姚曉露,楊明明,高 翔,2,董 劍,趙萬春,張炳慧,王衛(wèi)東,何慶夢
(1.西北農(nóng)林科技大學農(nóng)學院,陜西楊凌 712100; 2.陜西省小麥新品種培育工程研究中心,陜西楊凌 712100)
小麥(TriticumaestivumL.)屬于喜涼作物,在生長季內(nèi)熱脅迫會對產(chǎn)量造成影響[1]。據(jù)調(diào)查,未來平均氣溫每升高1 ℃,全球小麥將減產(chǎn)6%,而且溫度的升高會對小麥的一些生理指標產(chǎn)生影響[2]。作為僅次于水稻的第二大糧食作物,小麥減產(chǎn)會增加糧食安全的風險[3]。作為磷脂酶家族重要的成員,磷酸肌醇特異性磷脂酶C(phosphoinositide-specific PLC,簡稱PI-PLC)在植物生長發(fā)育過程中起到重要作用,參與多種環(huán)境脅迫應答[4]。PI-PLC的結構雖然簡單,但在植物中的功能卻復雜多樣。在玉米中, ZmPLC1通過促進細胞的不對稱分裂對植株的發(fā)育進行調(diào)控[5]。在油菜中,過表達 BnPLC2基因可以加速植株生長、提高粒重及油含量[6]。Djafi等[7]發(fā)現(xiàn)PI-PLC抑制劑能夠抑制植酸的合成,而植酸通路在籽粒發(fā)育中非常重要,涉及營養(yǎng)物質(zhì)的運輸。Zhang等[4]對小麥幼苗研究發(fā)現(xiàn),外源施加PI-PLC的抑制劑U73122和Edelfosinec能夠抑制幼苗生長,并且增強了幼苗對干旱和鹽脅迫的敏感性。Aggarwal等[8-9]發(fā)現(xiàn)用脫落酸(ABA)處理小麥籽粒后, TaPLC1基因以及部分植酸通路基因的表達量顯著增加,由此可知,激素可能參與PI-PLC對植物生長發(fā)育過程中的調(diào)控作用。
PI-PLC水解磷脂酰肌醇4,5-二磷酸生成兩個重要的信號分子肌醇三磷酸(IP3)和甘油二醇(DAG),進而參與植物的生長發(fā)育[10]。PI-PLC一直被認為是脅迫誘導激活的酶[11],U73122被認為是專一的PI-PLC抑制劑,廣泛地用于植物PI-PLC的功能研究[12]。熱脅迫時,U73122阻止IP3的積累,IP3影響了Ca2+釋放,而Ca2+參與植物非生物脅迫[如鹽脅迫、干旱脅迫(正)、冷脅迫(負)]的調(diào)控[10,13-15]。已有證據(jù)表明小麥中TaPLC基因參與非生物脅迫的應答反應[16],影響小麥苗期的抗旱性、耐鹽性和耐冷性[4,17]。在擬南芥中,PI-PLC參與熱脅迫調(diào)節(jié)[18]。本研究選取熱敏感型及耐熱型小麥材料,并用U73122進行處理,分析小麥 TaPLC1基因與耐熱的相關性,以期為解析小麥的耐熱性機制奠定基礎。
供試材料為普通小麥品種中國春和TAM107,中國春為熱敏感型品種,TAM107為耐熱型品種,均由西北農(nóng)林科技大學農(nóng)學院品質(zhì)改良實驗室提供。
選取成熟飽滿大小均勻一致的中國春和TAM107種子,首先用75%的酒精消毒1 min,無菌水沖洗3次;隨后用5% NaClO消毒10 min,無菌水沖洗4~5次,于滅菌水中浸泡24 h 后將種子移種到鋪有3層濾紙的培養(yǎng)血上,每皿30粒種子,萌發(fā)前保持濾紙濕潤,待幼苗的根能夠固著在濾紙上后,使用霍格蘭氏營養(yǎng)液進行培養(yǎng),每3 d更換一次培養(yǎng)液。培養(yǎng)溫度為 24 ℃/18 ℃(光照14 h/黑暗10 h)。
處理如下,(1)一葉一心時期,用15 μmol·L-1PI-PLC抑制劑U73122浸泡根部4 h,兩葉一心期在40 ℃條件下進行熱脅迫處理;(2)兩葉一心期在40 ℃條件下進行熱脅迫處理;(3)不進行抑制劑和熱脅迫處理(CK)。各處理均設3個重復,分別在熱脅迫0 min、15 min、30 min、1 h、2 h和4 h 取各處理的幼苗葉片,并迅速放入液氮中速凍,然后于-80 ℃ 冰箱保存。將熱處理4 h的幼苗轉入24 ℃/18 ℃(光照/黑暗)條件下繼續(xù)培養(yǎng),觀察記錄幼苗的生長情況。
