趙 胡,王玉嬌,管恒潔,劉 雪
阜陽(yáng)師范學(xué)院生物與食品工程學(xué)院,阜陽(yáng) 236037
甜菜素是一種含氮類吡啶衍生物水溶性色素,因最早在甜菜根中發(fā)現(xiàn)而得名,包括甜菜紅素(betacyanin)和甜菜黃素(betaxanthin)2 種形式[1]。尤其是甜菜紅素不僅作為傳統(tǒng)意義上食品添加劑的成分,而且作為重要的植物次生代謝物質(zhì)在離體條件下具有很強(qiáng)的抗氧化和清除氧自由基能力,可以用來(lái)治療與過(guò)氧化脅迫有關(guān)的人體機(jī)能失調(diào)和抑制癌細(xì)胞增殖的功效[2,3]。因此,甜菜素的醫(yī)用價(jià)值最近幾年引起了人們的廣泛關(guān)注。
半支蓮(Portulaca grandifloraHook)系馬齒莧科馬齒莧屬一年生草本植物,因含豐富的甜菜紅素化合物,全草均可入藥,有清熱解毒、消腫止痛、活血化瘀的功效[4]。鑒于甜菜紅素藥用成分的特殊功效和在人們?nèi)粘I钪械膹V泛應(yīng)用,發(fā)展甜菜紅素特有野生植物種植與開(kāi)發(fā),社會(huì)及經(jīng)濟(jì)效益均極其顯著。近年來(lái),隨著對(duì)甜菜紅素研究的不斷深入,國(guó)內(nèi)外需求量顯著增加。但由于從野生植物資源中提取甜菜紅素,不僅受植物生長(zhǎng)條件和季節(jié)的限制,而且提取量并不能滿足市場(chǎng)的供應(yīng)需求。植物細(xì)胞培養(yǎng)技術(shù)生產(chǎn)次生代謝物克服植物受地理、季節(jié)等各種環(huán)境因素的影響,保證產(chǎn)物在一個(gè)限定系統(tǒng)中連續(xù)、均勻生產(chǎn),有效地提高了人們獲取植物次生代謝產(chǎn)物范圍和生產(chǎn)規(guī)模。利用植物細(xì)胞生產(chǎn)有益人類需求的植物次生代謝物已受到人們廣泛的關(guān)注并已成功應(yīng)用到多種藥用植物天然活性成分的生產(chǎn)[5]。國(guó)內(nèi)外有關(guān)對(duì)半支蓮的研究主要集中在組織培養(yǎng)及再生體系建立,關(guān)于半支蓮細(xì)胞培養(yǎng)及甜菜紅素產(chǎn)物含量的報(bào)道還比較少見(jiàn)[4,6]。本試驗(yàn)就不同植物激素配比對(duì)半支蓮細(xì)胞生長(zhǎng)和甜菜紅素含量的影響進(jìn)行了研究,并從細(xì)胞抗氧化酶系統(tǒng)方面對(duì)不同激素配比對(duì)甜菜紅素形成差異的成因進(jìn)行初步分析和探討,為進(jìn)一步用植物細(xì)胞培養(yǎng)技術(shù)生產(chǎn)甜菜紅素及研究甜菜紅素在植物細(xì)胞內(nèi)的代謝調(diào)節(jié)機(jī)制提供基礎(chǔ)數(shù)據(jù)資料。
半支蓮種子購(gòu)自阜陽(yáng)市花卉市場(chǎng),在實(shí)驗(yàn)室盆栽一個(gè)月后,以幼嫩的帶紫紅色莖段為外植體經(jīng)0.1%升汞消毒、無(wú)菌水清洗后接種到MS +2,4-D(2.0 mg/L)培養(yǎng)基中,在25 ± 1 ℃光照下培養(yǎng),光照強(qiáng)度為25 μmol/m2/s,光周期(白天/黑暗)為16 h/8h,培養(yǎng)15 d,誘導(dǎo)半支蓮愈傷細(xì)胞備用。
采用由不同激素配比類型的MS 固體培養(yǎng)基對(duì)半支蓮愈傷細(xì)胞進(jìn)行培養(yǎng)以期篩選細(xì)胞生長(zhǎng)量最大和甜菜紅素產(chǎn)量最高的激素配比類型培養(yǎng)基。半支蓮細(xì)胞培養(yǎng)基激素配比設(shè)計(jì)是以固定細(xì)胞分裂素的濃度為1.0 mg/L,生長(zhǎng)素濃度分別為0.5 mg/L 和1.0 mg/L 為基礎(chǔ),篩選兩種類型細(xì)胞分裂素(6-BA,KT)和三種類型生長(zhǎng)素(NAA、IAA 和2,4-D)配比對(duì)細(xì)胞生長(zhǎng)量和細(xì)胞色素表型的影響。確定生長(zhǎng)素類型對(duì)細(xì)胞色素表型影響以后,進(jìn)一步地細(xì)化濃度分別為0.1、0.5 mg/L 和1.0 mg/L 的不同細(xì)胞分裂素(6-BA,KT)對(duì)半支蓮細(xì)胞生長(zhǎng)量和甜菜紅素含量的影響。
