阿丹 潘袁 黃漢杰 陶雪琴 盧桂寧 杜建軍 鄒夢(mèng)遙

摘 要：有色溶解性有機(jī)質(zhì)（CDOM）是水體中天然有機(jī)質(zhì)的重要組成成分，它的過(guò)量輸入會(huì)造成湖泊、水庫(kù)等水體的富營(yíng)養(yǎng)化，甚至直接污染飲用水。植物修復(fù)技術(shù)具有經(jīng)濟(jì)有效、綠色環(huán)保等特點(diǎn)，適用于環(huán)境中CDOM面源污染的控制與治理以及污水處理廠尾水中CDOM的深度凈化。研究植物凈化過(guò)程中CDOM的脫色原理及環(huán)境行為，對(duì)水環(huán)境保護(hù)和飲用水安全具有十分重要的意義。通過(guò)CDOM在植物根際中的脫色、分布和組成分析，探究植物對(duì)CDOM的脫色性能以及CDOM在根際環(huán)境的分布特征和組成成分;結(jié)合植物根系分泌物和酶提取液的脫色實(shí)驗(yàn)，考察根系分泌物和植物酶對(duì)CDOM脫色反應(yīng)的影響機(jī)制。結(jié)果表明：CDOM難以自然水解，其有效脫色依賴(lài)于植物的存在;植物對(duì)CDOM的作用方式以根系吸收為主、根表吸附為輔，形成了大部分CDOM以低分子形態(tài)累積在植物體內(nèi)（92.2%）、少部分CDOM以高分子形態(tài)附著在植物表面（7.7%）的分布特征;植物根系分泌物雖然不能直接影響CDOM的脫色過(guò)程，但可以通過(guò)改善根際微環(huán)境、促進(jìn)微生物生長(zhǎng)、富集相關(guān)降解菌種、改變CDOM生物可利用性等方式來(lái)強(qiáng)化根際微生物對(duì)根表附著的高分子CDOM的碳源利用能力;經(jīng)生物降解生成的低分子CDOM通過(guò)根系吸收進(jìn)入植物體內(nèi)，并在植物酶的作用下進(jìn)一步代謝分解，從而達(dá)到植物凈化CDOM的目的。

關(guān)鍵詞：有色溶解性有機(jī)物;植物修復(fù);根際效應(yīng);根系分泌物;酶提取液

中圖分類(lèi)號(hào)：X524?? 文獻(xiàn)標(biāo)志碼：A?? 文章編號(hào)：2096-6717（2022）03-0119-07

收稿日期：2020-06-16

基金項(xiàng)目：國(guó)家自然科學(xué)基金（41907293）;廣東省自然科學(xué)基金（2019A1515012217）;廣州市科技計(jì)劃（201704020187）

作者簡(jiǎn)介：阿丹（1985- ），女，博士，副教授，主要從事生物修復(fù)研究，E-mail：adan@zhku.edu.cn。

鄒夢(mèng)遙（通信作者），女，副教授，E-mail：mengyaozou@zhku.edu.cn。

Received：2020-06-16

Foundation items：National Natural Science Foundation of China （No. 41907293）; Natural Science Foundation of Guangdong Province （No. 2019A1515012217）; Science and Technology Plan Project of Guangzhou City （No. 201704020187）

Author brief：A Dan （1985- ）， PhD， associate professor， main research interest： biological remediation， E-mail： adan@zhku.edu.cn.

ZOU Mengyao （corresponding author）， associate professor， E-mail： mengyaozou@zhku.edu.cn.

Decolorization mechanism and environmental behavior of colored dissolved organic matter in the rhizosphere of Phragmites australis

A Dan1， PAN Yuan1， HUANG Hanjie1， TAO Xueqin1， LU Guining2， DU Jianjun1， ZOU Mengyao1

（1. College of Resources and Environment; Engineering and Technology Research Center for Agricultural Land Pollution Integrated Prevention and Control of Guangdong Higher Education Institutes， Zhongkai University of Agriculture and Engineering，Guangzhou 510225， P. R. China; 2. School of Environment and Energy; The Key Laboratory of Pollution Control and Ecosystem Restoration in Industry Clusters， Ministry of Education， South China University of Technology， Guangzhou 510006， P. R. China）