熱脅迫處理4 h的材料用于測定生理指標。葉片超氧化物歧化酶(SOD)活性采用氮藍四唑(NBT)法測定,丙二醛(MDA)含量采用硫代巴比妥酸(TBA)法測定,可溶性糖含量采用蒽酮法測定,葉綠素含量采用Arnon法測定,每個樣品設置三個生物學重復[19-20]。用 Excel 2016 和 SPSS 20 軟件進行數(shù)據(jù)分析。
1.4.1 RNA提取及cDNA合成
采用Trizol法從中國春和TAM107正常生長及處理后幼苗的葉中提取RNA,使用TaKaRa公司的PrimeScriptTMRT reagent Kit with gDNA Eraser合成cDNA第一鏈,-20 ℃保存?zhèn)溆谩?/p>
1.4.2 引物設計與qRT-PCR
根據(jù) TaPLC1基因的cDNA序列,利用 Primer Premier 5.0設計實時定量PCR(Quantitative Real-time PCR,qRT-PCR)引物,正向引物為5′-GGGCACTCGGGTTACTTC-3′,反向引物為5′-GTAGCCACAGCCACCATT-3′。在18S RNA上設計的引物 T-18S-F/R作為內(nèi)參,其正向和反向引物序列分別為5′-GCATTTGCCAAGGAT GTTTTC-3′和5′-TGCTATGTCTGGACCTG GTAAGT-3′。引物由北京奧科鼎盛生物科技有限公司合成。
以cDNA為模板,用上述合成引物,在QuantStudio 3實時熒光定量PCR儀上進行 qRT-PCR分析。qRT-PCR反應總體系20 μL:SYBR Premix ExTaqⅡ 10 μL,10 μmol·L-1引物各1 μL,cDNA模板 2 μL,滅菌ddH2O加至20 μL。擴增程序:95 ℃ 30 s;95 ℃ 5 s,60 ℃ 31 s,40個循環(huán)。每個樣品設置3個生物學重復。采用 2-ΔΔCT法[21]分析實驗數(shù)據(jù),確定基因的相對表達水平。
兩個品種熱脅迫4 h時的葉片生理指標測定結果如表1所示。相對于正常幼苗,熱敏感型品種中國春和耐熱型品種TAM107的葉片在熱脅迫后MDA含量、SOD含量和可溶性糖含量不同程度增加,葉綠素含量下降。熱脅迫下,以單獨熱脅迫幼苗為對照,抑制劑處理后中國春和耐熱型品種TAM107葉片丙二醛含量、SOD含量和可溶性糖含量與對照相比均有不同程度的增加,葉綠素含量不同程度降低。從表1生理指標整體變化趨勢可以看出,熱脅迫下,抑制劑處理后中國春的生理指標相對于TAM107 變化更大。
這些生理指標的變化說明,抑制劑處理后兩品種對熱脅迫均更敏感,PI-PLC抑制劑影響幼苗的耐熱性,對熱敏感型品種影響更大。
兩葉一心期觀察幼苗表型,進行熱脅迫處理,并記錄脅迫前后的變化,結果如圖1所示。處理前幼苗長勢一致、較好,熱脅迫處理4 h時中國春發(fā)生萎蔫,TAM107輕微萎蔫,處理后12 h均恢復正常。一葉一心期進行過抑制劑處理的兩個品種,在熱脅迫處理4 h后的第2天,幼苗葉尖出現(xiàn)輕微枯萎變黃現(xiàn)象,處理后第5天嚴重枯萎,葉片開始卷曲。
以獲得的RNA為模板進行反轉錄,采用qRT-PCR引物進行熒光定量PCR,測定 TaPLC1基因在兩個品種(中國春和TAM107)兩葉一心期不同熱脅迫處理時間的表達并分析品種之間的差異。由圖2可知,以正常植株的葉片作對照,在熱脅迫過程中,未經(jīng)抑制劑處理的中國春葉片中 TaPLC1基因的表達量先上升,在30 min達到最大值,為起始值的3.3倍,之后開始下降;未經(jīng)抑制劑處理的TAM107葉片中 TaPLC1基因的表達量先上升,在30 min達到最大值,數(shù)值為起始值的14.3倍,之后開始大幅度下降,在1 h達到最小值,數(shù)值為起始值的17%,之后開始上升,在2 h達到起始值的72%,之后再次下降。