-H1,從而增強(qiáng)甚至啟動MSC的抑制功能,且此抑制效應(yīng)與INF-γ成劑量依賴性,高濃度的INF-γ對T細(xì)胞的抑制作用最強(qiáng)[36]。INF-γ預(yù)激活的MSC比6倍劑量不處理的MSC有更強(qiáng)的免疫抑制作用。(3)前列腺素E2(PGE2),是一種重要的細(xì)胞調(diào)節(jié)和生長因子。MSC與T淋巴細(xì)胞共培養(yǎng)時,其分泌的PGE2增多。然而,PGE2的抑制劑(如吲哚美辛)可恢復(fù)被抑制的T淋巴細(xì)胞的增殖,同時還能恢復(fù)被MSC抑制的DC細(xì)胞的分化和功能[37-38];PGE2還部分參與了MSC對γδT細(xì)胞和NK細(xì)胞的負(fù)性調(diào)節(jié)[39]。(4)一氧化氮,是一氧化氮合酶的產(chǎn)物,Sato等[40]的研究顯示,MSC表達(dá)一氧化氮合酶,與T淋巴細(xì)胞共培養(yǎng)可后可檢出誘導(dǎo)性一氧化氮合酶,與MSC的調(diào)節(jié)功能有關(guān)。誘導(dǎo)性一氧化氮合酶被抑制后可逆轉(zhuǎn)MSC介導(dǎo)的T細(xì)胞增殖。MSC可促進(jìn)一氧化氮的合成,抑制T細(xì)胞表面STAT5磷酸化,從而抑制T細(xì)胞的增殖。(5)IL-10是一種潛在的炎性抑制因子,主要通過直接或間接作用下調(diào)IL-2、IL-8、IL-12等細(xì)胞因子的水平,達(dá)到抑制炎性反應(yīng)、保護(hù)組織的作用。能夠抑制混合淋巴反應(yīng)中T淋巴細(xì)胞的增殖。MSC與T細(xì)胞共培養(yǎng)后,T細(xì)胞增殖被抑制,檢測培養(yǎng)上清中IL-10的水平明顯上調(diào),提示抗炎因子IL-10發(fā)揮了對T細(xì)胞的抑制作用[41]。人IL-10蛋白可作用于鼠細(xì)胞,而鼠IL-10對人細(xì)胞并不起作用。將人IL-10基因利用慢病毒轉(zhuǎn)染鼠MSC細(xì)胞株構(gòu)建高表達(dá)IL-10的轉(zhuǎn)基因細(xì)胞,與鼠T淋巴細(xì)胞共培養(yǎng),發(fā)現(xiàn)轉(zhuǎn)基因MSC較單純MSC對T細(xì)胞的增殖抑制作用更強(qiáng),且轉(zhuǎn)基因MSC的培養(yǎng)上清對T細(xì)胞增殖明顯抑制。同時加入IL-2可以抵消IL-10的免疫抑制作用[42]。(6)HLA-G,Selmani等[43]證實,HLA-G的可溶性同源物HLA-G5是MSC誘導(dǎo)T淋巴細(xì)胞細(xì)胞擴(kuò)增和抑制T淋巴細(xì)胞增殖的必要條件,同時HLA-G的分泌量與IL-10的分泌量成正比。
3. MSC與T淋巴細(xì)胞相互作用還需要細(xì)胞間的直接接觸。某些負(fù)性協(xié)同刺激分子如程序性死亡-1(PD-1)和B7-H4等參與其中。程序性死亡配體-1(PDL-1)也稱B7-H1或CD274,在人和小鼠T淋巴細(xì)胞、B淋巴細(xì)胞、DC、巨噬細(xì)胞、MSC和髓系肥大細(xì)胞上均表達(dá)[44]。PDL-1與其受體PD-1相互作用可抑制T細(xì)胞的增殖,同時抑制其產(chǎn)生IL-2、IFN-γ和IL-10[45]。研究表明,骨髓MSC與T細(xì)胞直接接觸共培養(yǎng)后,通過PD-1/PDL-1通路,抑制T細(xì)胞的增殖[44]。B7-H4分子又稱B7S1或B7x,是B7家族中的一個新成員。人B7-H4分子的mRNA廣泛的表達(dá)在淋巴組織和非淋巴組織。流式細(xì)胞術(shù)分析正常人新鮮分離的T、B淋巴細(xì)胞、單核細(xì)胞及DC,表面無B7-H4的表達(dá),但體外刺激后,均可被誘導(dǎo)表達(dá)[46]。研究表明:人骨髓MSC高表達(dá)B7-H4,與外周血T淋巴細(xì)胞共培養(yǎng),可抑制T細(xì)胞的增殖和活化,并且直接接觸共培養(yǎng)比Transwell分離培養(yǎng)的抑制作用更強(qiáng)。加入B7-H4單克隆抗體后其抑制功能被部分阻斷[47]。