在無(wú)菌操作室里,精確稱取色澤鮮嫩一致的半支蓮愈傷細(xì)胞1.00 ±0.01 g,分別接種于不同激素配比的MS 固體培養(yǎng)基中,重復(fù)三瓶,培養(yǎng)溫度與光照條件同上,培養(yǎng)期30 d。
1.3.1 愈傷細(xì)胞干重測(cè)定
取不同激素配比MS 固體培養(yǎng)基培養(yǎng)30 d 的愈傷細(xì)胞和原初接種半支蓮愈傷細(xì)胞1.00 ±0.01 g各3 份,濾紙吸去細(xì)胞中過(guò)多的水分后用鋁箔紙包裹細(xì)胞置于80 ℃干燥箱中烘干至恒重,稱其重量為干重。細(xì)胞增長(zhǎng)量為:培養(yǎng)30 d 后細(xì)胞干重-原初接種半支蓮愈傷細(xì)胞干重。
1.3.2 甜菜紅素提取及含量測(cè)定
甜菜紅素提取及含量測(cè)定參照文獻(xiàn)方法并做修改[7]。具體做法:稱取1 g 新鮮半支蓮細(xì)胞加入20 mL 甲醇研磨,破碎細(xì)胞釋放出色素。10000 g 離心10 min,棄上清,沉淀細(xì)胞碎片用20 mL 去離子水浸提30 min,10000 g 離心10 min,沉淀再次用去離子水浸提,離心,直到細(xì)胞色素抽提殆盡,定容后,在538 nm 處分光光度計(jì)測(cè)定甜菜紅素的光吸收值,以上操作均在0~4 ℃下進(jìn)行。根據(jù)甜菜紅素的摩爾消光系數(shù)56,600 L/cm/mol 計(jì)算甜菜紅素濃度及細(xì)胞中甜菜紅素含量。
細(xì)胞中甜菜紅素的含量為:
式中,A為吸光值;M為甜菜紅素平均分子量,K為稀釋倍數(shù),ε 為甜菜紅素的摩爾消光系數(shù);L為比色皿的口徑。
1.3.3 酶液提取
分別取不同激素配比培養(yǎng)下的半支蓮細(xì)胞1.00 ±0.01 g,按W∶V=1∶5 加入50 mmol/L pH 為7.8 的含有4 g/L 不溶性聚乙烯吡咯烷酮PVP 的磷酸緩沖液(PBS),加少許石英砂于冰浴中研磨成漿,用10000 g 于4 ℃離心10 min,棄沉淀,上清液即為酶提取液,待測(cè)。蛋白含量測(cè)定,按照Bradford 的方法測(cè)定[8],采用考馬斯亮藍(lán)G250 法于595 nm 波長(zhǎng)測(cè)定光吸收值,根據(jù)繪制的標(biāo)準(zhǔn)曲線換算可溶性蛋白含量。
1.3.4 超氧化物歧化酶(SOD)活性測(cè)定
采用氯化硝基四氮唑藍(lán)(NBT)光化學(xué)還原法測(cè)定,參照文獻(xiàn)方法[9]。當(dāng)光照時(shí)體系中產(chǎn)生氧自由基能還原NBT 形成藍(lán)色物質(zhì),在波長(zhǎng)為560 nm 處測(cè)定消光值,以抑制光還原NBT 50%為1 個(gè)酶活性單位,酶活性以每毫克蛋白含酶量計(jì)算。
1.3.5 過(guò)氧化物酶(POD)和過(guò)氧化氫酶(CAT)活性測(cè)定
參照文獻(xiàn)方法進(jìn)行[10]。當(dāng)反應(yīng)體系存在H2O2,POD 能使愈創(chuàng)木酚氧化,生成茶褐色物質(zhì),該物質(zhì)在470 nm 處有最大光吸收值,以每分鐘內(nèi)吸光值變化為0.01 為1 個(gè)酶活性單位。H2O2在240 nm處有最大光吸收值,過(guò)氧化氫酶能分解H2O2,使反應(yīng)溶液吸光值隨反應(yīng)時(shí)間而降低,根據(jù)測(cè)量吸光值的變化速率即可測(cè)出H2O2的活性。
