薛滿德 趙峰月 李潔 姜丹華

（1.植物基因組學國家重點實驗室 中國科學院遺傳與發(fā)育生物學研究所，北京 100101；2.中國科學院大學，北京 101408）

核小體作為遺傳和表觀遺傳信息的載體，由約147 bp DNA纏繞組蛋白分子八聚體組成。同一組蛋白家族中分化出了氨基酸序列、表達模式或染色質定位存在差異的成員，稱為組蛋白變體。組蛋白變體和組蛋白翻譯后修飾共同參與表觀遺傳調控，極大增強了染色質的多樣性。目前研究表明，除了H4之外，其它組蛋白家族均存在變體，其中H2A和H3變體的研究較多。組蛋白變體在其特異分子伴侶的作用下組裝到染色質，參與轉錄調控、DNA損傷修復和異染色質濃縮等生命過程。在植物中，組蛋白變體不僅參與發(fā)育過程，也調控植物對環(huán)境的響應。由于組蛋白變體種類較多且功能復雜，本文將按照組蛋白家族進行分類，分別介紹同一家族中不同變體的研究進展，為進一步研究組蛋白變體在染色質調控，植物發(fā)育和環(huán)境響應中的作用提供參考。

1 組蛋白H2A變體

植物中組蛋白H2A的變體主要有replicative H2A，H2A.X，H2A.Z和H2A.W。在四類H2A變體中，replicative H2A，H2A.X和H2A.Z在動植物中相對保守，而H2A.W是一類植物特有的組蛋白變體［1］。不同的H2A變體主要是通過其蛋白質序列的長短和L1 loop，docking結構域和C端尾巴序列3個保守的結構域的不同區(qū)分［2］。replicative H2A主要行使常規(guī)組蛋白的功能，在DNA復制時參與核小體的組裝，而其它H2A變體都有其特殊的功能。

1.1 組蛋白變體H2A.Z

H2A.Z是一類真核生物中高度保守的組蛋白變體，在動植物的生長發(fā)育和環(huán)境響應中發(fā)揮重要作用。H2A.Z與其他的組蛋白變體的不同是有較短的C端尾巴，并含有KD/E保守的基序，且H2A.Z的L1 loop的結構域含有一個保守的S/TAHG的基序。由于H2A.Z的docking結構域負責H2A.Z的組裝和去除，因此和其他組蛋白變體之間也差別較大，且這種差別在動植物中高度保守，表明H2A.Z和其它H2A之間的分化較早［3］。H2A.Z主要富集在常染色質區(qū)，其在基因上的分布和基因的表達活性存在關聯(lián)。在中高度表達的基因上，H2A.Z主要處于基因5'端轉錄起始位點（transcriptional start site，TSS）附近，特別是在+1位核小體的位置明顯富集，而在低表達和響應相關基因上，H2A.Z主要在基因的body區(qū)富集（圖1）。這些不同的富集模式表明H2A.Z即參與基因表達的激活也參與基因表達的抑制［4-8］。H2A.Z不僅通過影響染色體結構，還通過自身的修飾調控轉錄。組蛋白修飾H2AK121ub是由PRC1（polycomb repressive complex 1）復合體介導的一種抑制型表觀遺傳修飾。在擬南芥（Arabidopsis thaliana）中，PRC1核心組分AtBMI1A/B/C催化H2A.Z上發(fā)生單泛素化修飾，進而通過H2A.Zub賦予H2A.Z抑制基因表達的作用，這為研究H2A.Z在轉錄調控中的作用機制提供了一個新的思路［9］。

圖1 組蛋白變體在擬南芥染色質和基因上的定位Fig.1 Chromosome and genic distributions of histone variants in A.thaliana