Abstract： Colored dissolved organic matter （CDOM） is an important component of natural organic matter in water. CDOM with high concentrations may cause eutrophication of drinking water sources such as lakes and reservoirs， and even directly pollute municipal tap water. Phytoremediation is regarded as an effective， economical， and ecological technology for the treatment of CDOM non-point pollution， and the purification of CDOM polluted wastewater treatment plant discharge. For the sake of aquatic environmental protection and drinking water safety， it is very necessary to study the decolorization mechanism and environmental behavior of CDOM by plants. In the present study， the decolorization， distribution， and composition of CDOM in the rhizosphere of Phragmites australis were investigated， as well as the influence mechanism of plant root exudates and enzyme extracting solution on the CDOM removal. The results showed that CDOM was difficult to be hydrolyzed， and its effective decolorization depended on the effect of plants. In the rhizosphere， CDOM was mainly removed by plant uptake and supplemented by root adsorption， forming the distribution characteristics that most of the CDOM were accumulated by plants as low molecules （92.2%） and the rest were adhered to root surface as high molecules （7.7%）. Although root exudates cannot directly affect the decolorization process of CDOM， they can enhance the carbon source utilization ability of rhizosphere microbes to the high molecular CDOM， by improving the rhizosphere microenvironment， promoting the microbial growth， enriching the related-degrading bacteria， and changing the CDOM bioavailability. Low molecular CDOM generated by microbial degradation was transported into the plant through root uptake， and then were metabolized under the effect of plant enzymes， so as to achieve the purpose of CDOM purification by plants.

Keywords： chromophoric dissolved organic matter; phytoremediation; rhizosphere effect; root exudate; enzyme extracting solution

有色溶解性有機(jī)質(zhì)（CDOM）是由腐殖酸、富里酸和芳香烴等組成的復(fù)雜有機(jī)質(zhì)，也是水體中天然有機(jī)質(zhì)的重要組成成分[1]。CDOM是水生態(tài)系統(tǒng)中重要的碳賦存形式之一，對(duì)生物地球化學(xué)循環(huán)、能量流動(dòng)及水質(zhì)安全有著重要的影響[2-3]。由于自身的吸附性和絡(luò)合性，CDOM還是水體中有機(jī)污染物和重金屬的重要載體[4-5]，對(duì)污染物的歸趨、毒性效應(yīng)和生物有效性有著深遠(yuǎn)影響[6]。CDOM常被用來(lái)表征湖泊、水庫(kù)等水體的富營(yíng)養(yǎng)化程度[7]，過(guò)量的CDOM輸入會(huì)對(duì)水源水質(zhì)造成威脅[8]。此外，高濃度的CDOM還可能與水處理中的氯發(fā)生反應(yīng)，生成鹵乙酸和三鹵甲烷等致癌物質(zhì)[9]，并為飲用水中細(xì)菌的生長(zhǎng)提供碳源[10]，從而影響人類(lèi)健康[11]?？梢?jiàn)，控制水體中的CDOM含量對(duì)水環(huán)境保護(hù)和飲用水安全都具有十分重要的意義。

植物修復(fù)技術(shù)因其效果好、成本低、無(wú)二次污染等特點(diǎn)，有望應(yīng)用于環(huán)境中CDOM面源污染的控制與治理以及污水處理廠尾水中CDOM的深度凈化。Cano等[12]研究表明，種有紅鳥(niǎo)蕉和紙莎草的濕地系統(tǒng)比無(wú)植物對(duì)照組的脫色效果高出20%～21%。Huang等[13]研究證實(shí)，使用海馬齒的植物浮床技術(shù)可以有效去除水體中CDOM，且根際效應(yīng)起到主要作用。A等[14]發(fā)現(xiàn)蘆葦濕地系統(tǒng)對(duì)污水中腐殖酸的脫色效果（76%～90%）顯著高于無(wú)植物濕地系統(tǒng)（59%～86%）。因此，有必要進(jìn)一步研究植物對(duì)CDOM的脫色原理以及CDOM在植物根際的環(huán)境行為。