1.3.6 數(shù)據(jù)處理
采用Microsoft Excel 2007 和SPSS19.0 相結(jié)合,對(duì)不同激素配比處理數(shù)據(jù)進(jìn)行LSR-單因素最小顯著性差異分析(ANOVA),比較各處理之間差異顯著性,數(shù)據(jù)以平均值 ± 標(biāo)準(zhǔn)誤表示。
對(duì)在不同激素配比的MS 固體培養(yǎng)基上生長(zhǎng)30 d 的半支蓮細(xì)胞生長(zhǎng)量進(jìn)行比較如圖1,結(jié)果表明:不同種類、不同劑量激素配比對(duì)半支蓮細(xì)胞生長(zhǎng)量差異顯著。在相同細(xì)胞分裂素濃度下添加2,4-D 對(duì)細(xì)胞的增長(zhǎng)量顯著高于NAA 和IAA。其中當(dāng)向培養(yǎng)基中添加濃度均為1.0 mg/L 的2,4-D 和6-BA時(shí),細(xì)胞的生長(zhǎng)量最大,細(xì)胞干重達(dá)332.68 mg 分別是相同濃度下NAA 和IAA 處理下細(xì)胞干重的21.0倍和4.3 倍。當(dāng)培養(yǎng)基中細(xì)胞分裂素為6-BA 時(shí),NAA 和IAA 2 種生長(zhǎng)素低濃度組(0.5 mg/L)處理對(duì)細(xì)胞生長(zhǎng)量高于高濃度組(1.0 mg/L)處理;而1.0 mg/L 2,4-D 處理對(duì)細(xì)胞生長(zhǎng)量高于0.5 mg/L濃度組處理,如在6-BA 或KT 為1.0 mg/L 時(shí),1.0 mg/L 2,4-D 處理對(duì)細(xì)胞生長(zhǎng)量分別比0.5 mg/L 濃度組處理高44.1%或47.1%??傮w來(lái)看,2,4-D 處理下半支蓮細(xì)胞生長(zhǎng)量高于NAA 和IAA 處理;而在相同濃度2,4-D 存在條件下,向培養(yǎng)基中添加6-BA 對(duì)半支蓮細(xì)胞生長(zhǎng)效果要好于KT。
圖1 生長(zhǎng)素對(duì)培養(yǎng)30 d 半支蓮細(xì)胞生長(zhǎng)的影響Fig.1 Effect of auxins on 30 days-cultured P.grandiflora cell growth
不同激素配比下半支蓮細(xì)胞色素表型差異見(jiàn)圖2。由圖2 可知,不同生長(zhǎng)素類型及劑量對(duì)半支蓮細(xì)胞色素表型的影響差異顯著。在6-BA 為1.0 mg/L,向培養(yǎng)基中添加NAA,細(xì)胞沒(méi)有甜菜紅素產(chǎn)生,細(xì)胞生長(zhǎng)緩慢,表型暗褐色,生長(zhǎng)質(zhì)量較差(圖2A)。從圖2B 和2C 可以看出如用2,4-D 代替NAA,細(xì)胞不僅生長(zhǎng)質(zhì)量大大改善,而且細(xì)胞也產(chǎn)生甜菜紅素,并隨著2,4-D 濃度的增加(圖2B 和2C 2,4-D 濃度分別為0.5 mg/L 和1.0 mg/L)細(xì)胞色素加深,表明2,4-D 顯著促進(jìn)細(xì)胞產(chǎn)生甜菜紅素。
圖2 不同生長(zhǎng)素對(duì)半支蓮細(xì)胞表型的影響Fig.2 Effect of different auxins on P.grandiflora cell phenotype
