趙秀榮,侯紹郅,皇甫通,何 杰,李 剛,馬成俊,石 慧,王振華

(煙臺大學生命科學學院,線粒體與健康衰老研究中心,山東 煙臺 264005)

機體內氧分子經單電子逐步還原生成的活性氧(ROS)可作為初始信號,激活非特異性免疫系統(tǒng),在組織損傷修復及殺滅病原體過程中發(fā)揮重要作用[1]。但劇烈炎癥反應生成的過量ROS可致各組織細胞氧化應激損傷,被認為是機體衰老和老年性疾病發(fā)生的重要病理基礎[2]。線粒體作為真核細胞氧代謝的關鍵細胞器,在調控細胞增殖、分化和凋亡等命運中發(fā)揮重要作用,源于線粒體ROS在維持其穩(wěn)態(tài)方面至關重要[3]。

脂多糖(Lipopolysaccharide,LPS)作為toll樣受體4(TLR4)細胞外主要配體,與TLR4結合啟動免疫應答,介導巨噬細胞活化,并激活其在胞漿內的下游信號傳導途徑:NF-κB和MAPKs等,導致大量細胞炎癥因子(TNF-α、NO)、ROS以及RNS的過量產生[4-5]。ROS的產生主要發(fā)生在線粒體,LPS誘導免疫細胞刺激TNF-α的產生進而驅動線粒體ROS的生成,氧化劑也參與了炎癥性線粒體損傷[6]。線粒體DNA位于產生ROS的電子傳遞復合物附近,由于缺乏保護性組蛋白,易受到外界氧化應激的影響而發(fā)生損傷[7],進而干擾線粒體轉錄和OXPHOS蛋白合成,損害線粒體呼吸能力,導致線粒體基因表達和功能的改變,進一步影響線粒體生物發(fā)生過程[8]。

異甘草素(Isoliquiritigenin,ISL,結構式如圖1)是傳統(tǒng)中藥甘草中所含的一種查爾酮類化合物,具有優(yōu)異的抗氧化、抗炎和抗腫瘤活性[9-11],但其確切的生物學機制仍待探究。本研究采用LPS誘導體外培養(yǎng)RAW 264.7巨噬細胞的炎性模型,考察了ISL的抗炎作用,探討了ISL抗炎作用與維持線粒體穩(wěn)態(tài)的關系,為甘草傳統(tǒng)應用提供了新的依據。

圖1 ISL結構式Fig.1 The structure of ISL

1 材 料

1.1 實驗細胞系

RAW 264.7小鼠巨噬細胞系由煙臺大學藥學院惠贈,高糖DMEM培養(yǎng)基(Gibco)、10% FBS血清(Gibco)、5 % CO2在37 ℃恒溫培養(yǎng)箱中培養(yǎng),細胞融合度達到80%左右進行傳代培養(yǎng)以及后續(xù)實驗操作。

1.2 儀器與設備

CO2恒溫培養(yǎng)箱(日本三洋電器集團);生物超凈臺(蘇州凈化設備有限公司);倒置相差顯微鏡(香港Motic公司);多功能酶標儀(Molecular Devices Corporation);流式細胞儀(杭州艾森公司);Micro 21R高速冷凍離心機(Thermo Fisher Scientific Inc);數顯恒溫水浴鍋(江蘇省金壇市科興儀器廠);電子天平(北京賽多利斯科學儀器有限公司);MH-2微孔板孵育振蕩器(海門市其林貝爾儀器制造有限公司);蛋白電泳儀器(美國 BIO-RAD公司);Tanon 5500凝膠成像系統(tǒng)(上海天能科技有限公司);7500fastReal-TimePCR(Applied Biosystems)。

1.3 材料與試劑

ISL、LPS、MTT粉末(美國Sigma公司);蛋白酶抑制劑(Thermo Fisher Scientific,Waltham,MA);BCA蛋白定量試劑盒、NAC、NO試劑盒、TNF-α測定試劑盒(上海Beyotime公司);ATP測定試劑盒(上海Beyotime公司);mito-TEMPO、mito-SOX、mito-Tracker Green、DCFH-DA探針(美國 Sigma 公司);Trizol試劑(Ambion/Invitrogen);M-MLV Reverse Transcriptase(Promega);M-MLV RT 5×Buffer(Promega);SYBR?Premix Ex TaqTMII(TaKara Bio INC);β-actin一抗、iNOS一抗、Drp1一抗、Mfn1/2一抗、PGC-1α一抗、NRF1一抗和Tfam一抗(美國CST公司);HRP耦聯山羊抗兔IgG(美國Santa Cruz Biotechnology公司)。