筆者以常見(jiàn)濕地植物蘆葦（Phragmites australis）為受試植物，以腐殖酸為代表性CDOM，旨在通過(guò)CDOM在蘆葦根際的脫色、分布和組成分析，探究植物對(duì)CDOM的脫色性能，以及CDOM在根際環(huán)境的分布特征與組成成分;通過(guò)蘆葦根系分泌物的脫色實(shí)驗(yàn)，考察植物根系分泌物對(duì)CDOM脫色的影響;通過(guò)蘆葦酶提取液的脫色實(shí)驗(yàn)，了解植物酶對(duì)CDOM脫色的作用。研究結(jié)果有助于揭示CDOM在植物根際的脫色機(jī)理及其環(huán)境行為，為植物修復(fù)CDOM的研究和應(yīng)用提供技術(shù)支持和理論依據(jù)。

1 材料與方法

1.1 CDOM在蘆葦根際的脫色、分布和組成分析

1.1.1 CDOM脫色效果分析

向每個(gè)玻璃瓶中添加500 mL濃度為50 mg/L的腐殖酸鈉（Sigma Aldrich，上海）溶液，然后移入3株長(zhǎng)勢(shì)相同的蘆葦幼苗。所有玻璃瓶用錫紙包裹進(jìn)行遮光處理，并置于溫室條件（24 ℃、1 950 lx、16 h light/8 h dark）下進(jìn)行為期82 d的植物水培實(shí)驗(yàn)。實(shí)驗(yàn)共設(shè)置3個(gè)處理組：1）有植物且添加腐殖酸的植物有機(jī)質(zhì)實(shí)驗(yàn)組;2）有植物且不添加腐殖酸的植物對(duì)照組;3）無(wú)植物且添加腐殖酸的有機(jī)質(zhì)對(duì)照組，每組設(shè)兩個(gè)平行。實(shí)驗(yàn)期間在82 d里連續(xù)采樣13次，每次采樣10 mL測(cè)定色度，且采樣前補(bǔ)充蒸發(fā)掉的水量并攪拌均勻，以避免水分耗損對(duì)色度的影響。色度的定量以390 nm波長(zhǎng)下的吸光度換算得到[14]。

1.1.2 CDOM分布特征分析

待CDOM脫色效果實(shí)驗(yàn)結(jié)束，立即回收蘆葦?shù)母?、根系附著物及容器底部沉淀物。將上?種樣品放入烘箱干燥（65 ℃，48 h）后稱(chēng)重。使用0.02 mol/L的NaOH作為CDOM洗脫液，根系樣品使用30 mL洗脫液洗脫至洗脫液沒(méi)有色度為止（n=7）（n為采樣次數(shù)），根系附著物和容器底部沉淀物樣品均使用10 mL洗脫液洗脫至洗脫液沒(méi)有色度為止（n=5），然后測(cè)定所有樣品洗脫液的色度。

1.1.3 CDOM組成成分分析

待CDOM脫色效果分析結(jié)束，立即回收植物有機(jī)質(zhì)實(shí)驗(yàn)組和有機(jī)質(zhì)對(duì)照組的剩余溶液;待CDOM分布特征分析結(jié)束，立即回收植物有機(jī)質(zhì)實(shí)驗(yàn)組和植物對(duì)照組的根系洗脫液。將上述樣品調(diào)節(jié)到pH值為8.0、色度為20 CU的狀態(tài)后，用超濾離心管（Amicon Ultra-4、Milipore、美國(guó)）超濾，然后計(jì)算濾液中5種不同截留分子量（3 000、10 000、30 000、50 000、100 000 NMWL）的濃度來(lái)分析不同樣品中CDOM的組成成分，具體操作步驟參照超濾離心管的使用說(shuō)明書(shū)。

1.2 蘆葦根系分泌物的脫色實(shí)驗(yàn)