植物中，H2A.Z的染色質組裝由保守的ATP依賴的染色質重塑復合體SWR1（SWI2/SNF2-related 1）介導，其核心亞基有PIE1（PHOTOPERIOD-INDEPENDENT EARLY FLOWERING 1），ARP6（ACTIN RELATED PROTEIN 6），SWC4（SWR COMPLEX SUBUNIT 4） 和 SWC6（SWR COMPLEX SUBUNIT 6）等［10］。SWC4是SWR1復合體的一個特有亞基，其會招募SWR1復合體至特定的AT富集位點，將H2A.Z組裝到染色質［11］。近年來，也發(fā)現(xiàn)一些新的因子參與H2A.Z的組裝。MBD9（methyl-CpG-binding domain 9）通過招募SWR1復合體到一些轉錄激活基因上，促進H2A.Z的富集，進而抑制這些基因的表達［12-14］。對于H2A.Z在染色質上的去除機制，目前還存在爭議。酵母中的研究表明，INO80復合體能將H2A.Z從染色質上去除［15］，但是也有研究表明轉錄前復合體（preinitiation complex，PIC）介導H2A.Z從染色質上的去除［16］，且Pol II在H2A.Z的去除中發(fā)揮比INO80更重要的作用［17］。擬南芥中的研究發(fā)現(xiàn)，INO80 在不同的基因組位點上發(fā)揮H2A.Z組裝或去除的作用［18-21］，表明INO80可能具有H2A.Z組裝和去除的雙重功能。擬南芥NRP1（NAP1 related protein 1）和NRP2蛋白與H2A.Z互作也參與H2A.Z從染色質上的去除［22］。除此之外，水稻（Oryza sativa）中也有一些關于H2A.Z分子伴侶的研究。保守的H2A分子伴侶OsChz1不僅和H2A-H2B結合，而且和H2A.Z-H2B結合。在oschz1突變體中，染色質上H2A.Z的富集減少，表明OsChz1調控H2A.Z的染色質組裝［23］。水稻中也存在INO80的同源蛋白，osino80純合突變體致死，而在雜合突變體和RNAi的材料中，一些赤霉素通路基因上的H2A.Z富集降低，暗示水稻的INO80 具有H2A.Z組裝的功能［24］。人 類 中，ANP32E（acidic nuclear phosphoprotein 32 family member E）也參與H2A.Z的去除［25-26］。植物中ANP32E的同源蛋白是否參與H2A.Z的去除，目前還是未知的。

H2A.Z介導的轉錄調控在植物發(fā)育中發(fā)揮重要的作用。在開花抑制因子FLC（FLOWERING LOCUS C）上，H2A.Z在TSS附近富集的減少造成FLC表達降低以及早花的表型［27］。而FRI（FRIGIDA）作為一個FLC轉錄激活復合體的支架蛋白通過和SWR1復合體互作，介導H2A.Z的富集和 FLC 的激活［28］。在 microRNA156A（miR156A）和miR156C位點上，H2A.Z通過促進激活型的組蛋白修飾H3K4me3富集，激活miRNA的表達，促進擬南芥開花［29］。水稻的H2A.Z在赤霉素合成基因 CPS1（CARBAMOYL PHOSPHATE SYNTHASE 1）和 GA3ox2（GIBBERELLIN 3-BETA-DIOXYGENASE 2）上富集并激活基因的表達，促進赤霉素合成［24］。EIN2（ETHYLENE INSENSITIVE 2） 是 乙 烯 信 號轉導中一個關鍵因子，研究發(fā)現(xiàn)抑制型組蛋白修飾H3K27me3的去甲基化酶REF6（RELATIVE OF EARLY FLOWERING）和INO80復合體的亞基EEN（ENHANCE OF EIN6）協(xié)同抑制H3K27me3和H2A.Z在EIN2 5' UTR區(qū)的富集，從而促進EIN2的表達［30］。也有研究表明，H2A.Z通過負調控花色素苷合成基因TT3（TRANSPARENT TESTA 3）和TT4的表達來抑制擬南芥花色素苷合成［31］。在番茄中，H2A.Z抑制類胡蘿卜素合成基因SlPSY1（PHYTOENE SYNTHASE 1）的表達從而延緩番茄成熟［32］。這些研究表明，H2A.Z通過調控基因的激活或抑制，參與植物生長發(fā)育的多個方面。