由于2,4-D 對(duì)半支蓮細(xì)胞甜菜紅素的產(chǎn)生具有顯著地促進(jìn)作用,進(jìn)一步地實(shí)驗(yàn)需要通過(guò)細(xì)化不同濃度細(xì)胞分裂素與2,4-D 結(jié)合篩選半支蓮細(xì)胞生長(zhǎng)量最大的激素濃度組合,以期在細(xì)胞生產(chǎn)甜菜紅素的前提下進(jìn)一步地篩選細(xì)胞生長(zhǎng)量最大激素配比濃度。對(duì)在2 種2,4-D 濃度下3 種不同濃度的6-BA和KT 對(duì)培養(yǎng)30 d 半支蓮細(xì)胞生長(zhǎng)量的影響見(jiàn)圖3。由圖可知,在2,4-D 濃度為1.0 mg/L、6-BA 濃度為0.5 mg/L 細(xì)胞生長(zhǎng)量最大為465.50 mg,在此濃度下細(xì)胞生長(zhǎng)量分別比6-BA 濃度為0.1 mg/L 和1.0 mg/L 高22.4%和28.5%,而KT 在各濃度組間對(duì)細(xì)胞生長(zhǎng)量差異不顯著且低于6-BA 處理的細(xì)胞生長(zhǎng)量。這一結(jié)果表明,在半支蓮細(xì)胞產(chǎn)生甜菜紅素的前體下,細(xì)胞生長(zhǎng)量最大的激素配比為2,4-D濃度為1.0 mg/L 和6-BA 濃度為0.5 mg/L 激素組合。
圖3 細(xì)胞分裂素對(duì)培養(yǎng)30 天半支蓮細(xì)胞生長(zhǎng)的影響Fig.3 Effect of cytokinins on 30 days-cultured P.grandiflora cell growth
2,4-D 與不同濃度細(xì)胞分裂素配比對(duì)培養(yǎng)30 d半支蓮細(xì)胞甜菜紅素含量的差異見(jiàn)圖4。由圖可知,與細(xì)胞生長(zhǎng)量對(duì)2,4-D 與不同濃度細(xì)胞分裂素配比作用效應(yīng)類似,在2,4-D 濃度為1.0 mg/L、6-BA 濃度為0.5 mg/L 細(xì)胞甜菜紅素含量最高達(dá)75.12 mg/g,在此濃度下細(xì)胞甜菜紅素含量比6-BA濃度1.0 mg/L 高24.8%,而與6-BA 濃度0.1 mg/L細(xì)胞甜菜紅素含量差異不顯著,暗示較高濃度的6-BA 不僅抑制細(xì)胞生長(zhǎng)而且也降低細(xì)胞中甜菜紅素含量。而KT 在各濃度組間對(duì)細(xì)胞甜菜紅素含量差異不顯著且低于6-BA 處理下的細(xì)胞甜菜紅素含量。這一結(jié)果表明,半支蓮細(xì)胞甜菜紅素含量與細(xì)胞生長(zhǎng)量對(duì)最適激素配比相吻合,細(xì)胞甜菜紅素最高的激素配比亦為2,4-D 濃度為1.0 mg/L 和6-BA濃度為0.5 mg/L 激素組合。
圖4 細(xì)胞分裂素對(duì)培養(yǎng)30 d 半支蓮細(xì)胞甜菜紅素含量的影響Fig.4 Effect of cytokinins on betacyanin content of 30 dayscultured P.grandiflora cell
根據(jù)上述的研究結(jié)果發(fā)現(xiàn)向培養(yǎng)基中添加生長(zhǎng)素NAA 或IAA,半支蓮細(xì)胞不產(chǎn)生甜菜紅素,而添加生長(zhǎng)素2,4-D 細(xì)胞開(kāi)始變紅,且隨著2,4-D 濃度增加,細(xì)胞色澤越紅,表明2,4-D 對(duì)半支蓮細(xì)胞甜菜紅素合成的促進(jìn)效應(yīng)。為進(jìn)一步地探討不同激素配比對(duì)半支蓮甜菜紅素合成差異的成因,本實(shí)驗(yàn)測(cè)定了不同激素配比對(duì)培養(yǎng)30 d 半支蓮細(xì)胞參與活性氧代謝的抗氧化酶活性影響,以期分析活性氧代謝是否介導(dǎo)了半支蓮細(xì)胞甜菜紅素合成調(diào)控作用。由表1 可知,不同激素配比對(duì)半支蓮細(xì)胞抗氧化酶活性的影響差異顯著,當(dāng)向培養(yǎng)基中添加抑制甜菜紅素合成生長(zhǎng)素NAA 或IAA 時(shí),SOD、POD 和CAT 的活性最低,而向培養(yǎng)基中添加濃度為1.0 mg/L 2,4-D時(shí)SOD、POD 和CAT 的活性最高,向培養(yǎng)基中添加濃度為0.5 mg/L 2,4-D 時(shí)SOD、POD 和CAT 的活性介于兩者之間。