抑制劑處理后,中國春葉片中 TaPLC1基因的表達量在熱脅迫過程中先下降,15 min之后開始上升,30 min達到最大值,為起始值的2.3倍,之后又下降,整體呈現(xiàn)下降-上升-下降-上升-下降的趨勢;TAM107葉片中 TaPLC1基因的表達量先上升,在30 min達到最大值,為起始值的1.4倍,之后開始下降,2 h達到最小值,為起始值的61%,之后又上升。未經(jīng)抑制劑處理、熱脅迫條件下, TaPLC1基因在兩個品種中的表達均迅速上調(diào),并在30 min處達到最大值, TaPLC1基因在耐熱型小麥品種TAM107中的表達上調(diào)幅度明顯大于中國春。抑制劑處理后,熱脅迫時 TaPLC1基因在兩個品種中的表達模式不同,耐熱型小麥品種TAM107中的上調(diào)幅度較小,響應熱脅迫的程度不明顯;中國春在熱脅迫15 min內(nèi)未及時響應,但之后迅速響應,在30 min處達到最大值,與未經(jīng)抑制劑處理幼苗變化幅度差異不明顯。
表1 PI-PLC抑制劑處理的幼苗在熱脅迫4 h后的相關生理指標Table 1 Relevant parameters of seedlings treated with PI-PLC inhibitors under heat stress for 4 h
CK:未經(jīng)熱脅迫及抑制劑處理的幼苗;40 ℃:40 ℃熱脅迫處理4 h;U73122:抑制劑U73122處理;同一列數(shù)據(jù)后的不同字母表示處理間在0.05水平上差異顯著。
CK:Seedlings untreated with heat stress and inhibitors; 40 ℃:40 ℃ heat treatment for 4 h;U73122:U73122 inhibitor treatment;Different letters following data in same column indicates significant difference between treatments at 0.05 level.
A:熱脅迫前;B:熱脅迫4 h;C:熱脅迫4 h后的第2天;D:熱脅迫4 h后的第5天。
A:Before heat stress;B:Heat stress for 4 h;C:The second day after heat stress for 4 h;D:The 5th day after heat stress for 4 h.
圖1PI-PLC抑制劑處理后小麥幼苗對熱脅迫的反應
Fig.1ResponseofwheatseedlingstoheatstressaftertreatedwithPI-PLCinhibitors
對比抑制劑處理和未處理幼苗中的基因表達情況,發(fā)現(xiàn)U73122在一定程度上抑制了幼苗中 TaPLC1基因的表達(圖2),40 ℃熱脅迫4 h后停止脅迫,未經(jīng)抑制劑處理的幼苗均恢復正常,而 U73122處理的幼苗受到損傷(圖1),說明 TaPLC1基因表達被抑制后幼苗對熱脅迫的敏感性增加,也說明 TaPLC1可能參與了小麥幼苗的耐熱調(diào)控過程。
A:未經(jīng)抑制劑處理的中國春;B:未經(jīng)抑制劑處理的TAM107;C:經(jīng)抑制劑處理的中國春;D:經(jīng)抑制劑處理的TAM107;CK:未經(jīng)熱脅迫及抑制劑處理的幼苗。
A:Chinese Spring untreated with inhibitor; B:TAM107 untreated with inhibitor; C:Chinese Spring treated with inhibitor; D:TAM107 treated with inhibitor; CK:Seedlings untreated with heat stress and inhibitors.