2 方 法

2.1 實驗分組及藥物處理

2.1.1 ISL干預實驗 設置三組:對照組(含有等量的溶劑對照)、模型組(LPS處理)、ISL組(5,10,20 μmol/L ISL處理)。

2.1.2 抑制劑干預實驗 設置五組:對照組(含有等量的溶劑對照)、模型組(LPS處理)、ISL組(5,10,20 μmol/L ISL處理)、抑制劑處理組(包括NAC、Mito-tempo、Cccp 抑制劑)、抑制劑與ISL聯用組(三種抑制劑分別與5,10,20 μmol/L ISL共處理,抑制劑提前30 min預處理)。

2.2 細胞活力測定

細胞按照8×104個/mL每孔100 μL接種于96孔板,5% CO2、37 ℃恒溫培養(yǎng)箱中培養(yǎng)過夜。加入不同濃度含ISL的培養(yǎng)基,繼續(xù)培養(yǎng)至24 h。處理結束后,棄原培養(yǎng)液,每孔加入100 μL含10% MTT(5 mg/mL)DMEM培養(yǎng)液,培養(yǎng)箱培養(yǎng)4 h,然后小心吸棄含MTT體系,每孔加入150 μL DMSO溶液,水平震蕩15 min,酶標儀570 nm波長下測定吸光度A570。細胞存活率=實驗組A570/對照組A570×100%。

2.3 Griess法測定NO濃度

細胞按照1×106個/mL每孔100 μL接種于96孔板,5% CO2、37 ℃恒溫培養(yǎng)箱中培養(yǎng)細胞貼壁后,按“2.1.1”方法分組處理細胞,孵育24 h。Griess法測定細胞上清液NO濃度,吸取50 μL/孔細胞上清液于96孔板中,然后分別加入等體積的Griess A和B,室溫孵育10 min,540 nm處測定吸光度,根據NaNO2的連續(xù)稀釋標準曲線計算每個樣品中的NO濃度。

2.4 ELISA法測定TNF-α濃度

細胞按照1×106個/mL每孔100 μL接種于96孔板,5% CO2、37 ℃恒溫培養(yǎng)箱中培養(yǎng)細胞貼壁后,按“2.1.1”方法分組處理細胞,孵育12 h后收集細胞上清液,按照ELISA試劑盒測定細胞上清液TNF-α濃度,根據標準曲線計算每個樣品中TNF-α濃度。

2.5 細胞內ROS以及線粒體源ROS的檢測

細胞按照1×105個/孔接種于12孔板,37 ℃、5% CO2細胞培養(yǎng)箱中培養(yǎng)過夜,按“2.1.2”方法分組處理細胞,處理結束后,吸棄培養(yǎng)基,PBS清洗一遍。對于細胞內ROS的測定,加入10 μmol/L DCFH-DA熒光探針,37 ℃黑暗條件孵育30 min,吸棄探針,預熱的PBS清洗兩遍,500 μL PBS重懸細胞,放入冰盒避光,利用流式細胞儀在470/530 nm下測定胞內ROS水平。對于線粒體源ROS的測定,5 μmol/L Mito-SOX熒光探針代替DCFH-DA熒光探針,流式細胞儀在510/580 nm下測定線粒體源ROS水平。

2.6 細胞線粒體膜電勢(MPP)的測定

細胞按照1×105個/孔接種于12孔板,37 ℃、5% CO2細胞培養(yǎng)箱中培養(yǎng)過夜,按“2.1.2”方法分組處理細胞,孵育24 h。處理結束后,吸棄培養(yǎng)基,PBS清洗一遍,加入10 μmol/L JC-1熒光探針,37 ℃在黑暗環(huán)境下培養(yǎng)30 min,然后預溫的PBS洗滌兩次,并懸于PBS中,使用流式細胞儀進行分析線粒體膜電勢。