如在MS 培養(yǎng)基中2,4-D 為1.0 mg/L 和6-BA 為0.5 mg/L 激素組合培養(yǎng)的半支蓮細(xì)胞SOD、POD 和CAT 的活性分別是NAA 為0.5 mg/L 和6-BA 為1.0 mg/L 激素組合培養(yǎng)的半支蓮細(xì)胞相應(yīng)酶活性的2.7 倍、3.1 倍和2.4 倍;比2,4-D 為0.5 mg/L 和6-BA 為0.5 mg/L 激素組合培養(yǎng)的半支蓮細(xì)胞相應(yīng)酶活性高20.6%、30.8%和34.7%。這一結(jié)果表明,甜菜紅素激素誘導(dǎo)培養(yǎng)基上生長(zhǎng)半支蓮細(xì)胞抗氧化酶活性顯著地高于不產(chǎn)色素的激素配比培養(yǎng)基上生長(zhǎng)的半支蓮細(xì)胞。
表1 不同激素配比對(duì)培養(yǎng)30 d 半支蓮細(xì)胞抗氧化酶活性的影響Table 1 Effect of different phytohormone proportion on antioxidant enzyme activities of 30 days-cultured P.grandiflora cell
激素配比是影響植物細(xì)胞生長(zhǎng)量或生長(zhǎng)速率的一個(gè)重要因素。在植物細(xì)胞培養(yǎng)中,一般生長(zhǎng)素在低濃度時(shí)能夠誘導(dǎo)細(xì)胞分裂,促進(jìn)細(xì)胞伸長(zhǎng)生長(zhǎng),濃度較高則會(huì)抑制生長(zhǎng),高濃度甚至?xí)怪参锸軅?細(xì)胞分裂素主要作用是促進(jìn)細(xì)胞分裂。另外,細(xì)胞的生長(zhǎng)狀況不僅受激素濃度的影響,還與激素種類有關(guān)。從本文的研究結(jié)果來(lái)看,2,4-D 促進(jìn)半支蓮細(xì)胞的生長(zhǎng)效果比NAA 和IAA 好,不僅表現(xiàn)在細(xì)胞的生長(zhǎng)量高,而且細(xì)胞生長(zhǎng)狀態(tài)也優(yōu)于后兩種激素。生長(zhǎng)素2,4-D 與細(xì)胞分裂素6-BA 搭配對(duì)促進(jìn)半支蓮細(xì)胞的分裂效果要優(yōu)于2,4-D 與KT 結(jié)合。許金光等[11](2007)發(fā)現(xiàn)在MS 培養(yǎng)基上生長(zhǎng)素NAA 和細(xì)胞分裂素KT 各為3.0 mg/L 和0.1 mg/L 激素組合對(duì)三尖杉細(xì)胞生長(zhǎng)量高于其他激素組合處理;而阮氏釧等[12](2015)研究不同激素配方對(duì)青錢柳細(xì)胞干物質(zhì)量增加的影響,結(jié)果表明,在MS 培養(yǎng)基上NAA 1.0 mg/L 和KT 0.5 mg/L 激素組合最有利于細(xì)胞干重的增加。由此可見(jiàn),細(xì)胞生長(zhǎng)量積累所依賴的激素配比與物種緊密相關(guān)。
本文研究結(jié)果還發(fā)現(xiàn),2,4-D 不僅具有促進(jìn)半支蓮細(xì)胞生長(zhǎng)的效果,而且作為誘導(dǎo)激素能明顯刺激細(xì)胞合成甜菜紅素,調(diào)控半支蓮細(xì)胞合成色素的最佳激素配比與細(xì)胞生長(zhǎng)量的最佳激素組合相同,亦為2,4-D 1.0 mg/L 和6-BA 0.5 mg/L 激素組合,反應(yīng)了半支蓮細(xì)胞生長(zhǎng)與甜菜紅素的合成具有同步一致性,可能屬于細(xì)胞生長(zhǎng)偶聯(lián)型的次生代謝模型。植物激素的種類與濃度及其配比方式不僅影響細(xì)胞生長(zhǎng),而且對(duì)細(xì)胞中次生代謝物積累也具有重要的調(diào)節(jié)作用。2,4-D 對(duì)瑞香狼毒細(xì)胞黃酮的積累是有利的[13],而對(duì)紫草細(xì)胞中紫草寧的合成具有嚴(yán)重的抑制作用[14]。由此可看出,不同植物激素對(duì)不同植物細(xì)胞次生代謝產(chǎn)物的積累有明顯的差異。在本試驗(yàn)中發(fā)現(xiàn),2,4-D 是最主要的影響因素,較高濃度的2,4-D 對(duì)半支蓮細(xì)胞的生長(zhǎng)和甜菜紅素的積累都是有利的;而NAA 和IAA 對(duì)細(xì)胞生長(zhǎng)和色素的積累不利。