H2A.Z在植物環(huán)境響應中也發(fā)揮重要的作用。擬南芥pie1，swc6 和h2a.z突變體中水楊酸響應基因 EDS5（ENHANCED DISEASE SUSCEOTIBILITY 5）和 ACD6（ACCELERATED CELL DEATH 6）持續(xù)表達，對細菌Pseudomonas syringae pv.Tomato DC3000的侵染表現(xiàn)出明顯的抗性，表明在正常生長條件下，H2A.Z抑制了EDS5和ACD6的表達［33］。白霉菌Sclerotinia sclerotiorum是一種嚴重影響植物生長發(fā)育的真菌，SWR1復合體以依賴于經典的抗病途徑RLK ERECTA（ER）通路的方式，促進H2A.Z和H3K4me3在轉錄因子WRKY33的靶基因YDD（YODA DOWNSTREAM）上的富集，從而增強 WRKY33激活 YDD表達的活性，促進擬南芥對S.sclerotioru的響應［34］。

H2A.Z不僅參與植物對生物脅迫的響應，也調控對非生物環(huán)境的響應。干旱是植物面臨的主要逆境之一，當干旱處理時，H2A.Z在干旱響應基因的body上富集降低，導致這些基因的表達激活［35］。鹽脅迫嚴重影響植物生長和發(fā)育。在鹽脅迫條件下，擬南芥轉錄因子AtMYB44啟動子區(qū)的H2A.Z被去除，從而激活AtMYB44的表達以應對鹽脅迫［36］。光作為一種植物必須的環(huán)境信號，調控植物的生長發(fā)育。在黑暗條件下，植物呈現(xiàn)下胚軸快速伸長，子葉閉合的表型，而在光下其下胚軸伸長受到抑制，子葉展開，這個過程稱為光形態(tài)建成［37］。NFYCs（NUCLEAR FACTOR-Y，subunit C）類轉錄因子和ARP6互作促進H2A.Z以光依賴的方式在一些生長素相關基因如IAA6（INDOLE-3-ACETIC ACID INDUCIBLE 6） 和 IAA19（INDOLE-3-ACETIC ACID INDUCIBLE 19）上富集并抑制它們的表達，從而阻止下胚軸伸長（圖2）［38］。此外，INO80通過組裝 H2A.Z到 HY5（ELONGATED HTPOCOTYL 5）等光誘導基因上，抑制基因轉錄［21］。在藍光下，藍光受體 CRY1（CRYPTOCHROMES 1）和 CRY2 抑制擬南芥的下胚軸伸長，促進光形態(tài)建成［39］。研究發(fā)現(xiàn)CRY1和CRY2以藍光依賴的方式與SWR1復合體的亞基SWC6和ARP6互作，介導H2A.Z在HY5的靶基因如 EXP2（EXPANSIN 2），IAA19和XTH33（XYLOGLUCAN ENDOTRANSGLUCOSYLASE/HYDROLASE 33）上的富集，抑制基因表達和下胚軸伸長。同時，HY5與SWC6和ARP6之間也存在相互作用，促進H2A.Z在HY5的靶基因上的富集，抑制這些基因的表達，促進擬南芥在藍光下的形態(tài)建成［40］。擬南芥在紅光下，其下胚軸伸長被抑制，而遠紅光能促進下胚軸的伸長，激發(fā)植物庇蔭反應。紅光受體phyB（phytochrome B）和SWC6及ARP6以紅光依賴的方式互作，促進H2A.Z在YUC9（YUCCAA9）上的富集，抑制基因的表達和下胚軸伸長［40-41］。在低紅光/遠紅光條件下，INO80復合體通過和PIF7（PHYTOCHROME INTERACTING FACTOR 7）蛋白互作，去除PIF7靶基因ATHB2（ARABIDOPSIS THALIANA HOMEOBOX PROTEIN 2）上的H2A.Z以激活其表達，促進植物的庇蔭反應［42］。植物對環(huán)境高溫的響應通路與光信號通路存在相當的重疊［43］。當環(huán)境溫度升高時，H2A.Z在一些熱響應基因上被快速去除，造成這些基因的表達發(fā)生變化，促進擬南芥的熱形態(tài)建成［44］。在這一過程中，PIF4與INO80復合體直接互作，在PIF4靶基因上將H2A.Z去除，激活其靶基因的表達［20］。INO80復合體還與催化H3K4me3的蛋白復合體COMPASS及轉錄延伸因子直接互作，從而在高溫下促進PIF4靶基因上的 H3K4me3 和轉錄延伸［20，45］。因此，INO80復合體連接了H2A.Z的去除和轉錄激活。