MSC的多向分化潛能和獨特的免疫抑制功能在臨床許多疾病中有潛在的應(yīng)用價值,某些治療措施已經(jīng)進(jìn)入臨床前研究階段。尤其是其免疫抑制功能在自身免疫性疾病如多發(fā)性硬化、風(fēng)濕性關(guān)節(jié)炎、糖尿病和系統(tǒng)性紅斑狼瘡等領(lǐng)域展現(xiàn)出廣泛的、潛在的應(yīng)用前景。
(一)多發(fā)性硬化(multiple sclerosis,MS)
同種異體或自體骨髓間充質(zhì)干細(xì)胞移植治療MS的臨床前研究結(jié)果令人鼓舞[48-49]。在對多發(fā)性硬化的動物模型—實驗性變態(tài)反應(yīng)性腦脊髓膜炎的研究中發(fā)現(xiàn),在發(fā)病初期,即系統(tǒng)輸注MSC,可減輕炎性細(xì)胞(T細(xì)胞、B細(xì)胞和巨噬細(xì)胞)的浸潤,髓鞘脫失并能抑制T淋巴細(xì)胞對脫髓鞘少突膠質(zhì)糖蛋白的免疫反應(yīng)[50-51]。Rafei等[51]將Balb/c小鼠的MSC移植入C57BL/6小鼠實驗性變態(tài)反應(yīng)性腦脊髓膜炎模型中,發(fā)現(xiàn)神經(jīng)缺損癥狀減輕,中樞神經(jīng)系統(tǒng)的炎性細(xì)胞浸潤減少,MSC干預(yù)小鼠的脊髓中CD4+T細(xì)胞的分泌物和血漿中IL-17和TNF-α都降低,推測與趨化因子及血液中IL-17和TNF-α減少有關(guān)。
(二)風(fēng)濕性關(guān)節(jié)炎
在小鼠膠原蛋白誘導(dǎo)的風(fēng)濕性關(guān)節(jié)炎模型中,系統(tǒng)輸注人脂肪源MSC,可顯著降低疾病的發(fā)生率和嚴(yán)重程度。機(jī)制是通過抑制Th1細(xì)胞的自身免疫和炎癥反應(yīng)。同時,人脂肪源MSC細(xì)胞可抑制抗原免疫細(xì)胞Th1/Th17細(xì)胞的擴(kuò)增,誘導(dǎo)淋巴結(jié)產(chǎn)生抗炎細(xì)胞因子IL-10,并產(chǎn)生抗原特異性CD4+CD25+Foxp3+調(diào)節(jié)性細(xì)胞[52]。在體內(nèi),人脂肪源MSC可抑制風(fēng)濕性關(guān)節(jié)炎病人膠原蛋白特異性T細(xì)胞的免疫反應(yīng),機(jī)制可能為抑制增殖反應(yīng)和炎性細(xì)胞因子的分泌,并增加T淋巴細(xì)胞分泌IL-10,上調(diào)T淋巴細(xì)胞細(xì)胞的比例,從而抑制膠原蛋白特異性T細(xì)胞反應(yīng),下調(diào)風(fēng)濕性關(guān)節(jié)炎患者分離出的滑膜細(xì)胞的基質(zhì)降解酶[53]。但也有研究指出,F(xiàn)lk-1+MSC(有特定表型的MSC亞群),可上調(diào)IL-6的分泌,進(jìn)而促進(jìn)Th17細(xì)胞的分化,最終使關(guān)節(jié)炎小鼠病情惡化[54]。
(三)1型糖尿病
在自身免疫性1型糖尿病中,移植同種異體鼠源MSC可延緩非肥胖糖尿病鼠的發(fā)病,其機(jī)制為促進(jìn)初始淋巴細(xì)胞轉(zhuǎn)向Th2免疫反應(yīng)[55]。體外研究已表明大鼠骨髓MSC可誘導(dǎo)分化為胰島素分泌細(xì)胞,但體內(nèi)研究發(fā)現(xiàn)骨髓MSC在糖尿病小鼠體內(nèi)并不能轉(zhuǎn)分化為胰島β細(xì)胞。而將鼠MSC靜脈輸注入糖尿病模型,一周后發(fā)現(xiàn)血糖明顯下降,并認(rèn)為其治療作用歸功于MSC增加了表皮生長因子的水平,改善Th1與Th2的平衡和胰島細(xì)胞微環(huán)境,而非干細(xì)胞向胰島細(xì)胞的分化[56]。胰島素外圍T細(xì)胞可抑制Th2免疫反應(yīng),降低IL-10/IL-13的水平,同時上調(diào)CD4+/CD8+Foxp3+細(xì)胞[28]。