2.7 細胞線粒體質量數以及ATP的測定

細胞按照1×105個/孔接種于12孔板,在37 ℃、5% CO2細胞培養(yǎng)箱中培養(yǎng)過夜,按“2.1.1”方法分組處理細胞,孵育24 h,處理結束后,加入150 nmol/L Mito-Tracker Green熒光探針在37 ℃黑暗條件下孵育30 min,然后用預熱的PBS洗滌細胞兩次,將細胞懸浮于PBS中,并在490/516 nm下使用流式細胞儀進行測定分析線粒體質量數。對于ATP的測定,使用基于熒光素酶的熒光增強ATP檢測試劑盒測定RAW 264.7巨噬細胞中ATP含量,用冰冷的PBS清洗細胞,加入100 μL冰冷的ATP裂解液,裂解完全后,12 000×g,4 ℃離心5 min,上清用于多功能酶標儀進行ATP含量的測定。

2.8 細胞內蛋白表達檢測

細胞按照3×105個/孔接種于6孔板,在37 ℃、5% CO2細胞培養(yǎng)箱中培養(yǎng)過夜,按“2.1.1”方法分組處理細胞,孵育24 h。處理結束后,用預冷的PBS洗滌兩遍,并用含有蛋白酶抑制劑混合物的緩沖液裂解(RAPA/PMSF=100/1,PMSF母液濃度為100 μmol/L)充分裂解后,12 000×g,4 ℃離心15 min。然后用BCA蛋白定量試劑盒定量蛋白質濃度。通過SDS-PAGE分離蛋白質提取物并電轉移到PVDF膜上。用含有5%無脂牛奶的TBS-T緩沖液封閉PVDF膜90 min,并在4 ℃下與一抗孵育搖床過夜。用TBST洗滌3次后,將膜與二抗在室溫下溫育1 h,TBST洗滌3次,然后用增強的化學發(fā)光(ECL)試劑拍攝圖像,蛋白條帶利用Image J處理進行定量分析。

2.9 細胞轉錄因子mRNA水平的測定

細胞按照3×105個/孔接種于6孔板,在37 ℃、5% CO2細胞培養(yǎng)箱中培養(yǎng)過夜,按“2.1.1”方法分組處理細胞,孵育12 h。處理結束后,Trizol法提取細胞總RNA:離心機預冷準備;準備好相關無RNA酶試劑和實驗耗材;超凈臺面用酒精和DEPC水擦拭。去除細胞培養(yǎng)基,PBS清洗兩遍,加入500 μL Trizol,吹打至EP管中,上下混勻,室溫放置5 min。加入100 μL氯仿,混勻,室溫放置5 min,12000×g,4 ℃離心15 min,分三層,RNA在上層清液中。轉移到新的EP管中。加入與上清等體積的異丙醇,輕輕混勻,室溫靜置10 min。12 000×g,4 ℃離心10 min傾倒異丙醇。75%乙醇洗滌沉淀。離心去除上清,超凈臺中中風速吹風晾干。DEPC水溶解總RNA,放在冰盒上待用,長時間保存需要轉移到-80°C冰箱中。

(1)cDNA的合成:RNA、oligodT、DEPC水比例混勻,PCR儀上72 ℃、3 min循環(huán)一次。在上述基礎上,按比例加入Buffer、dNTP、RNA酶抑制劑、反轉錄酶、DEPC水42 ℃、90 min循環(huán)一次;70 ℃、15 min循環(huán)一次。即得cDNA。

(2)實時熒光定量PCR:目的基因的引物序列如表1所示。

表1 實時熒光定量PCR引物序列Tab.1 Sequence of primers for quantitative real-time PCR

配制實時熒光定量PCR擴增反應體系:10 μL SYBR?Premix Ex Taq TM Ⅱ+1 μL primers+1μL cDNA模板+0.4 μL ROX Reference Dye Ⅱ+6.6 μL DEPC水。將上述反應液放入熒光定量PCR儀中進行擴增,PCR反應條件如表2所示。

表2 實時熒光定量PCR反應程序Tab.2 Reaction program for quantitative real-time PCR

(3)相對定量分析:目的基因的表達采用比較Ct值,用內參基因β-actin來校正差異,變化的倍數量為2-ΔΔCt。計算公式為:變化倍數=2-ΔΔCt,其中ΔΔCt=(Ct目的基因-Ct內參基因)藥物處理組-(Ct目的基因-Ct內參基因)對照組。