為進(jìn)一步地分析不同激素配比對(duì)半支蓮細(xì)胞甜菜紅素合成差異成因,本試驗(yàn)初步分析不同激素配比對(duì)培養(yǎng)30 d 半支蓮細(xì)胞參與活性氧代謝的3 種抗氧化酶活性的差異,研究結(jié)果表明SOD、POD 和CAT 3 種酶活性與相應(yīng)激素配比下的細(xì)胞中甜菜紅素的含量高度相關(guān)。2,4-D 為半支蓮細(xì)胞培養(yǎng)中甜菜紅素合成的誘導(dǎo)激素,向培養(yǎng)基中添加2,4-D 后,SOD、POD 和CAT 3 種酶活性顯著高于向培養(yǎng)基添加NAA 的3 種酶活性。SOD、POD 和CAT 活性提高表明細(xì)胞中和H2O2等活性氧代謝活躍,暗示活性氧可能參與了半支蓮細(xì)胞中甜菜紅素生物合成的調(diào)控。大量文獻(xiàn)報(bào)道和H2O2等活性氧分子參與植物的次生代謝調(diào)控,如參與黑曲霉誘導(dǎo)子對(duì)長(zhǎng)春花細(xì)胞吲哚生物堿合成的促進(jìn)作用[15]。Wang 等[16](2007)發(fā)現(xiàn)鹽地堿蓬根系在受到氧化脅迫時(shí)H2O2含量升高,H2O2作為信號(hào)分子轉(zhuǎn)運(yùn)到葉片,導(dǎo)致葉片甜菜紅素含量增加。Gandía-Herrero 和Francisco García-Carmona[17](2013)認(rèn)為多巴雙加氧酶是甜菜紅素生物合成途徑中關(guān)鍵限速酶,該酶催化將酪氨酸在酪氨酸酶羥化作用下形成的環(huán)狀多巴轉(zhuǎn)化為開(kāi)環(huán)多巴,隨后自發(fā)反應(yīng)生成甜菜紅素的基本生色團(tuán)—甜菜醛氨酸。Casique-Arroyo 等[18](2014)研究發(fā)現(xiàn)各種生物或非生物脅迫引起多巴雙加氧酶基因表達(dá)上調(diào)進(jìn)而導(dǎo)致千穗谷(Amaranthus hypochondriacusL)中甜菜紅素大量合成,推測(cè)可能的機(jī)制是各種環(huán)境脅迫引起H2O2含量上升,H2O2作為信號(hào)分子促進(jìn)該酶基因表達(dá)引起甜菜紅素的積累。Wu 等[19](2004)研究經(jīng)紫外線照射后的紅豆杉細(xì)胞后細(xì)胞中紫杉醇和H2O2含量增加,并進(jìn)一步地發(fā)現(xiàn)H2O2通過(guò)提高細(xì)胞內(nèi)源另一種植物激素茉莉酸(JA)合成途徑中關(guān)鍵酶基因脂氧合酶(LOX)基因的表達(dá)提高JA 的含量,JA 作為植物次生代謝產(chǎn)物合成正調(diào)控激素從而促進(jìn)了細(xì)胞中紫杉醇的合成。從本試驗(yàn)的研究結(jié)果來(lái)看,在含2,4-D 培養(yǎng)基中半支蓮細(xì)胞活性氧代謝活躍,甜菜紅素大量合成,表明細(xì)胞內(nèi)產(chǎn)生的H2O2可能參與了半支蓮細(xì)胞甜菜紅素的合成,相關(guān)的H2O2調(diào)控半支蓮甜菜紅素合成途徑的研究目前正在進(jìn)行。
1 Wang CQ (王長(zhǎng)泉),Liu T (劉濤),Wang BS (王寶山).Advances in betalain research in higher plants.Chin Bull Bot(植物學(xué)通報(bào)),2006,23:302-311.
