陳一璇, 孔菏君, 徐大鵬

基于高通量測序技術(shù)的北冰洋典型環(huán)境原生生物多樣性研究進展

陳一璇1, 2, 孔菏君1, 2, 徐大鵬1, 2

(1. 廈門大學(xué)近海海洋環(huán)境科學(xué)國家重點實驗室, 廈門大學(xué)海洋與地球?qū)W院, 福建 廈門 361102; 2. 廈門大學(xué)福建省海洋碳匯重點實驗室, 福建 廈門 361102)

原生生物指可獨立生存的單細胞或群體真核生物, 其多樣性高、結(jié)構(gòu)功能復(fù)雜、分布廣泛, 是海洋微型浮游生物群落的重要組成部分, 在維持海洋生態(tài)系統(tǒng)結(jié)構(gòu)與功能中發(fā)揮著重要作用。早期使用顯微鏡、流式細胞術(shù)等傳統(tǒng)方法對原生生物多樣性的研究具有若干局限性, 隨著分子生物學(xué)技術(shù)的發(fā)展, 測序技術(shù)(尤其高通量測序)為深入研究原生生物多樣性、群落組成、時空變化及甄別其環(huán)境驅(qū)動因素等做出重要貢獻。北冰洋是受全球氣候變暖影響最為嚴重的大洋, 作為水體生態(tài)系統(tǒng)的重要組成者, 原生生物所受影響仍待深入探討。因此, 探究北冰洋典型環(huán)境(如海水、海冰、融池等)中原生生物的群落組成、動態(tài)變化等, 有助于了解全球變暖過程中北冰洋生態(tài)系統(tǒng)的變化。然而, 由于極地自然環(huán)境惡劣、樣品采集困難等原因, 北冰洋原生生物多樣性的相關(guān)研究十分欠缺, 許多研究空白亟待補充。本文對基于高通量測序技術(shù)的北冰洋原生生物多樣性研究進行了文獻搜集與整理, 以期為全球變化背景下原生生物多樣性研究提供參考。

北極; 原生生物; 群落組成; 海冰; 微型真核生物; 全球變暖; 融池

原生生物經(jīng)典定義為植物、動物、真菌以外的所有真核生物[1]。由于單細胞與多細胞類群在生理生態(tài)等方面的巨大差異, 目前被大多數(shù)學(xué)者所接受的定義為:“能夠獨立生存的單細胞或群體真核生物”[2]。海洋浮游原生生物個體微小、豐度高、在浮游生物總生物量中有巨大貢獻。其營養(yǎng)模式主要包括光合自養(yǎng)型、異養(yǎng)型、混合營養(yǎng)型、寄生型4種, 粒徑跨越至少3個數(shù)量級, 在生態(tài)系統(tǒng)中可占據(jù)不同生態(tài)位, 構(gòu)成微食物環(huán), 與海洋生態(tài)系統(tǒng)中的物質(zhì)循環(huán)和能量流動密切相關(guān)[3-5]。

海冰常年漂浮于北冰洋, 秋季到晚春期間甚至能基本覆蓋整片海域[6]。近年來, 由于全球氣溫上升, 北冰洋海冰覆蓋度大幅縮減[7], 最小覆蓋面積從7.0× 106～7.5×106km2下降至3.5×106～4.5×106km2 [8]。2012年末, 海冰總面積僅3.6×106km2 [6]。同時, 北冰洋海冰正經(jīng)歷從多年冰向當年冰轉(zhuǎn)變: 衛(wèi)星數(shù)據(jù)顯示, 從1980年到2011年, 多年冰比例已從75%降至45%, 存在時間較久的“老冰”從50%降至10%[9]; 據(jù)推測, 到2050年, 北冰洋中心海域的多年冰將完全消失[10]。溫度的升高還導(dǎo)致冰上融池面積增大、數(shù)量增多[11]。Lüthje等[12]發(fā)現(xiàn)融池在浮冰上的覆蓋率已超過80%, 很多融池正逐漸轉(zhuǎn)變?yōu)楸?。此? 夏季融冰期延長、冰蓋變薄、鹵道結(jié)構(gòu)改變等環(huán)境變化可加速海冰融化[13],將進一步加劇北冰洋所受全球變暖的沖擊。

變化的北冰洋可能導(dǎo)致其中的原生生物在多樣性、群落結(jié)構(gòu)、分布模式等方面發(fā)生改變, 從而影響該海域食物網(wǎng)結(jié)構(gòu)及元素循環(huán)。因此, 開展全球變暖背景下北冰洋原生生物多樣性研究、了解群落結(jié)構(gòu)及其變動規(guī)律具有重要現(xiàn)實意義。