2.10 統(tǒng)計學方法

3 結 果

3.1 ISL對RAW 264.7細胞存活的影響

為探究ISL對小鼠巨噬細胞RAW 264.7存活的影響,不同濃度的ISL處理24 h后(圖2),ISL濃度依賴性的抑制細胞增殖(P<0.05)。結果顯示,在ISL低于20 μmol/L的濃度處理下,細胞存活率沒有顯著性變化,因此,ISL在低于20 μmol/L濃度時對RAW 264.7細胞的增殖沒有明顯的抑制作用,故選用5～20 μmol/L濃度范圍進行后續(xù)實驗。

與對照組相比, *P < 0.05, **P<0.01。圖2 ISL對RAW 264.7細胞增殖的影響Fig.2 Effect of ISL on the proliferation of RAW 264.7 cells

3.2 ISL對LPS誘導RAW 264.7細胞NO和TNF-α釋放的影響

如圖3結果顯示,ISL在5、10和20 μmol/L濃度范圍內對可以顯著抑制由LPS誘導的RAW 264.7細胞中NO和TNF-α的過量產生并呈劑量依賴關系,同時,20 μmol/L ISL對NO和TNF-α的過量產生有較好的抑制作用,可以使它們大致恢復至空白對照組水平。

與對照組相比,**P < 0.01;與模型組相比,##P < 0.01。圖3 ISL對LPS 誘導RAW 264.7細胞釋放NO和TNF-α的抑制作用Fig.3 Isoliquiritigenin inhibited the release of NO and TNF-α in LPS-induced RAW 264.7 cells

3.3 ISL對LPS誘導RAW 264.7細胞iNOS蛋白表達的影響

如圖4結果顯示,對照組RAW 264.7細胞中iNOS蛋白表達量較少,經LPS刺激24 h后,其表達量顯著增加,而20 μmol/L ISL對iNOS的過量表達具有顯著抑制作用,可以使iNOS蛋白水平大致恢復至空白對照組水平,從而發(fā)揮抗炎活性。

與對照組相比,**P < 0.01;與模型組相比,##P < 0.01。圖4 ISL對LPS 誘導RAW 264.7細胞iNOS蛋白表達的影響Fig.4 Effect of ISL on the protein expression of iNOS in LPSinduced RAW 264.7 cells

3.4 ISL對LPS誘導RAW 264.7細胞胞內ROS以及線粒體源ROS水平的影響

如圖5(a),(b)結果所示,與對照組相比,模型組胞內DCF熒光強度(P< 0.01)顯著提高,表明LPS能上調RAW 264.7細胞內ROS生成。陽性對照組(10 mmol/L NAC)能夠顯著降低由LPS引起胞內ROS的增加,并且ISL預處理組可以顯著降低LPS引起的ROS增加。圖5(c),(d)結果顯示,與對照組相比,模型組中Mito-SOX熒光強度(P<0.01)顯著升高,表明LPS可以上調RAW 264.7細胞中線粒體源ROS的生成。陽性對照組(10 μmol/L Mito-tempo)能夠顯著降低LPS引起的線粒體源ROS的增加,而20 μmol/L ISL預處理組可以顯著降低由LPS引起的線粒體源ROS的增加。

與對照組相比,**P<0.01;與模型組相比,#P<0.05;##P<0.01。圖5 ISL對LPS 誘導RAW 264.7細胞胞內以及線粒體源ROS 的影響Fig.5 Effect of ISL on intracellular or mitochondrial ROS levels in LPS-induced RAW 264.7 cells

3.5 ISL對LPS誘導RAW 264.7細胞線粒體膜電勢以及ATP產生的影響

圖6(a,b)結果顯示,細胞經LPS處理后,RAW264.7細胞線粒體膜電勢與對照組相比顯著降低。而ISL預處理后,RAW 264.7細胞線粒體膜電勢有所改善。其中10和20 μmol/L的ISL預處理后,與模型組相比,細胞線粒體膜電勢具有顯著性差異。圖6(c)結果顯示,經LPS處理后,RAW 264.7細胞中線粒體產生ATP的能力與對照組相比顯著降低。ISL預處理后,ATP的產生有所增加,線粒體功能可恢復至空白組水平,用5和10 μmol/L ISL預處理后,與模型組相比,ATP的產生無顯著性差異。然而,用20 μmol/L的ISL預處理后,與模型組相比,ATP的含量顯著增加,線粒體功能恢復至與對照組相似水平。