MSC可能為多種難治性疾病提供有效的治療方法,在再生醫(yī)學(xué)領(lǐng)域有廣泛的應(yīng)用前景,是組織工程中理想的種子細(xì)胞。近年來MSC的免疫調(diào)節(jié)功能日益受到關(guān)注,在各種炎癥反應(yīng)、自身免疫性疾病和器官移植等方面展現(xiàn)出良好的、潛在的應(yīng)用前景,但MSC的免疫調(diào)節(jié)作用機(jī)制及途徑目前仍未完全闡明,還需更多更深入的基礎(chǔ)和臨床前研究,以確保MSC臨床應(yīng)用的安全性和有效性。
1 Magatti M, De Munari S, Vertua E, et al. Human amnion mesenchyme harbors cells with Allogeneic T-cell Suppression and Stimulation capabilities[J]. Stem Cells, 2008, 26(1):182-192.
2 Chen J, Shehadah A, Pal A, et al. Neuroprotective Effect of Human Placenta-derived Cell Treatment of Stroke in Rats [J]. Cell Transplant, 2012, [Epub ahead of print].
3 Dominici M, Le Blanc K, Mueller I, et al. Minimal criteria for defining multipotent mesenchymal stromal cells. The International Society for Cellular Therapy position statement[J]. Cytotherapy, 2006, 8(4):315-317.
4 Haniffa MA, Collin MP, Buckley CD, et al. Mesenchymal stem cells:the fi broblasts’ new clothes?[J]. Haematologica, 2009, 94(2):258-263.
5 Feldon SE, O’loughlin CW, Ray DM, et al. Activated human T lymphocytes express cyclooxygenase-2 and produce proadipogenic prostaglandins that drive human orbital fibroblast differentiation to adipocytes[J]. Am J Pathol, 2006, 169(4):1183-1193.
6 Bae S, Ahn JH, Park CW, et al. Gene and microRNA expression signatures of human mesenchymal stromal cells in comparison to fibroblasts[J]. Cell Tissue Res, 2009, 335(3):565-573.
7 Le B1anc K, Tammik L, Sundbeg B, et a1. Mesenchymal stem cells inhibit and stimulate mixed lymphocyte cultures and mitogenic responses independently of the major histocompatibility complex[J]. Scand J Immunol, 2003, 57(1):11-20.