1 原生生物分類系統(tǒng)與生態(tài)功能

原生生物主要類群包括: 不等鞭毛類, 主要由硅藻、金藻等單細胞藻類和雙并鞭蟲組成; 囊泡蟲, 主要包括纖毛蟲、甲藻和頂復(fù)蟲; 根足蟲, 包括絲足蟲、放射蟲; 泛植物超群, 包括灰胞藻、紅藻及綠藻等; 后鞭毛超群, 主要包括領(lǐng)鞭毛蟲; 待定類, 包括隱藻和定鞭藻等[14](表1)。上述類群均為北冰洋常見類群。

表1 原生生物主要類群[14]

注: *表示同時包含多細胞類群

原生生物類群間及與其他微型生物間構(gòu)成了復(fù)雜的營養(yǎng)關(guān)系: 自養(yǎng)類群通過光合作用所產(chǎn)生的有機物經(jīng)異養(yǎng)/混合營養(yǎng)類群攝食傳遞至更高營養(yǎng)級(圖1中紅色箭頭示); 寄生類群寄生于其他微型/中型浮游生物體內(nèi), 其大量繁殖可“裂解”宿主, 將宿主體內(nèi)物質(zhì)釋放到水體中(圖1中藍色箭頭示); 細菌等原核生物可通過礦化作用為自養(yǎng)原生生物初級生產(chǎn)力的形成和積累提供二氧化碳和無機營養(yǎng)鹽, 同時作為異養(yǎng)/混合營養(yǎng)型原生生物的食物(圖1中黑色箭頭示), 參與微食物環(huán)元素循[2, 5, 15]。

圖 1 原生生物在海洋浮游生態(tài)系統(tǒng)中的生態(tài)及生物地球化學(xué)作用[5]

2 原生生物多樣性研究方法

顯微鏡觀察是原生生物多樣性研究中廣泛使用的手段, 能定性、定量地了解樣品組成。由于一些原生生物類群個體微小(如最小的類群僅0.9 μm)、形態(tài)學(xué)特征不明顯(或不易觀察)等原因, 顯微鏡難以對其進行準確的種類鑒別[16]。電子顯微鏡分辨率更高, 可對細胞形態(tài)結(jié)構(gòu)進行精準觀察, 然而樣品需進行特殊處理, 操作繁復(fù)、耗時較長且不能在定性的同時很好地完成定量工作。流式細胞術(shù)能針對特定原生生物類群進行快速定量分析, 但難以完成對低階元、低豐度、粒徑較大類群的研究。因此, 上述經(jīng)典研究手段均存在一定局限性。

聚合酶鏈式反應(yīng)技術(shù)的廣泛應(yīng)用, 使得基于測序技術(shù)的分子生物學(xué)方法逐漸成為(包括原生生物在內(nèi)的)微型生物多樣性研究的重要手段[17]。第二代測序(又稱高通量測序, high-throughput sequencing, HTS)相較于經(jīng)典研究技術(shù)及第一代測序(如Sanger測序法)具有明顯優(yōu)勢: 高通量, 單次反應(yīng)可產(chǎn)生高達幾百G數(shù)據(jù); 高覆蓋度, 可獲得樣品中低豐度類群; 所得單位數(shù)據(jù)成本更低; 無需專業(yè)的分類學(xué)技術(shù)與知識, 可對原生生物整體進行研究[18-20]等。同時, 該技術(shù)也存在若干不足, 如: 由于真核生物小亞基核糖體基因多拷貝數(shù)現(xiàn)象的存在[21-22], 該方法無法獲得原生生物類群細胞豐度; 由于引物的偏好性, 該方法無法客觀反映類群間的相對豐度[23]; 由于DNA在體外仍可保存較長時間, 環(huán)境中休眠、死亡個體甚至生物碎片(碎屑)會對結(jié)果造成一定影響[24-25]。即便如此, 該技術(shù)的應(yīng)用仍對原生生物多樣性研究產(chǎn)生了革命性影響[26-28]。

3 基于高通量測序技術(shù)的北冰洋原生生物多樣性

3.1 海水

北冰洋氣候低、海冰常年覆蓋、太陽輻射不足。冰雪融水、陸地徑流的匯入使得北冰洋表層水具有低溫低鹽的特性。高溫高鹽的大西洋水經(jīng)海峽匯入北冰洋后冷卻、下沉形成中層水。兩層水間形成鹽躍層[29]。真光層中營養(yǎng)鹽有限, 次表層葉綠素最大水層(subsurface chlorophyll maximum layer, SCM)中的營養(yǎng)鹽及光照條件達到最優(yōu), 生產(chǎn)力較高[30], 原生生物大都分布于上層混合水體中[31]。