3.6 ISL對LPS誘導RAW 264.7細胞線粒體質量數的影響

圖7(a,b)結果顯示,與對照組相比,模型組中Mito-Tracker熒光強度(P< 0.01)顯著升高,表明LPS可以上調RAW 264.7細胞中線粒體質量數水平,此結果與前面LPS上調RAW 264.7細胞中ROS水平相對應,而ISL預處理組可以顯著降低由LPS引起的線粒體質量數的增加。

與對照組相比,**P<0.01;與模型組相比,#P<0.05;##P<0.01。圖6 ISL對LPS 誘導RAW 264.7細胞線粒體功能的影響Fig.6 Effect of ISL on mitochondrial function in LPS-induced RAW 264.7 cells

與對照組相比,**P<0.01;與模型組相比,#P<0.05;##P<0.01。圖7 ISL對LPS 誘導RAW 264.7細胞線粒體質量數的影響Fig.7 Effect of ISL on mitochondrial mass in LPS-induced RAW 264.7 cells

3.7 ISL處理對LPS誘導RAW 264.7細胞線粒體生物發(fā)生相關蛋白表達的影響

圖8結果顯示,細胞經LPS處理后,RAW264.7細胞中PGC-1α、NRF1和Tfam蛋白表達水平與對照組相比顯著降低,經不同濃度的ISL預處理后,PGC-1α和Tfam的表達水平與模型組相比顯著升高,而NRF1表達水平有所升高但沒有顯著性差異。因此,ISL可以通過改善線粒體生物發(fā)生來維持細胞正常生理功能。

與對照組相比,*P<0.05;**P<0.01;與模型組相比,#P<0.05。圖8 ISL對LPS 誘導RAW 264.7細胞線粒體生物發(fā)生相關蛋白表達的影響Fig.8 Effect of ISL on expression of mitochondrial biogenesisrelated proteins in LPS-induced RAW 264.7 cells

3.8 ISL對LPS誘導RAW 264.7細胞線粒體生物發(fā)生相關mRNA表達水平的影響

本實驗采用實時熒光定量PCR方法探究ISL對RAW 264.7細胞中線粒體生物發(fā)生相關基因如PGC-1α、NRF1和Tfam mRNA表達水平的影響。實驗結果如圖9所示,模型組中PGC-1α、NRF1和Tfam的表達水平都較低, 與對照組相比其差異具有統(tǒng)計學意義,由此可以說明細胞在炎癥狀態(tài)下線粒體生物發(fā)生過程損傷,不能行使正常的生理功能,從而表現出線粒體功能紊亂。ISL預處理后PGC-1α、NRF1和Tfam基因表達水平均有所提高,并與模型組相比差異較明顯。因此,ISL可以通過改善線粒體生物發(fā)生相關mRNA表達水平來維持細胞正常生理功能。

與對照組相比,**P<0.01;與模型組相比,#P<0.05;##P<0.01。圖9 ISL對LPS 誘導RAW 264.7細胞線粒體生物發(fā)生相 關mRNA表達水平的影響Fig.9 Effect of ISL on mitochondrial biogenesis-related mRNA expression in LPS-induced RAW 264.7 cells

3.9 ISL處理對LPS誘導RAW 264.7細胞線粒體動力學的影響

圖10結果顯示,細胞經LPS處理后,RAW 264.7細胞中Drp1表達水平與對照組相比顯著升高,而Mfn1、2表達水平與對照組相比顯著下降。經不同濃度的ISL預處理后,RAW 264.7細胞中Drp1表達水平與模型組相比有所下降,但沒有統(tǒng)計學意義,而Mfn1、2表達水平與模型組相比顯著下降,且呈良好的劑量依賴關系。因此,ISL可以通過改善線粒體融合分裂狀態(tài)來維持其平衡,對維持細胞正常形態(tài)和功能至關重要。

與對照組相比,*P<0.05;**P<0.01;與模型組相比,##P<0.01。圖10 ISL對LPS 誘導RAW 264.7細胞線粒體動力學的影響Fig.10 Effect of ISL on mitochondrial dynamics in LPS-in-duced RAW 264.7 cells