圖2TaPLC1在40℃熱脅迫下的表達模式
Fig.2ExpressionpatternsofTaPLC1under40℃heatstress
MDA是膜脂過氧化的重要產(chǎn)物之一,發(fā)生膜脂過氧化作用時[22],會產(chǎn)生較高含量的MDA[23]。熱脅迫時,熱敏感基因型品種較耐熱型品種MDA含量增加較多[24]。植物體內(nèi)的內(nèi)源保護系統(tǒng)由酶和非酶組成[25],SOD是一種源于生命體的活性物質(zhì),植物通過自身調(diào)節(jié)機制提高SOD活性以適應熱脅迫,若長時間遭受熱脅迫,SOD活性下降,則會加劇膜脂過氧化作用,引起膜損傷[26],耐熱型小麥品種的SOD活性較高[27-30]。葉綠素是一類與光合作用有關的重要色素,熱脅迫會加速葉綠素降解,含量下降,在黑麥和小麥中已經(jīng)得到證實[31-33]??扇苄蕴鞘菨B透調(diào)節(jié)物質(zhì),脅迫條件下植物的滲透調(diào)節(jié)功能與可溶性糖的積累有關[34],在逆境下可溶性糖含量升高有利于植物體對抵抗逆境脅迫,從而在一定程度上可增強生物體對環(huán)境脅迫的適應性[26]。本試驗中抑制劑處理后兩種類型小麥品種的葉片MDA含量均顯著升高,說明抑制劑處理后的幼苗葉片發(fā)生了更嚴重的膜脂過氧化作用,而SOD的活性也均顯著升高,說明抑制劑處理后幼苗需要更高的SOD活性來應對熱脅迫;葉綠素含量均顯著下降,在5 d后葉片變黃不再恢復,并且抑制劑處理使小麥需要更多的可溶性糖來抵抗高溫,說明抑制劑處理后小麥的耐熱性下降。以上結果與前人的研究一致。而抑制劑處理后中國春MDA含量、SOD活性以及可溶性糖含量變化幅度均大于TAM107,葉綠素含量則相差不多,說明PI-PLC可能參與了小麥熱脅迫應答反應,并且中國春較TAM107更加敏感。
研究表明,PI-PLC是通過水解產(chǎn)生IP3和DAG來參與植物生長發(fā)育的,熱激使成纖維細胞PI-PLC降解生成IP3[35],IP3快速上升,而IP3伴隨著Ca2+的增加而增加[36]。熱激誘導人類表皮癌細胞A-431中IP3的水平增加,但U73122阻止熱激引起的IP3增加[37]。本研究表明,小麥受到熱脅迫時 TaPLC1迅速增加以應對熱脅迫,同時U73122處理過的幼苗 TaPLC1增加幅度變小。TAM107中該基因表達增加的幅度明顯變小,可能與其較強的耐熱性有關;而中國春中該基因表達增加的幅度變小不明顯,可能與其熱敏感性有關。抑制劑處理后幼苗的表型,受損比較嚴重,進一步說明了 TaPLC1基因在熱脅迫應答中的重要作用。TAM107的耐熱性較強極有可能與 TaPLC1的高表達有關, TaPLC1基因參與小麥耐熱性的具體機制有待于進一步研究。
參考文獻:
[1] 郭洪雪.高溫脅迫對小麥幾個生理生化指標及熱激蛋白的影響[D].青島:青島農(nóng)業(yè)大學,2007:11.
GUO H X.The influence of high temprature on several physiological and biochemical indexes and heat shock proteins of wheat [D].Qingdao:Qingdao Agricultural University,2007:11.
[2] MISHRA D,SHEKHAR S,AGRAWAL L,etal.Cultivar-specific high temperature stress responses in bread wheat(TriticumaestivumL.) associated with physicochemical traits and defense pathways [J].FoodChemistry,2017,221(4):1077.