8 Le Blanc K, Tammik C, Zetterberg E, et a1.HLA-expression and immunologic properties of differentiated and undifferentiated mesenchymal stem cells[J]. Exp Hematol, 2003, 31(10):890-896.
9 Tse WT, Pendleton JD, BeyerWM, et al. Suppression of allogeneic T-cell proliferation by human marrow stromal cells: implications in transplantation[J]. Transplantation, 2003, 75 (3):389-397.
10 Jewett A, Arasteh A, Tseng HC, et al. Strategies to rescue mesenchymal stem cells (MSCs) and dental pulp stem cells (DPSCs) from NK cell mediated cytotoxicity[J]. PLoS One, 2010, 5(3):e9874.
11 Forostyak S, Jendelova P, Kapcalova M, et al. Mesenchymal stromal cells prolong the lifespan in a rat model of amyotrophic lateral sclerosis [J]. Cytotherapy, 2011, 13(9):1036-1046.
12 Bartholomew A, Stuegeon C, Siatakas M, et al. Mesenchymal stem cells suppress lymphocyte proliferation in vitro and prolong skin graft survival in vivo[J]. Exp Hematol, 2002, 30(1):42-48.
13 Vassalli G, Moccetti T. Cardiac repair with allogeneic mesenchymal stem cells after myocardial infarction[J]. Swiss Med Wkly, 2011, 141:w13209.
14 Jiang XX, Zhang Y, Liu B, et al. Human mesenchymal stem cells inhibit differentiation and function of monocytederived dendritic cells[J]. Blood, 2005, 105(10):4120-4126.
15 Zhang B, Liu R, Shi D, et al. Mesenchymal stem cells induce mature dendritic cells into a novel Jagged-2 dependent regulatory dendritic cell population[J]. Blood, 2009, 113(1):46-57.
16 English K, Barry FP, Mahon BP. Murine mesenchymal stem cells suppress dendritic cell migration, maturation and antigen presentation[J]. Immunol Lett, 2008, 115(1):50-58. 17 Nauta AJ. Mesenchymal stem cells inhibit generation and function of both CD34+-derived and monocyte-derived dendritic cells[J]. J Immunol, 2006, 177(4):2080-2087.
18 Schena F, Gambini C, Gregorio A, et al. Interferon-γdependent inhibition of B cell activation by bone marrowderived mesenchymal stem cells in a murine model of systemic lupus erythematosus[J]. Arthritis Rheum, 2010, 62(9):2776-2786.
19 Corcione A, Benvenuto F, Ferretti E, et al. Human mesenchymal stem cells modulate B-cell functions[J].Blood, 2006, 107(1):367-372.
20 Rasmusson I, Le Blanc K, Sundberg B, et al. Mesenchymal stem cells stimulate antibody secretion in human B cells[J]. Scand J Immunol, 2007, 65(4):336-343.
21 A sari S, Itakura S, Ferreri K, et al. Mesenchymal stem cells suppress B-cell terminal differentiation[J]. Exp Hematol, 2009, 37( 5):604-615.
22 Tabera S, Pérez-Simón JA, Díez-Campelo M, et al. The effect of mesenchymal stem cells on the viability, proliferation and differentiation of B-lymphocytes[J]. Haematologica, 2008, 93(9):1301-1309.
23 Raf eiM, H sieh J, Fortier S, et al. Mesenchymal stromal cell derived CCL2 suppresses plasma cell immunoglobulin production via STAT3 in activation and PAX 5 induction[J]. Blood, 2008, 112(13):4991-4998.
24 Sotiropoulou PA, Perez SA, Gritzap is AD, et al. Interactions between human mesenchymal stem cells and natural killer cells[J]. Stem Cells, 2006, 24 (1):74-85.
25 Spaggiari GM, Capobianco A, Becchetti S, et al. Mesenchymal stem cell natural killer cell interactions: evidence that activated NK cells are capable of killing MSCs, whereas MSCs can inhibit IL-2 induced NK-cell proliferation[J]. Blood, 2006, 107(4):1484-1490.