2 Taira J,Tsuchida E,Katoh MC,et al.Antioxidant capacity of betacyanins as radical scavengers for peroxyl radical and nitric oxide.Food Chem,2015,166:531-536.
3 Khan MI,Sri Harsha PSC,Giridhar P,et al.Pigment identification,nutritional composition,bioactivity,and in vitro cancer cell cytotoxicity ofRivina humilisL.berries,potential source of betalains.LWT -Food Sci Tech,2012,47:315-323.
4 Zhang HQ (張洪清).Regeneration and genetic transformation ofPortulaca grandiflora.Harbin:Harbin Normal University (哈爾濱師范大學(xué)),MSc.2009.
5 Qi FH (齊鳳慧),Zhan YG (詹亞光),Jing TZ (景天忠).A review on elicitors and their regulation on secondary metabolites in plant cell culture.Nat Prot Res Dev(天然產(chǎn)物研究與開(kāi)發(fā)),2008,20:568-573.
6 Jain AK,Bashir M.In-vitropropagation of a medicinal plantPortulaca grandiflora.Hook.World J Agric Sci,2010,6:327-330.
7 Nakashima T,Araki T,Ueno O.Photoprotective function of betacyanin in leaves ofAmaranthus cruentusL.under water stress.Photosynthetica,2011,49:497-506.
8 Bradford MM.A rapid and sensitive method for the quantification of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding.Anal Biochem,1976,72:248-254.
9 Beaucham C,F(xiàn)ridovic I.Superoxide dismutase:improved assays and an assay applicable to acrylamide gels.Anal Biochem,1971,44:276-287.
10 Chance B,Machly AC.Assay of catalase and peroxidase.Colowick SP,Kaplan NO.Methods in Enzymology.NewYork:Academic Press,1955,764-775.
11 Xu JG (許金光),Liu CJ (劉長(zhǎng)江).Effect of different explants and medium composition on callus growth ofCephalotaxus fortuneiHook.f.Nat Prot Res Dev(天然產(chǎn)物研究與開(kāi)發(fā)),2007,19:461-464.
12 Ruan SC (阮氏釧),Yang WX (楊萬(wàn)霞),F(xiàn)ang SZ (方升佐),et al.Influence of types of basic medium,hormone formulations on accumulation of secondary metabolites inCyclocarya paliurussuspension cells.J Nanjing Forest Univ(南京林業(yè)大學(xué)學(xué)報(bào)),2015,39(2):47-51.
13 Wang WX (王文星),An Q (安琪),Wang Y (汪瑩),et al.A study on cell suspension culture and flavonoids accumulation ofStellera chamaejasme.Acta Prataculturae Sin(草業(yè)學(xué)報(bào)),2010,19:132-139.
14 Yazaki K,Matsuoka H,Ujihara T,et al.Shikonin biosynthesis inLithospermum erythrorhizon:light-induced negative regulation of secondary metabolism.Plant Biotech,1999,16:335-342.
15 Zhang XF (張向飛),Zhang RT (張榮濤),Wang NN (王寧寧),et al.Effects of fungal elicitors on accumulation of indole alkaloids inCatharanthus roseuscalli.Chin Tradit Herb Drugs(中草藥),2004,35:201-204.
16 Wang CH,Chen M,Wang BS.Betacyanin accumulation in the leaves of C3halophyteSuaeda salsaL.is induced by watering roots with H2O2.Plant Sci,2007,172:1-7.
17 Gandía-Herrero F,García-Carmona F.Biosynthesis of betalains:yellow and violet plant pigments.Cell,2013,18:334-343.
18 Casique-Arroyo G,Martínez-Gallardo N,de la Vara LG,et al.Betacyanin biosynthetic genes and enzymes are differentially induced by (a)biotic stress inAmaranthus hypochondriacus.Plos One,2014,9:99012.
19 Wu J,Ge X.Oxidative burst,jasmonic acid biosynthesis,and taxol production induced by low-energy ultrasound inTaxus chinensiscell suspension cultures.Biotech Bioeng,2004,85:714-721.