[3] BITA C E,GERATS T.Plant tolerance to high temperature in a changing environment:Scientific fundamentals and production of heat stress-tolerant crops [J].FrontiersinPlantScience,2013,4(4):273.
[4] ZHANG K,JIN C,WU L,etal.Expression analysis of a stress-related phosphoinositide-specific phospholipase C gene in wheat(TriticumaestivumL.) [J].PloSOne,2014,9(8):e105061.
[5] APOSTOLAKOS P,PANTERIS E B.The involvement of phospholipases C and D in the asymmetric division of subsidiary cell mother cells ofZeamays[J].Cytoskeleton,2008,65(11):863.
[6] GEORGES F,DAS S,RAY H,etal.Over-expression ofBrassicanapusphosphatidylinositol-phospholipase C2 in canola induces significant changes in gene expression and phytohormone distribution patterns,enhances drought tolerance and promotes early flowering and maturation [J].PlantCell&Environment,2009,32(12):1664.
[7] DJAFI N,VERGNOLLE C,CANTREL C,etal.TheArabidopsisDREB2 genetic pathway is constitutively repressed by basal phosphoinositide-dependent phospholipase C coupled to diacylglycerol kinase [J].FrontiersinPlantScience,2013,4(10):307.
[8] BHATI K K,AGGARWAL S,SHARMA S,etal.Differential expression of structural genes for the late phase of phytic acid biosynthesis in developing seeds of wheat(TriticumaestivumL.) [J].PlantScience,2014,224(13):74.
[9] SIPLA A,VISHNU S,KUMAR B K,etal.Hormonal regulation and expression profiles of wheat genes involved during phytic acid biosynthesis pathway [J].Plants,2015,4(2):298.
[10] RUPWATE S D,RAJASEKHARAN R.Plant phosphoinositide-specific phospholipase C:An insight [J].PlantSignaling&Behavior,2012,7(10):1281.
[11] LIU P,XU Z S,PANPAN L,etal.A wheat PI4K gene whose product possesses threonine autophophorylation activity confers tolerance to drought and salt inArabidopsis[J].JournalofExperimentalBotany,2013,64(10):2915.
[12] WONG R,FABIAN L,FORER A,etal.Phospholipase C and myosin light chain kinase inhibition define a common step in actin regulation during cytokinesis [J].BMCCellBiology,2007,8(1):15.
[13] WANG X.Lipid signaling [J].CurrentOpinioninPlantBiology,2004,7(3):329.
[14] 龔 偉,王伯初.鈣離子在植物抵抗非生物脅迫中的作用[J].生命的化學,2011,31(1):107.
GONG W,WANG B C.Effects of calcium on plant resistance in abiotic stress [J].ChemistryofLife,2011,31(1):107.
[15] ALBRECHT V,WEINL S,BLAZEVIC D,etal.The calcium sensor CBL1 integrates plant responses to abiotic stresses [J].PlantJournal,2003,36(4):457.
[16] 張 科. TaPLC1參與小麥對鹽和干旱的脅迫應答反應[D].保定:河北農(nóng)業(yè)大學,2014:3.
ZHANG K. TaPLC1 participates in wheat stress response to salt and drought [D].Baoding:Hebei Agricultural University,2014:3.
[17] KHALIL H B,WANG Z,WRIGHT J A,etal.Heterotrimeric Gα subunit from wheat(TriticumaestivumL.),GA3,interacts with the calcium-binding protein,Clo3,and the phosphoinositide-specific phospholipase C,PI-PLC1 [J].PlantMolecularBiology,2011,77(1-2):145.
[18] LIU H T,GAO F,CUI S J,etal.Primary evidence for involvement of IP3 in heat-shock signal transduction inArabidopsis[J].CellResearch,2006,16(4):394.
[19] 張憲政,陳玉鳳,王榮富.植物生理學試驗技術[M].沈陽:遼寧科學技術出版社,1994:144.
ZHANG X Z,CHEN Y F,WANG R F.Plant physiology test technology [M].Shenyang:Liaoning Science and Technology Press,1994:144.