北冰洋中心海域(圖2a), 囊泡蟲、不等鞭毛類、根足蟲、Telonemia、綠藻、隱藻、定鞭藻、絲足蟲等組成原生生物群落, 其結(jié)構(gòu)和多樣性隨季節(jié)改變: 夏季,、等較活躍, 而異養(yǎng)型、混合營養(yǎng)型類群主要以孢囊等休眠形式存在[13]; 秋季, 海水中既存在獨特類群, 如冰下海水中的鞭毛藻(主要為Pedinellales)、纖毛蟲和SCM中的囊泡蟲(主要為Syndiniales)、MAST, 又存在各棲息地共有類群, 如甲藻; 冬季, 寄生型Marine Alveolate Groups I/II (MAG I/II)及變形蟲超群中的混合營養(yǎng)類群是北極點附近海水原生生物群落的主要組分[32]?；旌蠣I養(yǎng)方式是原生生物度過極夜的重要策略。

白令海夏季高溫高鹽。由于太平洋海水和沿岸淡水的注入, 楚科奇海(圖2a)營養(yǎng)鹽豐富, 硅藻、金藻、甲藻等浮游植物豐度較高, 主要分布在營養(yǎng)鹽躍層和溫鹽躍層之間, 并影響纖毛蟲旋毛綱等異養(yǎng)類群的分布[17]。因此, 太平洋水注入會影響楚科奇海中上層水體原生生物群落組成, 異養(yǎng)及混合營養(yǎng)型原生生物的增殖將促進復(fù)雜微食物環(huán)的形成, 進而影響西北冰洋生態(tài)系統(tǒng)的元素循環(huán)和能量傳遞。

波弗特海(圖2a)于秋季形成冰間水道(flaw lead), 水道及周圍海冰原生生物生物量及豐富度較低?？寺∥膸鞙y序結(jié)果顯示, 阿蒙森灣冬末冰間水道中纖毛蟲等異養(yǎng)型類群居多; 隨著冬春交替、溫度上升、光照增強, 硅藻、青綠藻等自養(yǎng)類群逐漸增多; 春末, 硅藻為優(yōu)勢類群, 但異養(yǎng)型類群比例逐步升高,、等寄生/異養(yǎng)類群表現(xiàn)活躍, 形成了復(fù)雜的微食物網(wǎng)[33]。氣候變暖令北冰洋冬季變暖、海冰面積和厚度減少, 有利于自養(yǎng)微型生物類群生長, 而纖毛蟲等異養(yǎng)類群可捕食自養(yǎng)類群, 可能在未來北冰洋成為優(yōu)勢類群進而影響微食物網(wǎng)結(jié)構(gòu)和功能[34]。

東北冰洋(圖2a)接受來自北冰洋中心海域的貧營養(yǎng)低溫水及與經(jīng)弗拉姆海峽匯入的高溫高鹽的大西洋水, 加之近年來氣溫上升、海冰消減、鹽躍層衰減, 該海域呈現(xiàn)“大西洋化”趨勢[35]。夏末秋初, 歐亞海盆(圖2a)的原生生物群落組成與不同水體的輸送密切相關(guān): 冰下海水以甲藻為主, 混合營養(yǎng)型居多; 無冰覆蓋的表層水中, 異養(yǎng)型非鞭毛類為主、兼有來自大西洋和北冰洋中心區(qū)域類群[36]。因此, 洋流、水團的輸送可直接影響北冰洋原生生物的組成及地理分布, 可推測氣溫上升會將更多太平洋或大西洋種類帶至北冰洋[37]。

圖2 基于高通量測序技術(shù)的北冰洋原生生物多樣性研究站位分布。(a) 海水樣品站位點[16-17, 32-34, 36, 38-41, 49]; (b) 海冰樣品站位圖[13, 16, 32, 36, 44-45]; (c) 融池樣品站位圖[37, 45, 49-50]