26 Poggi A, Prevosto C, Massaro AM, et al. Interaction between human NK cells and bone marrow stromal cells induces NK cell triggering: role of NKp30 and NKG2D receptors[J]. J Immunol, 2005, 175(10):6352-6360.
27 Di Nicola M, Carlo-Stella C, Magni M, et al. Human bone marrow stromal cells suppress T-lymphocyte proliferation induced by cellular or nonspecific mitogenic stimuli[J]. Blood, 2002, 99(10):3838-3843.
28 Boumaza I, Srinivasan S, Witt WT, et al. Autologous bone marrow-derived rat mesenchymal stem cells promote PDX-1 and insulin expression in the islets, alter T cell cytokine patternand preserve regulatory T cells in the periphery and induce sustained normoglycemia[J]. J Autoimmun, 2009, 32(1):33-42.
29 Park MJ, Shin JS, Kim YH, et al. Murine mesenchymal stem cells suppress T lymphocyte activation through IL-2 receptor α (CD25) cleavage by producing matrix metalloproteinases [J]. Stem Cell Rev, 2011, 7(2):381-393.
30 Maitra B, Szekely E, Gjini K, et al. Human mesenenhymal stem cells support unrelated donor hematopoietie stem cells and suppress T-cell activation[J]. Bone Marrow Transplant, 2004, 33(6):597-604.
31 Di Ianni M, Del Papa B, De Ioanni M, et al. Mesenchymal cells recruit and regulate T regulatory cells[J]. Exp Hematol, 2008, 36(3):309-318.
32 Petrini I, Pacin i S, Petrini M, et al. Mesenchymal cells inhibit expansion but not cytotoxicity exerted by gammadelta T cells[J]. Eur J Clin Invest, 2009, 39(9):813-818.
33 Ghannam S, Pène J, Torcy-Moquet G, et al. Mesenchymal stem cells inhibit human Th17 cell differentiation and function and induce a T regulatory cell phenotype[J]. J Immunol, 2010, 185(1):302-312.
34 Meisel R, Zibert A, LaryeaM, et al. Human bone marrow stromal cells inhibit allogeneic T-cell responses by indoleamine 2,3-dioxygenase-mediated tryptophan degradation[J]. Blood, 2004, 103(12):4619-4621.
35 Sheng H, Wang Y, J in Y, et al. A critical role of IFN gamma in priming MSC-mediated suppression of T cell proliferation through/up-regulation o f B7-H1[J]. Cell Res, 2008, 18(8):846-857.
36 Polchert D, Sobinsky J, Douglas G, et al. IFN-gamma activation of mesenchymal stem cells for treatment and prevention of graft versus host disease[J]. Eur J Immunol 2008, 38(6):1745-1755.
37 Kang JW, Kang KS, Koo HC, et al. Soluble factorsmediated immunomodulatory effects of canine adipose tissue-derived mesenchymal stem cells[J]. Stem Cells Dev, 2008, 17(4):681-693.
38 Spaggiari GM, Abdelrazik H, Becchetti F, et al. MSCs inhibit monocyte-derived DC maturation and function by selectively interfering with the generation of immature DCs:central role of MSC-derived prostaglandin E2[J]. Blood, 2009, 113(26):6576-6583.
39 Prigione I, Benvenuto F, Bocca P, et al. Reciprocal interactions between human mesenchymal stem cells and gamma delta T cells or invariant natural killer T cells [J]. Stem C ells, 2009, 27(3):693-702.
40 Sato K, Ozaki K, OH I, et al. Nitric oxide plays a critical role in suppression of T-cell proliferation by mesenchymal stem cells[J]. Blood, 2007, 109(1):228-234.
41 Yang SH, Park MJ, Yoon IH, et al. Soluble mediators from mesenchymal stem cells suppress T cell proliferation by inducing IL-10[J]. Exp Mol Med, 2009, 41(5):315-24.