圖2 H2A.Z在擬南芥光溫調控中的作用Fig.2 Role of H2A.Z in photomorphogenesis，shade avo-idance and thermomorphogenesis of A.thaliana

在擬南芥之外，H2A.Z在其它植物環(huán)境響應中的作用也有報道。在水稻正常生長條件下，H2A.Z在一些磷響應基因的body上富集，抑制這些基因表達，在缺磷條件下，這些基因上的H2A.Z被去除，激活磷響應基因的表達［46］。二穗短柄草（Brachypodium distachyon）是單子葉作物的模式植物之一，生殖生長期的二穗短柄草在經歷環(huán)境溫度升高時，H2A.Z在響應相關基因上的富集降低，但在營養(yǎng)生長期經歷環(huán)境高溫時，H2A.Z的富集卻沒有明顯的變化［47］。在白菜（Brassica rapa）中，環(huán)境高溫可以促進H2A.Z在成花素基因FT（FLOWERING LOCUS T）上的富集，從而抑制FT的表達，導致白菜晚花［48］。在22℃條件下，番茄h2a.z突變體和野生型的株高和單株重量沒有明顯差別，但在17℃條件下，h2a.z突變體的株高和單株重量明顯低于野生型，表明H2A.Z可能參與調控番茄的低溫響應［49］。

1.2 組蛋白變體H2A.X

H2A.X是一類在DNA損傷修復中發(fā)揮功能的H2A變體，其主要通過磷酸化的方式行使功能［50］。H2A.X與其它H2A變體的主要區(qū)別是其C末端結構域有一個SQEF基序，而其L1 loop和replicative H2A相同，都含有一個KYAE的保守基序。H2A.X的docking結構域和replicative H2A的docking結構域也相似，主要負責和H3-H4的結合，因此docking結構域在H2A.X和H2A之間高度保守［3］。H2A.X在常染色質和異染色質均有分布（圖1）［51］。H2A.X在動植物中發(fā)揮相似的功能，當DNA發(fā)生損傷時，H2A.X的SQEF基序上的絲氨酸被磷酸化，招募DNA損傷修復因子參與DNA的損傷修復［52］。在動物中，H2A.X由組蛋白的分子伴侶FACT（facilitates chromatin transcription）復合體組裝到染色質上［53］，但植物中H2A.X的組裝機制還未有報道。