斯瓦爾巴群島和格陵蘭島附近(圖2a)具有較多峽灣。較高緯峽灣中, 原生生物群落與海冰覆蓋度、葉綠素、光照相關(guān); 較低緯峽灣中, 與水溫、營養(yǎng)鹽種類及濃度的關(guān)系更為密切[38]。冬末, 克隆文庫測序結(jié)果顯示, 較北部的Billefjorden峽灣海冰覆蓋率較高, 中層水體原生生物多樣性高于表層, 自養(yǎng)型以綠藻中的為主, 異養(yǎng)型以不等鞭毛類和Syndiniales為優(yōu)勢類群[39]。

北冰洋深層水體中基于高通量測序技術(shù)的原生生物多樣性工作相對較少。冬末春初, 斯瓦爾巴北部海域(圖2a)的原生生物豐富度隨海水深度的增加(5 m至250 m)先增加后減少, 甲藻和Syndiniales為優(yōu)勢類群[40]; 春季, 該海區(qū)上層水體中, 纖毛蟲在較北部、包含北冰洋中心成分的海水中最多, 而硅藻等典型的春季藻華常見種則是南部、包含大西洋來源的海水中原生生物群落的重要組分; 該海域深層水來自大西洋, 群落組成則為定鞭藻, 硅藻、隱藻、Picozoa等大西洋水同期常見原生生物。因此, 大西洋可能是北冰洋深層水中原生生物某些種類的來源之一[41]。

3.2 海冰

海冰主要由冰晶混合物、封閉或半封閉鹽泡、鹵道(brine channel)組成42]。海冰中原生生物群落主要取決于其中原有類群及從附近水體遷入類群的生長及死亡[43]。在北冰洋中心海域(圖2b), 夏季海冰中融化程度較高的鹵道更多、溫度及營養(yǎng)鹽含量更高, 不等鞭毛類-囊泡蟲-根足蟲(即SAR超群)為優(yōu)勢類群, 其中異養(yǎng)型、混合營養(yǎng)型類群更為活躍[13]。秋季海冰中原生生物多樣較高, 定鞭藻、綠藻、纖毛蟲、不等鞭毛類、Picobiliphyta、甲藻、Protalveolata等為優(yōu)勢類群[16]。硅藻(如、、)、金藻(如和)、絲足蟲(如NAMAKO- 15和)等種類更偏好海冰而非海水和融池環(huán)境[44]。夏季海冰融水中類群經(jīng)鹵道與海水群落發(fā)生交換, 海水和海冰的原生生物組成具有一定相似性[45]。因此, 氣候變暖導(dǎo)致北冰洋海冰覆蓋面積降低的同時, 將減少原生生物的冬季棲息地[46]。

理化性質(zhì)的差異導(dǎo)致不同年齡海冰中原生生物群落具有差異: 一年冰中, 最初的群落組成和海水群落相似, 隨著海冰形成時間延長, 受海冰中環(huán)境條件、食物來源等因素影響, 原生生物群落組成發(fā)生改變[43]。北冰洋中心海域(圖2b)夏季多年冰和當年冰的主要類群雖均為不等鞭毛類、囊泡蟲和根足蟲, 但多年冰中的不等鞭毛類占比最高、雙并鞭蟲更活躍, 而囊泡蟲和根足蟲在當年冰中更多[13]; 秋季多年冰中的原生生物多樣性更高[45]。

3.3 融池

夏季冰雪融水在海冰表面匯集為融池[12]。相較于海水, 融池更接近于淡水環(huán)境, 其中的原生生物類群也多在其他淡水環(huán)境中出現(xiàn)。Bursa[47]利用顯微鏡觀察發(fā)現(xiàn)金藻中為融池中最具代表性類群。Hegseth等[37]利用高通量測序方法報道了融池中存在更多的類群, 如金藻中,等, Chlamydomonadaceae中sp.和sp.等(圖2c); S?rensen等[48]基于顯微鏡觀察的研究發(fā)現(xiàn), 格陵蘭島東北部融池中, 捕食者主要為纖毛蟲, 如sp.,sp.,和sp.。Xu等[49]利用高通量測序方法在封閉性融池中報道了更多包括寡毛類在內(nèi)的旋毛類纖毛蟲及前人未發(fā)現(xiàn)的側(cè)口類纖毛蟲(圖2c)。融池中原生生物與周圍海冰、海水中群落也可產(chǎn)生交換: 秋冬季冰晶形成, 海冰鹵道中的高鹽水向下排入周圍水體; 冰晶在逐漸生長的同時, 可能困住融池中的原生生物[50]。例如, Xu等[49]發(fā)現(xiàn)開放性融池和周圍海水的原生生物群落組成極為相似, 融池中原生生物群落更多受到生態(tài)漂變(ecolo-gi-cal drift)的控制。