蘆葦根系分泌物的制備分為兩部分：1）水溶性分泌物樣品的制備：待CDOM脫色效果實(shí)驗(yàn)結(jié)束，立即回收植物有機(jī)質(zhì)實(shí)驗(yàn)組的蘆葦根，并稱(chēng)取一定濕重（11.7 g）的根系樣品;將根系樣品浸入200 mL超純水中，置于振蕩培養(yǎng)箱（（28±1） ℃、120 r/min、3 min）內(nèi)振蕩以清洗根系附著物;將根系樣品取出，重新浸入200 mL超純水中，置于人工氣候培養(yǎng)箱（（28±1） ℃、8 000 lx、16 h light/8 h dark）內(nèi)靜置培養(yǎng)1 d;將根系樣品取出，并將剩余溶液經(jīng)0.2 μm醋酸纖維膜針頭過(guò)濾器（DISMIC-25CS，ADVANTEC，日本）過(guò)濾，所得濾液作為水溶性分泌物樣品。2）根系附著分泌物樣品的制備：將上述根系樣品浸入100 mL超純水中，使用超聲粉碎機(jī)和旋轉(zhuǎn)震蕩儀交替進(jìn)行超聲（20 kHz、130 W、1 min）和振蕩各6次;將根系樣品取出，并將剩余溶液經(jīng)0.2 μm醋酸纖維素膜針頭過(guò)濾器過(guò)濾，所得濾液作為根系附著分泌物樣品。

將上述水溶性分泌物樣品和根系附著分泌物樣品經(jīng)冷凍干燥機(jī)濃縮干燥后，分別復(fù)溶于乙腈中，制成5倍濃縮根系分泌液。取0.5 mL上述濃縮液和4.5 mL濃度為50 mg/L的腐殖酸鈉溶液（pH值8.0）混合，然后注入褐色試管中，并置于振蕩培養(yǎng)箱（25 ℃、100 r/min）內(nèi)培養(yǎng)。同時(shí)設(shè)置不添加根系分泌液的空白對(duì)照一起培養(yǎng)。連續(xù)4 d定時(shí)采取0.1 mL水樣進(jìn)行吸光度測(cè)定，以390 nm波長(zhǎng)下的吸光度換算成色度（CU），以465、665 nm波長(zhǎng)下吸光度的比值（E4/E6）來(lái)表征CDOM的腐殖化程度。E4/E6值越小，表明CDOM的芳香性越高、分子量越高[15]。

1.3 蘆葦酶提取液的脫色實(shí)驗(yàn)

待CDOM脫色效果實(shí)驗(yàn)結(jié)束，立即回收植物有機(jī)質(zhì)實(shí)驗(yàn)組的蘆葦根，并稱(chēng)取濕重240 mg的根系樣品。使用P-PER植物總蛋白抽提試劑盒（P-PER Plant Protein Extraction Kit，Thermo Scientific，美國(guó)）抽提蘆葦根系的組織蛋白，所得溶液作為植物酶提取液。取酶提取液按照0%、1%、5%的體積比與50 mg/L腐殖酸鈉溶液（pH值8.0）混合，然后注入褐色試管中，并置于振蕩培養(yǎng)箱（20 ℃、100 r/min）內(nèi)培養(yǎng)。連續(xù)2 d定時(shí)采取0.1 mL水樣，并在390、465、665 nm波長(zhǎng)下測(cè)定吸光度并計(jì)算其色度與E4/E6值。

2 結(jié)果和分析

2.1 CDOM在蘆葦根際的脫色、分布和組成

2.1.1 CDOM脫色效果

不同處理組中蘆葦對(duì)CDOM的脫色效果見(jiàn)圖1。在整個(gè)實(shí)驗(yàn)過(guò)程中，植物有機(jī)質(zhì)實(shí)驗(yàn)組表現(xiàn)出較好的脫色效果（84%），在前40 d，植物便將色度從244 CU降至50 CU，此后色度穩(wěn)定在37～44 CU之間。植物對(duì)照組因?yàn)闆](méi)有添加CDOM，其初始色度接近于零（2.6 CU），但隨著實(shí)驗(yàn)的進(jìn)行，其色度緩慢上升到17 CU，這可能是植物釋放的分泌物中含有CDOM所致，但整體色度變化不大，可以忽略不計(jì)。有機(jī)質(zhì)對(duì)照組因?yàn)槿鄙僦参锏淖饔?，色度?2 d里僅從251 CU下降到213 CU。可見(jiàn)CDOM的自然水解速度十分緩慢，其脫色效應(yīng)主要依賴(lài)于植物的作用。一方面，植物可以通過(guò)直接吸收和吸附CDOM來(lái)減少其環(huán)境含量;另一方面，植物根系可以為微生物提供生長(zhǎng)介質(zhì)，從而間接促進(jìn)CDOM的生物降解。