1.3 組蛋白變體H2A.W

H2A.W是植物特有的一類組蛋白變體，和其它H2A不同的是H2A.W的C端較長，并且其C端含有一個KSPKK基序，而L1 loop含有RYA/SQ/K的基序，此外其docking結構域典型的特點是其它H2A上保守的谷氨酰胺和絲氨酸被亮氨酸和甘氨酸替代，形成 VLLAI/VRNDEELGKLL的基序［3］。H2A.W 主要分布在異染色質區(qū)（圖1），并能促進異染色質的濃縮。H2A.W 和異染色質的標記H3K9me2共定位，但是在H3K9me2甲基轉移酶KRYPTONITE（KYP），SUVH5 和SUVH6的突變體 kyp；suvh5；suvh6中，H2A.W仍然定位于異染色質區(qū)，表明H2A.W在異染色質區(qū)的裝配可能不依賴于H3K9me2。此外，H2A.W的突變也不影響H3K9me2在異染色質的定位［51］。在異染色質區(qū)，H2A.W和H1協(xié)同調控異染色質的可及性和DNA甲基化，同時H2A.W能夠拮抗 H1在異染色質上的組裝，從而抑制異染色質的過度濃縮，保持轉座子上適當的甲基化水平［54］。研究表明染色質重塑因子DDM1（decrease in DNA methylation）通過其H2A.W結合結構域將H2A.W組裝到可移動的轉座子上，沉默轉座子使其不能自由移動而維持基因組的穩(wěn)定性［55］。此外，擬南芥3個H2A.W的成員之一H2A.W.7在其C端含有一個SQ基序，在DNA損傷時其絲氨酸被ATM（ataxiatelangiectasia，mutated）磷酸化，從而發(fā)揮類似H2A.X的功能，促進異染色質區(qū)域DNA的損傷修復［56］。

2 組蛋白H3變體

2.1 CenH3

在植物中，組蛋白H3存在多種變體，主要包括H3.1、H3.3和CenH3。CenH3的序列與H3.1和H3.3差別較大，尤其是在N端［57］。而CenH3 C端折疊區(qū)域的差異使CenH3被特異的沉積到著絲粒區(qū)域（圖1），在細胞分裂時紡錘體的形成和染色體的正常分離中發(fā)揮重要功能［58-59］。有研究表明，CenH3 的C端就足以在有絲分裂期使其定位到著絲粒，但不能夠支持其在減數分裂時的正常定位，從而導致減數分裂異常和種子發(fā)育缺陷，說明CenH3的 N端參與維持植物正常育性［60］。CenH3是著絲粒形成和動粒組裝的關鍵組分，擬南芥中CenH3的N端與動粒蛋白（CENP-C或MIS12）融合表達后，可以在非著絲粒位點招募其它動粒組分，形成新的著絲粒［61］。此外，由于對CenH3改造造成其功能弱化后能誘導產生單倍體，因此在育種領域極具發(fā)展前景。目前在擬南芥、小麥和玉米等中依賴于CenH3改造的單倍體誘導技術已被報道［62-64］。通過CenH3誘導單倍體有多種方式，包括：（1）將擬南芥CenH3 的N端替換為H3.3的N端，并在N端添 加 GFP（GREEN FLUORESCENT PROTEIN） 標簽［62］；（2）在擬南芥、大麥和甜菜的CenH3的C端CATD結構域（centromere-targeting domain）產生點突變［65-66］；（3）將擬南芥CenH3替換為近緣物種（如Lepidium oleraceum、Brassica rapa） 的 CenH3［67］；（4）在小麥中代表性單倍體誘導株系G23的 B和D亞基因組中的CenH3α被敲除，A亞基因組中的CenH3α的C端氨基酸序列被保留的同時，其N端發(fā)生氨基酸突變［63］；（5）在玉米中利用基因編輯技術使CenH3發(fā)生移碼突變而提前終止翻譯，進而產生cenh3突變，其雜合植株（+/-）與野生型植株雜交可以產生單倍體后代［64］。

2.2 H3.1和H3.3

高等植物的H3.1和H3.3只有4個氨基酸的差別：在第31位（Ala vs Thr）、第41位（Phe vs Tyr）、第 87位（Ser vs His）和第 90位（Ala vs Leu）［68］。H3.1和H3.3的差異從綠藻到開花植物逐漸進化而來，但在部分綠藻中只存在一種與H3.3序列和組裝方式更相似的H3，說明H3.3可能比H3.1更保守［69-70］。H3.1與H3.3在動植物中單獨進化產生，但它們氨基酸的變異位置和類型在動植物中基本相似，表明H3.1和H3.3在動植物中的進化具有趨同性［68］。