42 Selmani Z, Naji A, Gaiffe E, et al. HLA-G is a crucial immunosuppressive molecule secreted by adult human mesenchymal stem cells[J]. Transplantation, 2009, 87(9 Suppl):S62-66.
43 Yamazaki T, Akiba H, Iwai H, et al. Expression of programmed death 1 ligands by murine T cells and APC[J]. J Immunol, 2002, 169(10):5538-5545.
44 Augello A, Tasso R, Negrini SM, et al. Bone marrowmesenchymal progenitorcells inhibit lymphocyte proliferation by activation of the programmed death pathway[J]. Eur J Immunol, 2005, 35(5):1482-1490.
45 Sica GL, Choi IH, Zhu G, et a1. B7-H4, a molecule of the B7 family, negatively regulates T cell immunity[J]. Immunity, 2003, 18(6):849-861.
46 Yi KH, Chen L. Fine tuning the immune response through B7-H3 and B7-H4[J]. Immunol Rev, 2009, 229(1):145-151.
47 Xue Q, Luan X, Gu Y, et al. The negative co-signaling molecule b7-h4 is expressed by human bone marrowderived mesenchymal stem cells and mediates its T cell modulatory activity[J]. Stem Cells Dev, 2010, 19(1):27-38.
48 Yamout B, Hourani R, Salti H, et al. Bone marrow mesenchymal stem cell transplantation in patients with multiple sclerosis:a pilot study[J]. J Neuroimmunol, 2010, 227(1-2):185-189.
49 Freedman MS, Bar-Or A, Atkins HL, et al. The therapeutic potential of mesenchymal stem cell transplantation as a treatment for multiple sclerosis: consensus report of the International MSCT Study Group. Mult Scler[J]. 2010, 16(4):503-10.
50 Zappia E, Casazza S, Pedemonte E, et al. Mesenchymal stem cells ameliorate experimental autoimmune encephalomyelitis inducing T-cell anergy[J]. Blood, 2005, 106(5):1755-1761.
51 Rafei M, Birman E, Forner K, et al. Allogeneic mesenchymal stem cells for treatment of experimental autoimmune encephalomyelitis[J]. Mol Ther, 2009, 17(10): 1799-1803.
52 González MA, Gonzalez-Rey E, Rico L, et al. Treatment of experimental arthritis by inducing immune olerance with human adipose-derived mesenchymal stem ells [J]. Arthritis Rheum, 2009, 60(4):1006-1019.
53 Gonzalez-Rey E, Gonzalez MA, Varela N, et al. Human adipose-derived mesenchymal stem cells reduce inflammatory and T cell responses and induce regulatory T cells in vitro in rheumatoid arthritis[J]. Ann Rheum Dis, 2010, 69(1):241-248.
54 Chen B, Hu J, Liao L, et al. Flk-1+mesenchymal stem cells aggravate collagen-induced arthritis by up-regulating interleukin-6[J]. Clin Exp Immunol, 2010, 159(3):292-302.
55 Fiorina P, Jurewicz M, Augello A, et al. Immunomodulatory function of bone marrow-derived mesenchymal stem cells in experimental autoimmune type 1 diabetes[J]. J Immunol, 2009, 183(2):993-1004.
56 Ezquer F, Ezquer M, Contador D, et al. The antidiabetic effect of mesenchymal stem cells is unrelated to their transdifferentiation potential but to their capability to restore TH1/TH2 balance and to modify the pancreatic microenvironment[J]. Stem Cells, 2012, 30(8):1664-1674.
2012-04-19)
(本文編輯:李少婷)
10.3877/cma.j.issn.2095-1221.2012.02.009
215006 蘇州大學(xué)附屬第一醫(yī)院神經(jīng)內(nèi)科
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薛利敏, 薛群.間充質(zhì)干細(xì)胞免疫學(xué)特性及其在自身免疫病中的應(yīng)用基礎(chǔ)研究進(jìn)展[J/CD].中華細(xì)胞與干細(xì)胞雜志:電子版, 2012, 2(3):201-207.