2.1.2 CDOM分布特征

植物根系、根系附著物及容器底部沉淀物中CDOM提取液的色度見(jiàn)圖2。根系吸收、根系附著、沉淀物中CDOM色度分別為4.6×106、3.8×105、4.0×103? CU，且色度在這3種組分中的占比依次為92.20%、7.71%、0.08%。由此可見(jiàn)，CDOM大部分被根系吸收到植物體內(nèi)，少部分吸附在植物根表，只有極少量殘?jiān)c根系分泌物共同絮凝沉降在容器底部。雖然濃度相差甚遠(yuǎn)，植物有機(jī)質(zhì)實(shí)驗(yàn)組和植物對(duì)照組中CDOM的分布規(guī)律基本一致，說(shuō)明植物本身也含有一定量的CDOM[16]，且植物對(duì)不同濃度CDOM的去除方式均為根系吸收為主、根表吸附為輔。

2.1.3 CDOM組成成分

脫色處理液中CDOM不同分子量占比如圖3（a）所示。有機(jī)質(zhì)對(duì)照組中高分子CDOM（分子量>100 kDa）的占比（67%）高于植物有機(jī)質(zhì)實(shí)驗(yàn)組（33%），表明植物可以促進(jìn)CDOM分解，從而達(dá)到低分子化的效果。然而，有機(jī)質(zhì)對(duì)照組中低分子CDOM（分子量<10 kDa）的占比（21%）也高于植物有機(jī)質(zhì)實(shí)驗(yàn)組（11%），這可能是因?yàn)榈头肿佑袡C(jī)質(zhì)容易被植物吸收，從而轉(zhuǎn)移進(jìn)入植物體內(nèi)[17]。

根系洗脫液中CDOM不同分子量占比如圖3（b）所示。植物對(duì)照組中低分子CDOM（分子量<30 kDa）的占比（37%）低于植物有機(jī)質(zhì)實(shí)驗(yàn)組（43%），特別是植物有機(jī)質(zhì)實(shí)驗(yàn)組中發(fā)現(xiàn)了低分子CDOM（分子量<3 kDa）（8%），而植物對(duì)照組中沒(méi)有（0%），說(shuō)明只有低分子有機(jī)質(zhì)才能通過(guò)細(xì)胞膜進(jìn)入植物體內(nèi)，這進(jìn)一步解釋了圖3（a）中植物有機(jī)質(zhì)實(shí)驗(yàn)組的脫色處理液中低分子CDOM含量少的原因。

2.2 蘆葦根系分泌物對(duì)CDOM的脫色效果

根系分泌液脫色實(shí)驗(yàn)結(jié)果如圖4所示。隨著時(shí)間的推移，CDOM的色度和E4/E6值在不同根系分泌物中均十分穩(wěn)定，分別為249～290 CU和3.5～4.6（水溶性分泌物）、322～353 CU和3.2～4.0（根系附著分泌物）、245～280 CU和4.0～5.0（無(wú)添加對(duì)照樣）。其中，水溶性分泌物的色度范圍與無(wú)添加對(duì)照樣非常相近，但低于根系附著分泌物;而根系附著分泌物的E4/E6值則略低于另外兩種。由此可知，

不但蘆葦根系分泌物對(duì)CDOM的脫色及其腐殖化過(guò)程均無(wú)直接影響，而且植物分泌的CDOM分子量較大，附著在植物根表上不易隨水流動(dòng)，這與前面發(fā)現(xiàn)的低分子CDOM易被吸收進(jìn)入植物體內(nèi)的結(jié)果相呼應(yīng)。