在氨基酸序列之外，H3.1和H3.3在表達模式、染色質組裝和分布等多方面都存在較大差異。首先，H3.1主要在細胞周期S期表達；而H3.3在細胞周期的各個時期都能表達［71-72］。其次，H3.1-H4二聚體被ASF1（anti-silencing factor 1）傳遞給特異的分子伴侶CAF1（chromatin assembly factor 1）復合體，其在DNA復制或修復時與定位在DNA復制叉上的蛋白PCNA（PROLIFERATING CELL NUCLEAR ANTIGEN）相互作用，進而將H3.1組裝到新合成的DNA上；而H3.3-H4二聚體則被ASF1傳遞給特異的分子伴侶HIRA復合體，以非復制依賴的方式在DNA轉錄或修復時組裝到染色質上［73-74］。動物的H3.3還能通過ATRX（alpha thalassemia/mental retardation syndrome X-linked）-DAXX（death-domain associated protein）進行染色質組裝，植物中具有保守的ATRX蛋白，但是缺乏DAXX的同源蛋白［75-77］。此外，擬南芥中的研究表明，H3.1主要分布在著絲粒附近的異染色質區(qū)域，而H3.3主要在常染色質區(qū)分布（圖1）［78］。在擬南芥中，H3.3在基因的3'端富集，且富集程度與基因表達水平正相關，這與RNA聚合酶II在基因上的富集趨勢相似，表明H3.3可能與基因的轉錄激活相關，而H3.1并沒有這種趨勢［79］。此外，H3.3還在一些基因的啟動子區(qū)富集，啟動子區(qū)H3.3的富集水平與基因表達水平并沒有相關性，但這些基因的轉錄更容易受到調控［80］。

H3.1作為DNA復制時染色質組裝的組蛋白供體之一，在細胞分裂時染色質結構和表觀遺傳標記的維持中發(fā)揮重要作用［81］。在DNA復制后，攜帶有組蛋白修飾的母本組蛋白與新合成的缺乏修飾的組蛋白都會組裝到子代DNA上，導致染色質上的表觀遺傳修飾被稀釋［82］。研究表明，植物特有的甲基轉移酶ATXR5/6（ARABIDOPSIS TRITHORAXRELATED PROTEIN 5/6）能特異識別H3.1，并在H3.1上催化產生抑制型修飾H3K27me1，進而幫助H3K27me1水平的恢復和異染色質的維持［83-84］。ATXR5/6特異識別 H3.1與其 31位特有的丙氨酸有關，而植物H3.3上第31位的蘇氨酸會抑制ATXR5/6的活性［84］。H3.1的減少除了造成H3K27me1水平降低，還會造成H3K27me3的降低，并且H3.3或H3.1A31T 均不能回補該表型，表明H3.1上的H3K27me1可能幫助H3K27me3的維持［85］。在S期，ATXR5/6和H3K27me3的甲基轉移酶PRC2都在復制位點定位，因此PRC2可能與ATXR5/6在復制位點協(xié)同催化H3K27me3，使其恢復至母本水平［85-86］。近期研究發(fā)現(xiàn)，ATXR5/6在H3.1上催化的H3K27me1能夠抑制組蛋白乙酰轉移酶GCN5催化激活型修飾H3K27ac和H3K36ac，從而維持轉錄抑制［87］。

在動物中，H3.3的丟失會造成胚胎發(fā)育的缺陷。在小鼠胚胎干細胞中H3.3促進發(fā)育相關基因啟動子區(qū)核小體的交換速率和H3K27me3的富集，進而影響胚胎干細胞染色質環(huán)境的建立和細胞分化［88］。非洲爪蟾的研究中發(fā)現(xiàn)，H3.3第31位絲氨酸的磷酸化能順式促進H3K27ac的建立，為胚胎發(fā)育提供合適的染色質環(huán)境［89］。H3.3在植物中的功能目前還只有較少研究。根尖分生區(qū)細胞停止分裂進入內復制循環(huán)和分化階段伴隨著大量的H3.1被H3.3代替［90］。此外，氣孔細胞系進行最后一次細胞分裂產生保衛(wèi)細胞時也伴隨著大量的H3.3組裝進入染色質，且該過程可能會促進H3K27me3的重編程［90-91］。因此，H3.3可能調控細胞分化時的表觀遺傳重編程。擬南芥H3.3敲低后產生的異常表達基因大多發(fā)生下調，且富集在多種環(huán)境響應的通路上，說明H3.3可能在環(huán)境響應基因的激活中發(fā)揮重要作用［92］。H3.3還能維持基因body上DNA的CG甲基化，并抑制H2A.Z和 H1在基因body區(qū)的富集［92］。此外，H3.3促進激活型修飾H3K4me3和H3K36me3在開花抑制因子FLC上的建立和FLC位點gene loop的形成，進而促進FLC的表達以抑制擬南芥開花［93］。