4 研究展望

全球環(huán)境變化(如氣溫升高、海洋酸化等)可能會導(dǎo)致全球生物多樣性降低, 北冰洋作為全球最為脆弱的生態(tài)系統(tǒng)之一首當其沖。然而, 我們目前對海洋, 尤其是極端環(huán)境(如極地、深海等)中原生生物多樣性依然知之甚少[51]?，F(xiàn)已有研究團隊在北冰洋多個海區(qū), 如加拿大海盆、楚科奇海海域、波弗特海、阿蒙森海盆等, 利用傳統(tǒng)或(和)現(xiàn)代分子生物學(xué)方法開展了原生生物多樣性研究[52]。由于樣品采集、經(jīng)費、研究手段等限制, 目前北冰洋原生生物多樣性研究仍局限在易到達海區(qū)、研究多集中于樣品易獲得的夏季、研究重點大都聚焦于海水真光層等。

基于目前研究進展, 北冰洋原生生物多樣性亟需更多研究: 1) 在典型海區(qū), 尤其是以往研究較少涉及的區(qū)域, 如大陸架、深海水體等, 開展廣覆蓋、全水深的樣品采集; 2) 開展覆蓋全季節(jié)(尤其是樣品采集難以進行的冬春季)的樣品采集; 3) 與DNA不同, RNA在胞外可快速降解[53], 基于RNA測序可反映環(huán)境中的“活躍”類群[54-59], 因此, 未來研究應(yīng)據(jù)此加強對活躍類群的闡釋; 4) 加強對代表性海區(qū)/環(huán)境的時間序列(如以小時、天、周、月、季節(jié)等為頻率的樣品采集)研究, 如對融池不同發(fā)育階段的研究將更好的揭示其中原生生物群落的演化過程; 5) 在前期工作基礎(chǔ)上對北冰洋原生生物多樣性數(shù)據(jù)的整合(如模型的構(gòu)建), 將更全面揭示原生生物多樣性的變動規(guī)律?？傊? 北冰洋原生生物多樣性數(shù)據(jù)的獲得, 將為了解全球變化下該環(huán)境中原生生物多樣性組成、地理分布、對環(huán)境因素變化的響應(yīng)以及在生物地球化學(xué)循環(huán)中的功能等方面提供重要參考數(shù)據(jù)。

[1] WHITTAKER R H. New concepts of kingdoms of organisms[J]. Science, 1969, 163(3863): 150-160.

[2] CARON D A, COUNTWAY P D, JONES A C, et al. Marine protistan diversity[J]. Annual Review of Marine Science, 2012, 4(1): 467-493.

[3] AZAM F, FENCHEL T, FIELD J G, et al. The ecological role of water-column microbes in the sea[J]. Marine Ecology Progress Series, 1983, 10: 257-263.

[4] AZAM F, MALFATTI F. Microbial structuring of marine ecosystems[J]. Nature Reviews Microbiology, 2007, 5(10): 782-791.

[5] CARON D A, ALEXANDER H, ALLEN A E, et al. Probing the evolution, ecology and physiology of marine protists using transcriptomics[J]. Nature Reviews Microbiology, 2016, 15: 6-20.

[6] SMOLA Z T, KUBISZYN A.M, ROZANSKA M, et al. Protists of Arctic Sea Ice[C]//ZIELINSKI T, SAGAN I, SUROSZ W. Interdisciplinary approaches for sustainable development goals. GeoPlanet: Earth and Planetary Scien-ces. Berlin: Springer, 2018: 133-146.

[7] KWOK R, ROTHROCK D A. Decline in Arctic sea ice thickness from submarine and ICESat records: 1958– 2008[J]. Geophysical Research Letters, 2009, 36(15): L15501.

[8] ARRIGO K R. Sea ice ecosystems[J]. Annual Review of Marine Science, 2014, 6(1): 439-467.

[9] MASLANIK J, STROEVE J, FOWLER C, et al. Distribution and trends in Arctic sea ice age through spring 2011[J]. Geophysical Research Letters, 2011, 38(13): L13502.

[10] Arctic Council. Arctic marine shipping assessment 2009 report[R]. 2009.

[11] SANKELO P, HAAPALA J, HEILER I, et al. Melt pond formation and temporal evolution at the drifting station Tara during summer 2007[J]. Polar Research, 2015, 29(3): 311- 321.

[12] LUTHJE M, FELTHAM D L, TAYLOR P D, et al. Modeling the summertime evolution of sea-ice melt ponds[J]. Journal of Geophysical Research: Oceans, 2006, 111: C02001.