2.3 蘆葦酶提取液對(duì)CDOM的脫色效果

酶提取液脫色實(shí)驗(yàn)的結(jié)果如圖5所示。隨著酶提取液添加量的提高，CDOM的反應(yīng)呈現(xiàn)如下規(guī)律：在無(wú)添加對(duì)照樣中，色度從217 CU上升到246 CU，且E4/E6值從5.9下降到5.5;在1%酶提取液添加樣中，色度和E4/E6值均十分穩(wěn)定，分別為250 CU和5.6;而在5%酶提取液添加樣中，色度從321 CU下降到288 CU，且E4/E6值從2.7上升到4.1。表明植物酶可以作用于CDOM的低分子化進(jìn)程，從而起到脫色的效果，這就解釋了在CDOM組成成分分析中觀察到植物能夠使CDOM低分子化的原因。

3 討論

在自然水解條件下，CDOM難以發(fā)生脫色反應(yīng)，其有效脫色依賴(lài)于植物作用。絕大部分CDOM累積在植物體內(nèi)，少量吸附在根系表面，只有極少量與根系分泌物共同絮凝沉淀。因此，植物以根系吸收為主、根表吸附為輔的途徑對(duì)CDOM進(jìn)行脫色，這就決定了CDOM在植物不同組分中的分布規(guī)律;高分子有機(jī)物（分子量>3.5 kDa）容易附著在植物細(xì)胞壁上，而低分子有機(jī)物（分子量<3.5 kDa）可以通過(guò)植物細(xì)胞膜進(jìn)入植物體內(nèi)[17]。這與本研究的結(jié)果相一致，可見(jiàn)植物的存在有助于CDOM的低分子化，而這些低分子CDOM易被根系吸收進(jìn)入植物體內(nèi)。

雖然研究發(fā)現(xiàn)根系分泌物對(duì)CDOM的脫色反應(yīng)并無(wú)明顯影響，但這并不表示它毫無(wú)作用。一方面，根系分泌物可以作為碳源而被微生物直接利用[18];另一方面，植物釋放的有機(jī)酸不但能夠使細(xì)胞表面吸附的腐殖酸結(jié)構(gòu)發(fā)生變化[15]，而且可以刺激植物根系生長(zhǎng)與ATP合成酶生成[19-20]。由此認(rèn)為，植物根系分泌物并不是直接作用于CDOM的脫色過(guò)程，而是通過(guò)改變CDOM的形態(tài)結(jié)構(gòu)以增強(qiáng)其生物可利用性，以及刺激相關(guān)功能菌的富集，從而促進(jìn)CDOM的生物降解[21-23]。此外，植物的存在不但可以通過(guò)提供生長(zhǎng)介質(zhì)、釋放營(yíng)養(yǎng)物質(zhì)和氧氣等根際效應(yīng)來(lái)改善根際微生物的生長(zhǎng)條件[24]，而且可以通過(guò)生成過(guò)氧化物酶等代謝酶來(lái)促進(jìn)CDOM的低分子化過(guò)程[25]。

結(jié)合植物脫色實(shí)驗(yàn)和已知的微生物相關(guān)特性，圖6匯總了CDOM在蘆葦根際的脫色機(jī)理：1）高分子CDOM吸附在根表的細(xì)胞壁上，低分子CDOM通過(guò)細(xì)胞膜進(jìn)入植物體內(nèi);2）植物的存在為微生物的富集提供了適宜的界面和微環(huán)境;3）CDOM的存在為植物和根際微生物的生長(zhǎng)提供了碳源;4）植物釋放的根系分泌物可以改變CDOM結(jié)構(gòu)，增強(qiáng)微生物活性;5）步驟2）～4）均有利于附著在植物根表的CDOM發(fā)生生物降解，從高分子有機(jī)質(zhì)分解成低分子有機(jī)質(zhì);6）經(jīng)低分子化過(guò)程的CDOM被根系吸收進(jìn)入植物體內(nèi)，從而被植物酶進(jìn)一步代謝分解。

4 結(jié)論

1）CDOM難以發(fā)生自然水解，其有效脫色依賴(lài)于植物作用。以根系吸收為主、根表吸附為輔的植物作用途徑?jīng)Q定了CDOM大量累積于植物體內(nèi)、少量附著在植物表面的分布特征。其中，高分子CDOM往往附著在植物細(xì)胞壁上，而低分子CDOM能夠通過(guò)細(xì)胞膜進(jìn)入植物內(nèi)。