4 討 論

研究發(fā)現大量代謝性疾病的臨床病例都存在線粒體功能障礙,為了研究線粒體功能障礙與炎癥之間的關系,本研究使用ISL預處理RAW 264.7巨噬細胞1 h,然后LPS刺激一定時間,檢測線粒體功能相關指標。由圖3、4可知,LPS刺激成功地在RAW 264.7巨噬細胞中建立了炎癥模型,并且驗證了ISL的抗炎活性。ISL的抗炎機制主要在于抑制NF-κB P65和AP-1的活化以及抑制ERK/MAPK通路中ERK的磷酸化水平,通過RAW264.7細胞中的ERK1/2途徑誘導HO-1的表達,發(fā)揮下調iNOS及COX-2的基因和蛋白表達的作用[12],抑制LPS誘導NO、L-1β和TNF-α的產生,而且HO-1可以通過LPS誘導的NO和TNF-α的產生反向介導ISL的抗炎反應[13]。

LPS刺激巨噬細胞產生NO、TNF-α、IL-6以及IL-1β等炎癥因子主要通過髓樣分化因子88(MyD88)依賴型和MyD88非依賴型[14]。其中NO的產生就是由iNOS和NADPH催化L-精氨酸為瓜氨酸來完成的[15]。對于結果圖3中低濃度ISL(5 μmol/L)即對LPS誘導的細胞內NO水平有非常顯著的抑制作用,但圖4中只有高濃度ISL(20 μmol/L)對iNOS的水平才有明顯抑制作用,另外兩個低濃度都未見變化,可能是ISL處理損傷了NADPH氧化酶的功能,盡管有大量iNOS的產生,但是由于NO產生過程中也需要NADPH的參與,所以中低濃度ISL處理組中NO水平較低。

圖5、6結果顯示,在炎癥發(fā)生過程中,細胞中ATP和線粒體膜電勢水平顯著降低,而胞內總ROS和線粒體源ROS水平顯著升高,經ISL預處理可以使它們大致恢復至對照組水平。細胞中的ROS可能影響線粒體質量數水平,本研究采用流式細胞術考察了ISL處理對LPS誘導RAW264.7巨噬細胞線粒體質量數的影響。圖7結果表明線粒體質量數在ISL處理后顯著降低,細胞中ROS的下降可能與線粒體質量的降低有關,這可能是細胞維持能量供應的一種補償機制。

線粒體生物發(fā)生受到PGC-1α、NRF1和TFam等多種因素的調控。NRF1可以促進核編碼的線粒體蛋白的轉錄,包括參與氧化磷酸化和呼吸復合物的蛋白。Tfam可通過直接與線粒體基因組結合,增強線粒體DNA的復制和轉錄,PGC-1α作為一種關鍵的轉錄共激活因子,調控NRF1和TFam等關鍵因子,并促進線粒體生物發(fā)生[16]。當這些轉錄因子的表達發(fā)生變化時,線粒體生物發(fā)生可能會發(fā)生紊亂。圖8和9結果表明,LPS處理顯著降低了巨噬細胞中PGC-1α、NRF1和TFam的蛋白和mRNA表達水平,而經ISL預處理后,它們的蛋白和mRNA表達水平又可大致恢復至對照組水平。

線粒體功能障礙和形態(tài)學的改變與多種疾病密切相關[17],因此,線粒體形態(tài)的調控是細胞能量供應充足的關鍵,需要對線粒體形態(tài)調控蛋白進行定量和定性控制,以達到線粒體分裂與融合的動態(tài)平衡[18-19]。本研究證實了LPS處理后線粒體形態(tài)的關鍵調控因子的變化,如圖10所示,巨噬細胞經LPS刺激后,Drp1和Mfn1、2的蛋白表達發(fā)生了相反的變化,表明線粒體融合分裂平衡受到破壞,經過ISL預處理后,分裂蛋白Drp1表達水平有所下降,而Mfn1、2表達水平與模型組相比顯著升高,且呈良好的劑量依賴關系。因此,ISL可能通過抑制LPS刺激巨噬細胞炎癥反應有效改善線粒體的生物發(fā)生。然而,對于線粒體形態(tài)和功能變化的確切分子機制了解甚少,也缺乏對能量代謝和炎癥反應的重要調控位點及其如何隨疾病變化的研究。基于本研究,我們希望通過探索線粒體在各種疾病中發(fā)生的定量和定性變化,以及研究確切的分子作用機制和控制方法,開發(fā)新的治療策略。

5 結 論

本研究以RAW 264.7巨噬細胞為體外模型來評價ISL的抗炎作用與線粒體功能之間的聯系,證實了ISL可以有效改善炎癥反應下的線粒體功能障礙,使細胞恢復正常功能。