2.3 其它H3變體

除了以上主要的H3變體，擬南芥中還存在一些非典型的H3變體，其中H3.15 在愈傷組織的形成中發(fā)揮重要作用［94］。組織損傷會快速誘導H3.15在傷口附近的表達，由于H3.15的第27位為組氨酸而非賴氨酸，導致H3.15上無法催化產生H3K27me3，因此H3.15的組裝會造成染色質上H3K27me3的稀釋，進而導致愈傷形成相關基因的去抑制，促進愈傷組織的形成和組織再生［94］。另一個變體H3.10在擬南芥精細胞的表觀遺傳重編程中發(fā)揮重要功能［95］。H3.10作為精細胞特異表達的組蛋白變體，在精子染色質中大量積累，但H3.10的第27位賴氨酸附近氨基酸的變異導致H3.10上無法添加H3K27me1和H3K27me3，造成H3K27me3的大規(guī)模丟失，進而促進與精子分化相關基因的表達和染色質狀態(tài)的表觀重編程［95-96］。父本染色質攜帶的H3.10在受精完成后幾個小時內迅速在合子染色質中被去除，這一過程伴隨著H3.3的重新合成和組裝，并有可能與此階段合子基因組的激活有關［96-98］。

3 組蛋白H2B變體

相比于H2A和H3的變體，H2B的變體在植物中研究相對較少。相對于其他組蛋白家族，植物中H2B變體之間的序列差別較大，而且這種差別主要集中在N端。除了序列的差別外，一些H2B變體也存在特異的表達模式，擬南芥的H2B.S特異在精細胞和成熟胚胎細胞中高表達。這兩類細胞的染色質均高度濃縮，暗示H2B.S的組裝可能有利于染色質的濃縮。H2B.S的序列與其它H2B差別較大，并且有一段延長的N端。類似的H2B在水稻、玉米和番茄等植物中均存在，且也在成熟種子中特異表達，但是并不在精細胞中表達［99-100］，表明擬南芥的H2B.S可能額外進化出了精細胞的表達模式。

對擬南芥營養(yǎng)生長期表達的H2B成員的分析表明，盡管大部分H2B均在分裂旺盛的組織中表達，H2B.3卻在已分化組織中高表達，這種表達模式與H3.3相似。染色質定位分析也發(fā)現(xiàn)相對于其它H2B，H2B.3在常染色質區(qū)富集較高，而在異染色質區(qū)則較低，并且H2B.3傾向于與H2A.Z和H3.3形成核小體，這些結果表明H2B.3是一個非復制依賴型的組蛋白變體［99］。總體而言，植物中H2B變體的研究尚處于起步階段，還有待對它們的具體功能進行進一步分析。

4 組蛋白H1變體

接頭組蛋白H1具有較短的N端、GH1（central globular）結構域和無序且富含賴氨酸的C端［101］。H1能通過其保守的GH1結構域結合核小體，并通過C端結合接頭DNA并拉近相鄰的核小體使染色質壓縮［102］。