2）植物根系分泌物不能直接作用于CDOM的脫色反應(yīng)，但可以通過(guò)提供生長(zhǎng)介質(zhì)和碳源促進(jìn)根際微生物生長(zhǎng)、改變CDOM形態(tài)結(jié)構(gòu)以改善其生物可利用性，以及富集相關(guān)降解菌群強(qiáng)化生物降解功能等方式來(lái)間接調(diào)控CDOM的脫色降解過(guò)程。

3）吸附在根系表面的高分子CDOM能作為碳源被根際微生物利用，經(jīng)降解變成低分子CDOM后可通過(guò)根系吸收進(jìn)入植物體內(nèi)，并受到植物酶的代謝作用被進(jìn)一步分解礦化，從而完成植物對(duì)CDOM的凈化作用。參考文獻(xiàn)：

[1] 閆淑霞， 劉春花， 梁巖. 腐殖酸的結(jié)構(gòu)特性與應(yīng)用研究進(jìn)展[J]. 天然產(chǎn)物研究與開(kāi)發(fā)， 2017， 29（3）： 511-516.

YAN S X， LIU C H， LIANG Y. Review on structural properties and multiple functionalities of humic acids [J]. Natural Product Research and Development， 2017， 29（3）： 511-516. （in Chinese）

[2] COBLE P G. Marine optical biogeochemistry：The chemistry of ocean color [J]. ChemInform， 2007， 38（20）： 402-418.

[3] ZHOU Y Q， ZHOU L， ZHANG Y L， et al. Autochthonous dissolved organic matter potentially fuels methane ebullition from experimental lakes [J]. Water Research， 2019， 166： 115048.

[4] CLEMENTS W H， BROOKS M L， KASHIAN D R， et al. Changes in dissolved organic material determine exposure of stream benthic communities to UV-B radiation and heavy metals： Implications for climate change [J]. Global Change Biology， 2008， 14（9）： 2201-2214.

[5] DU Y X， ZHANG Q Y， LIU Z W， et al. Composition of dissolved organic matter controls interactions with La and Al ions： Implications for phosphorus immobilization in eutrophic lakes [J]. Environmental Pollution， 2019， 248： 36-47.

[6] LIPCZYNSKA-KOCHANY E. Humic substances， their microbial interactions and effects on biological transformations of organic pollutants in water and soil： A review [J]. Chemosphere， 2018， 202： 420-437.

[7] 劉新， 王友權(quán)， 徐華成， 等. 富營(yíng)養(yǎng)化湖泊藻型及草型區(qū)微生物群落對(duì)有色可溶有機(jī)物組成的影響[J]. 生態(tài)環(huán)境學(xué)報(bào)， 2017， 26（8）： 1403-1409.

LIU X， WANG Y Q， XU H C， et al. Effects of microbial communities on the composition of algae-derived and grass-derived chromophoric dissolved organic matter in eutrophic lake [J]. Ecology and Environmental Sciences， 2017， 26（8）： 1403-1409. （in Chinese）

[8] ZHOU Y Q， ZHANG Y L， JEPPESEN E， et al. Inflow rate-driven changes in the composition and dynamics of chromophoric dissolved organic matter in a large drinking water lake [J]. Water Research， 2016， 100： 211-221.

[9] ZHANG X R， MINEAR R A. Formation， adsorption and separation of high molecular weight disinfection by products resulting from chlorination of aquatic humic substances [J]. Water Research， 2006， 40（2）： 221-230.

[10] SHI Y， ZHANG L Q， LI Y P， et al. Influence of land use and rainfall on the optical properties of dissolved organic matter in a key drinking water reservoir in China [J]. Science of the Total Environment， 2020， 699： 134301.

[11] CHEN Y L， ARNOLD W A， GRIFFIN C G， et al. Assessment of the chlorine demand and disinfection by product formation potential of surface waters via satellite remote sensing [J]. Water Research， 2019， 165： 115001.

[12] CANO V， VICH D V， ROUSSEAU D P L， et al. Influence of recirculation over COD and N-NH4 removals from landfill leachate by horizontal flow constructed treatment wetland [J]. International Journal of Phytoremediation， 2019， 21（10）： 998-1004.