[13] STECHER A, NEUHAUS S, LANGE B, et al. rRNA and rDNA based assessment of sea ice protist biodiversity from the central Arctic Ocean[J]. European Journal of Phycology, 2015, 51(1): 1-16.

[14] ADL S M, SIMPSON A G B, LANE C E, et al. The revised classification of eukaryotes[J]. Journal of Eukaryotic Microbiology, 2012, 59(5): 429-514.

[15] LIMA-MENDEZ G, FAUST K, HENRY N, et al. Determinants of community structure in the global plankton interactome[J]. Science, 2015, 348(6237): 874-875.

[16] KILIAS E, KATTNER G, WOLF C, et al. A molecular survey of protist diversity through the central Arctic Ocean[J]. Polar Biology, 2014, 37(9): 1271-1287.

[17] 吳月. 南北極微微型真核浮游生物群落結(jié)構(gòu)及其環(huán)境相關(guān)性分析[D]. 上海: 上海海洋大學(xué), 2018.

WU Yue. Community structure of picoeukaryotes in polar region sea and relationgship with environment factors[D]. Shanghai: Shanghai Ocean University, 2018.

[18] 秦楠, 栗東芳, 楊瑞馥. 高通量測序技術(shù)及其在微生物學(xué)研究中的應(yīng)用[J]. 微生物學(xué)報, 2011, 54(4): 445-457.

QIN Nan, LI Dongfang, YANG Ruifu. Next-generation sequencing technologies and the application in microbiolo-gy[J]. Acta Microbiologica Sinica, 2011, 54(4): 445-457.

[19] 王興春, 楊致榮, 王敏, 等. 高通量測序技術(shù)及其應(yīng)用[J]. 中國生物工程雜志, 2012, 32(1): 109-114.

WANG Xingchun, YANG Zhirong, WANG Min, et al. High-throughput sequencing technology and its application[J]. China Biotechnology, 2012, 32(1): 109-114.

[20] 王紹祥, 楊洲祥, 孫真, 等. 高通量測序技術(shù)在水環(huán)境微生物群落多樣性中的應(yīng)用[J] 化學(xué)通報, 2014, 77(3): 196-203.

WANG Shaoxiang, YANG Zhouxiang, SUN Zhen, et al. Application of high throughput sequencing in the diversity of water microbial communities[J]. Chemistry, 2014, 77(3): 196-203.

[21] FEI Z, RAMON M, FABRICE N, et al. Mapping of picoeucaryotes in marine ecosystems with quantitative PCR of the 18S rRNA gene[J]. Fems Microbiology Ecology, 52(1): 79-92.

[22] GONG J, DONG J, LIU X, et al. Extremely high copy numbers and polymorphisms of the rDNA operon estimated from single cell analysis of Oligotrich and Peritrich Cilia-tes[J]. Protist, 2013, 164(3): 369-379.

[23] VAULOT D, ROMARI K, NOT F. Are autotrophs less diverse than heterotrophs in marine picoplankton?[J]. Trends in Microbiology, 2002, 10(6): 266-267.

[24] JOSEPHSON K L, GERBA C P, PEPPER I L. Polymerase chain reaction detection of nonviable bacterial pathogens[J]. Applied & Environmental Microbiology, 1993, 59(10): 3513-3515.

[25] DELL’ANNO A, DANOVARO R. Extracellular DNA plays a key role in deep-sea ecosystem functioning[J]. Science, 2005, 309, 2179-2179.

[26] LOPEZ-GARCIA P, RODRIGUEZ-VALERA F, PEDROS- ALIO C, et al. Unexpected diversity of small eukaryotes in deep-sea Antarctic plankton[J]. Nature, 2001, 409: 603- 607.

[27] DUNTHORN M, OTTO J, BERGER S A, et al. Placing environmental next-generation sequencing amplicons from microbial eukaryotes into a phylogenetic context[J]. Mole-cular Biology & Evolution, 2014, 31(4): 993-1009.

[28] BESCOT N L, PROBERT I, CARMICHAEL M, et al. Eukaryotic plankton diversity in the sunlit ocean[J]. Science, 2015, 348: 1261605.

[29] 史久新, 趙進平. 北冰洋鹽躍層研究進展[J]. 地球科學(xué)進展, 2003, 18(3): 351-357.

SHI Jiuxin, ZHAO Jinping. Advances in studies on the Arctic halocline[J]. Advances in Earth Science, 2003, 18(3): 351-357.