擬南芥中的H1存在3種變體：H1.1、H1.2和H1.3，其中 H1.1和H1.2作為主要的H1供體，序列相似且在植物中廣泛表達［103］。H1.1和H1.2主要在異染色質區(qū)域以及基因body上富集（圖1），與基因的表達和H3K4me3負相關［104］。H1.1和H1.2可能通過調節(jié)染色質的可及性來阻止DNA甲基轉移酶接觸DNA，進而維持異染色質區(qū)DNA的甲基化水平，防止過高的甲基化［105］。前期研究還發(fā)現(xiàn)，H3.3抑制H1的組裝，所以H3.3與H1的拮抗關系可能在染色質的可及性和轉錄調控中發(fā)揮重要功能［92］。而H1.3在非脅迫條件下僅在一部分類型的細胞如保衛(wèi)細胞中表達，但弱光、干旱等脅迫或ABA會誘導H1.3在其他組織中大量表達，參與植物環(huán)境脅迫響應［104］。H1.3同樣在異染色質區(qū)和基因body上富集，但與基因表達和H3K4me3負相關的程度弱于H1.1和 H1.2［104］。相對于 H1.1和 H1.2，H1.3的 N 端和C端都更短，且缺乏增強與DNA結合的（S/T）PXK基序，導致H1.3與染色質的結合更不穩(wěn)定［104］。研究還發(fā)現(xiàn)，脅迫誘導DNA甲基化程度的升高是依賴H1.3的，被脅迫誘導表達的H1.3可能會競爭H1.1和H1.2的結合位點，但其結構與DNA結合能力的不同可能會改變染色質的可及性［104］。

擬南芥中3個H1都突變會造成種子休眠、早花、側根數目變多等多種發(fā)育缺陷的表型［106］。研究發(fā)現(xiàn)，H1不僅是異染色質形成所必須的，還會抑制常染色質區(qū)核小體的密度和流動性，并影響H3K9ac、H3K27me3和 H3K4me3的水平［106］。但 H1全部突變后只會影響一小部分TE和基因的表達，所以在正常生長條件下，大部分基因的轉錄調控并不會被H1所介導的核小體狀態(tài)和染色質結構影響［106］。

5 總結和展望

組蛋白變體在表觀遺傳調控中發(fā)揮著重要的作用，盡管目前對植物組蛋白變體本身的性質和功能已經有了相當的了解，但是仍然存在一定的局限。例如，目前的研究主要集中于H2A家族，對其它家族中變體的功能還缺乏系統(tǒng)性的研究。

組蛋白變體在表觀遺傳調控中發(fā)揮著重要的功能，組蛋白的翻譯后修飾也在表觀遺傳介導的植物生長發(fā)育和環(huán)境響應中發(fā)揮重要作用［107-108］。一些組蛋白變體與組蛋白修飾存在相似的染色質定位，但是組蛋白變體是如何與組蛋白修飾互作并協(xié)同參與表觀遺傳調控的，還有待進一步研究。此外，雖然研究發(fā)現(xiàn)染色質重塑因子在組蛋白變體的染色質組裝和去除中發(fā)揮重要作用，但它們的具體功能和招募機制仍不清楚。

植物中存在一些細胞特異性的組蛋白變體如H3.10和H2B.S，由于其在特定的組織中表達且含量較低，較難利用常規(guī)的方法進行研究。單細胞測序技術、空間組學和微量染色質免疫共沉淀方法（如CUT&Tag）的發(fā)展，將能夠幫助更好的理解細胞特異性組蛋白變體的功能。此外，這些方法也將有助于在單細胞層面揭示組蛋白變體富集和定位的動態(tài)變化及其對染色質活性和細胞功能的影響。

相較于模式植物，作物的基因組更加復雜。因此復雜基因組作物中的染色質調控及組蛋白變體的功能可能與模式植物存在較大差異。目前植物中組蛋白變體的研究主要集中于模式植物，而在作物中研究較少。近年來高通量測序技術的革新，極大促進了復雜基因組作物中的染色質調控研究。作物中組蛋白變體功能的研究將有助于進一步揭示復雜基因組的染色質調控機理和表觀遺傳調控在重要作物相關性狀中的作用，為利用表觀遺傳調控進行作物改良提供基礎。