[13] HUANG L F， ZHUO J F， GUO W D， et al. Tracing organic matter removal in polluted coastal waters via floating bed phytoremediation [J]. Marine Pollution Bulletin， 2013， 71（1/2）： 74-82.

[14] A D， FUJII D， SODA S， et al. Removal of phenol， bisphenol A， and 4-tert-butylphenol from synthetic landfill leachate by vertical flow constructed wetlands [J]. Science of the Total Environment， 2017， 578： 566-576.

[15] CANELLAS L P， TEIXEIRA JUNIOR L R L， DOBBSS L B， et al. Humic acids crossinteractions with root and organic acids [J]. Annals of Applied Biology， 2008， 153（2）： 157-166.

[16] 高參， 杜曉麗， 韓強(qiáng)， 等. 濕地植物蘆葦根系分泌物的三維熒光光譜表征分析[J]. 安全與環(huán)境學(xué)報(bào)， 2017， 17（2）： 641-644.

GAO C， DU X L， HAN Q， et al. Characterization analysis for Phragmites australis root exudates of wetland plant via three-dimensional excitation emission matrix fluorescence spectroscopy [J]. Journal of Safety and Environment， 2017， 17（2）： 641-644. （in Chinese）

[17] NARDI S， PIZZEGHELLO D， MUSCOLO A， et al. Physiological effects of humic substances on higher plants [J]. Soil Biology and Biochemistry， 2002， 34（11）： 1527-1536.

[18] 吳林坤， 林向民， 林文雄. 根系分泌物介導(dǎo)下植物土壤微生物互作關(guān)系研究進(jìn)展與展望[J]. 植物生態(tài)學(xué)報(bào)， 2014， 38（3）： 298-310.

WU L K， LIN X M， LIN W X. Advances and perspective in research on plant-soil-microbe interactions mediated by root exudates [J]. Chinese Journal of Plant Ecology， 2014， 38（3）： 298-310. （in Chinese）

[19] CANELLAS L P， OLIVARES F L， OKOROKOVA-FACANHA A L， et al. Humic acids isolated from earthworm compost enhance root elongation， lateral root emergence， and plasma membrane H+-ATPase activity in maize roots [J]. Plant Physiology， 2002， 130（4）： 1951-1957.

[20] ZANDONADI D B， CANELLAS L P， FAANHA A R. Indolacetic and humic acids induce lateral root development through a concerted plasmalemma and tonoplast H+ pumps activation [J]. Planta， 2007， 225（6）： 1583-1595.

[21] YANAGI Y， TAMAKI H， OTSUKA H， et al. Comparison of decolorization by microorganisms of humic acids with different 13C NMR properties [J]. Soil Biology and Biochemistry， 2002， 34（5）： 729-731.

[22] COLLADO S， OULEGO P， SU REZ-IGLESIAS O， et al. Biodegradation of dissolved humic substances by fungi [J]. Applied Microbiology and Biotechnology， 2018， 102（8）： 3497-3511.

[23] 李元鵬， 張柳青， 江威， 等. 千島湖有色可溶性有機(jī)物的生物可利用性特征及其環(huán)境指示意義[J]. 光譜學(xué)與光譜分析， 2021， 41（3）： 858-864.

LI Y P， ZHANG L Q， JIANG W， et al. Variability of the bio-labile fraction of chromophoric dissolved organic matter in Lake Qiandao， a large drinking water reservoir [J]. Spectroscopy and Spectral Analysis， 2021， 41（3）： 858-864. （in Chinese）

[24] 吳彩霞， 傅華. 根系分泌物的作用及影響因素[J]. 草業(yè)科學(xué)， 2009， 26（9）： 24-29.

WU C X， FU H. Effects and roles of root exudates [J]. Pratacultural Science， 2009， 26（9）： 24-29. （in Chinese）

[25] GRAMSS G， VOIGT K D， KIRSCHE B. Oxidoreductase enzymes liberated by plant roots and their effects on soil humic material [J]. Chemosphere， 1999， 38（7）： 1481-1494.

（編輯 黃廷）