[20] 湯章城.現(xiàn)代植物生理學實驗指南[M].北京:科學出版社,1999:95.
TANG Z C.Modern plant physiology experiment guide [M].Beijing:Science Press,1999:95.
[21] LIVAK K J,SCHMITTGEN T D.Analysis of relative gene expression data using real-time quantitative PCR and the 2ΔΔCTmethod [J].Methods,2001,25(4):402.
[22] SOLIMAN W S,FUJIMORI M,TASE K,etal.Oxidative stress and physiological damage under prolonged heat stress in C3,grass Lolium perenne [J].GrasslandScience,2011,57(2):101.
[23] OKUDA T,SAGISAKA S.Abrupt increase in the level of hydrogen peroxide in leaves of winter wheat is caused by cold treatment [J].PlantPhysiology,1991,97(3):1265.
[24] SAIRAM R K,SRIVASTAVA G C,SAXENA D C.Increased antioxidant activity under elevated temperatures:A mechanism of heat stress tolerance in wheat genotypes [J].BiologiaPlantarum,2000,43(2):245.
[25] WANG S,WANG Z,PING W,etal.Evaluation of wheat freezing resistance based on the responses of the physiological indices to low temperature stress [J].ActaEcologicaSinica,2011,309(2):497.
[26] 郭洪雪,宋希云,燕增文,等.高溫脅迫對小麥幼苗幾個生理生化指標的影響[J].華北農(nóng)學報,2007,22(s1):71.
GUO H X,SONG X Y,YAN Z W.Effects of heat stress on several physiological and biochemical indexes of wheat [J].ActaAgronomicaSinica,2007,22(s1):71.
[27] UPADHYAYA A,DAVIS T D,LARSEN M H,etal.Uniconazole-induced thermotolerance in soybean seedling root tissue [J].PhysiologiaPlantarum,1990,79(1):78.
[28] JAGTAP V,BHARGAVA S.Variation in the antioxidant metabolism of drought tolerantand drought susceptible varieties ofSorghumbicolor(L.) Moench.exposed to high light,low water and high temperature stress [J].JournalofPlantPhysiology,1995,145(s1-2):195.
[29] DAVIDSON J F,WHYTE B,BISSINGER P H,etal.Oxidative stress is involved in heat-induced cell death inSaccharomycescerevisiae[J].ProceedingsoftheNationalAcademyofSciencesoftheUnitedStatesofAmerica,1996,93(10):5116.
[30] ALMESELMANI M,DESHMUKH P S,SAIRAM R K,etal.Protective role of antioxidant enzymes under high temperature stress [J].PlantScience,2006,171(3):382.
[31] FEIERABEND J.Capacity for chlorophyll synthesis in heat-bleached 70S ribosome-deficient rye leaves [J].Planta,1977,135(1):83.
[32] LIU Z C,SU D Y.Effect of high temperature on chloroplast proteins in wheat [J].ActaBotanicaSinica,1985,27:63.
[33] BHULLAR S S,JENNER C F,BHULLAR S S,etal.Responses to brief periods of elevated temperature in ears and grains of wheat [J].FunctionalPlantBiology,1983,10(6):549.
[34] ZHAO K F,FAN H,HARRIS P J C.Effect of exogenous ABA on the salt tolerance of corn seedlings under salt stress [J].ActaBotanicaSinica,1995,37(4):295.
[35] CALDERWOOD S K,STEVENSON M A,PRICE B D.Activation of phospholipase C by heat shock requires GTP analogs and is resistant to pertussis toxin [J].JournalofCellularPhysiology,1993,156(1):153.
[36] STEVENSON M A,CALDERWOOD S K,HAHN G M.Rapid increases in inositol trisphosphate and intracellular Ca++after heat shock [J].BiochemicalandBiophysicalResearchCommunications,1986,137(2):826.
[37] KIANG J G,MCCLAIN D E.Effect of heat shock,[Ca2+]i,and cAMP on inositol trisphosphate in human epidermoid A-431 cells [J].AmericanJournalofPhysiology,1993,264(6 Pt 1):C1561.