[30] MARTIN J, TREMBLAY J é, GAGNON J, et al. Prevalence, structure and properties of subsurface chlorophyll maxima in Canadian Arctic waters[J]. Marine Ecology Progress Series, 2010, 412: 69-84.

[31] LOVEJOY C. Changing views of arctic protists (marine microbial eukaryotes) in a changing Arctic[J]. Acta Protozoologica, 2014, 53(1): 91-100.

[32] BACHY C, LOPEZ-GARCIA P, VERESHCHAKA A, et al. Diversity and vertical distribution of microbial eukaryotes in the snow, sea ice and seawater near the North Pole at the end of the polar night[J]. Frontiers in Micro-biology, 2011, 2(106): 106.

[33] TERRADO R, MEDRINAL E, DASILVA C, et al. Protist community composition during spring in an Arctic flaw lead polynya[J]. Polar Biology, 2011, 34(12): 1901-1914.

[34] ONDA D F L, EMMANUELLE M, COMEAU A M, et al. Seasonal and interannual changes in ciliate and dinoflagellate species assemblages in the Arctic Ocean (Amundsen Gulf, Beaufort Sea, Canada)[J]. Frontiers in Marine Science, 2017, 4: 16.

[35] POLYAKOV I V, PNYUSHKOV A V, ALKIRE M B, et al. Greater role for Atlantic inflows on sea-ice loss in the Eurasian Basin of the Arctic Ocean[J]. Science, 2017, 356(6335): 285-291.

[36] FLORES H, DAVID C, EHRLICH J, et al. Sea-ice properties and nutrient concentration as drivers of the taxonomic and trophic structure of high-Arctic protist and metazoan communities[J]. Polar Biology, 2019, 42(7): 1377-1395.

[37] HEGSETH E N, SUNDFJORD A. Intrusion and blooming of Atlantic phytoplankton species in the high Arctic[J]. Journal of Marine Systems, 2008, 74(1/2): 108-119.

[38] LUO W, LI H, GAO X, et al. Microbial eukaryotic diversity with emphasis on picoprasinophytes under the sea ice of the central Arctic Ocean in summer[J]. Current Science, 2018, 115(9): 1709-1713.

[39] SORENSEN N, DAUGBJERG N, GABRIELSEN T M. Molecular diversity and temporal variation of picoeukaryotes in two Arctic fjords, Svalbard[J]. Polar Biology, 2012, 35(4): 519-533.

[40] DE S, ANTONIO G G, TOMASION M P, et al. Diversity and composition of pelagic prokaryotic and protist communities in a thin Arctic sea-ice regime[J]. Microbial Ecology, 2019, 78(2): 388-408.

[41] MESHRAM A R, VAFER A, KRISTIANSEN S, et al. Microbial eukaryotes in an arctic under-ice spring bloom north of Svalbard[J]. Frontiers in Microbiology, 2017, 8: 1099.

[42] KREMBS C, GRADINGER R, SPINDLER M. Implications of brine channel geometry and surface area for the interaction of sympagic organisms in Arctic sea ice[J]. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology, 2000, 243(1): 55-80.

[43] CARON D A, GAST R J, GARNEAU M V. Sea ice as a habitat for micrograzers[M]. New York, US: John Wiley & Sons, Ltd, 2016.

[44] HARDGE K, PEEKEN I, NEUHAUS S, et al. The importance of sea ice for exchange of habitat-specific protist communities in the Central Arctic Ocean[J]. Journal of Marine Systems, 2017, 165: 124-138.

[45] KILIAS E S, PEEKEN I, METFIES K. Insight into protist diversity in Arctic sea ice and melt-pond aggregate obtained by pyrosequencing[J]. Polar Research, 2014, 33: 23466.

[46] NIEMI A, MICHEL C, HILLE K, et al. Protist assemblages in winter sea ice: setting the stage for the spring ice algal bloom[J]. Polar Biology, 2011, 34(12): 1803-1817.

[47] BURSA A. Phytoplankton in coastal waters of the Arctic Ocean at Point Barrow, Alaska[J]. Arctic, 1963, 16(4): 239-262.

[48] SORENSEN H L, THAMDRUP B, JEPPESEN E, et al. Nutrient availability limits biological production in Arctic sea ice melt ponds[J]. Polar Biology, 2017, 40(8): 1593- 1606.

[49] XU D, KONG H, YANG E J, et al. Contrasting community composition of active microbial eukaryotes in melt ponds and sea water of the Arctic Ocean revealed by high throu-ghput sequencing[J]. Frontiers in Microbiology, 2020, 11: 1170.

[50] LEE S H, MCROY C P, JOO H M, et al. Holes in progressively thinning Arctic sea ice lead to new ice algae habitat[J]. Oceanography, 2011, 24(3): 302-308.

[51] HOLLAND M M, BITZ C M, 2003. Polar amplification of climate change in coupled models. Climate dynamics, 21(3/4): 221-232.

[52] LIU Q, ZHAO Q, MCMINN A, et al. Planktonic microbial eukaryotes in polar surface waters: recent advances in high- throughput sequencing[J]. Marine Life Science & Technology, 2021, 3: 94-102.

[53] JONES S E, LENNON J T. Dormancy contributes to the maintenance of microbial diversity[J]. Proceedings of the National Academy of Sciences USA, 2010, 107(13): 5881-5886.

[54] CAMPBELL B J, YU L, HEIFRLBERG J F, et al. Activity of abundant and rare bacteria in a coastal ocean[J]. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 2011, 108(31): 12776.

[55] KARL D M, BAILIFF M D. The measurement and distribution of dissolved nucleic acids in aquatic environments[J]. Limnology & Oceanography, 1989, 34(3): 543- 558.

[56] LOGARES R, AUDIC S, BASS D, et al. Patterns of rare and abundant marine microbial eukaryotes[J]. Current Bio-logy, 2014, 24: 813-821.

[57] MASSANA R, GOBET A, AUDIC S, et al. Marine protist diversity in European coastal waters and sediments as revealed by high‐throughput sequencing[J]. Environmental Microbiology, 2015, 17(10): 4035-4049.

[58] XU D, LI R, HU C, et al. Microbial eukaryote diversity and activity in the water column of the South China Sea based on DNA and RNA high throughput sequencing[J]. Frontiers in Microbiology, 2017, 8: 1121.

[59] XU D, SUN P, ZHANG Y, et al. Pigmented microbial eukaryotes fuel the deep sea carbon pool in the tropical Western Pacific Ocean[J]. Environmental microbiology, 2018, 20: 3811-3824.

Advances in protist diversity studies in representative environments of the Arctic Ocean based on high-throughput sequencing

CHEN Yi-xuan1, 2, KONG He-jun1, 2, XU Da-peng1, 2

(1. State Key Laboratory of Marine Environmental Science, College of Ocean and Earth Sciences, Xiamen University, Xiamen 361102, China; 2. Fujian Key Laboratory of Marine Carbon Sequestration, Xiamen University, Xiamen 361102, China)

Arctic; protist; community composition; sea ice; microbial eukaryotes; global warming; melt ponds

The term protist refers to a diverse array of eukaryotic organisms capable of living as single cells, although many species form colonies ranging from a few to many cells. Early protist diversity studies usually applied conventional methods such as microscopic observation and flow cytometry. However, due to the limitations associated with these approaches, the diversity of protists as a whole cannot be studied thoroughly. Recent advances in sequencing-based techniques, e.g., high-throughput sequencing, have enabled in-depth assessment of protist diversity from diverse environments. The Arctic Ocean has

much attention because it is one of the most vulnerable environments affected by global warming. However, compared with their prokaryotic counterparts, our understanding of the diversity, community composition, and environmental driving factors of protists has largely lagged behind. In this review, published articles on protist diversity from diverse Arctic environments (e.g., seawater, sea ice, melt ponds, etc.) have been synthesized, and we intend to provide useful data for future studies on the diversity of Arctic protists, especially in the context of global warming.

National Natural Science Foundation of China, Nos. 41876142; 91751207; 41861144018]

Nov. 24, 2020

P735

A

1000-3096(2021)08-0081-08

10.11759/hykx20201124001

2020-11-24;

2021-02-02

國家自然科學(xué)基金項目(41876142, 91751207, 41861144018)

陳一璇(1998—), 女, 廣東潮陽人, 碩士研究生, 主要從事海洋原生生物生態(tài)學(xué)研究。E-mail: yixuan.chen20@imperial.ac.uk; 孔菏君(1997—), 共同第一作者, 女, 山東菏澤人, 碩士研究生, 主要從事海洋原生生物生態(tài)學(xué)研究。E-mail: 22320181152124@stu.xmu.edu.cn; 徐大鵬(1980—), 通信作者, 男, 副教授, 從事海洋原生生物生態(tài)學(xué)研究, E-mail: dapengxu@xmu.edu.cn

(本文編輯: 趙衛(wèi)紅)