姚婕　趙艷玲

摘 要 銅/鋅超氧化物歧化酶（Cu，Zn-SOD）能清除植物體內(nèi)有害的活性氧（ROS），參與植株遭受逆境脅迫時(shí)的應(yīng)激反應(yīng)等過(guò)程。銅分子伴侶（CCS）可以傳遞銅離子到Cu，Zn-SOD當(dāng)中，并將其激活生成有活性的酶分子，依賴CCS協(xié)助是Cu，Zn-SOD主要的激活途徑。植物在銅缺乏的環(huán)境下會(huì)誘導(dǎo)啟動(dòng)子結(jié)合蛋白（SPL7）和小RNA398（miR398）的表達(dá)，miR398通過(guò)降解編碼Cu，Zn-SOD的mRNA抑制Cu，Zn-SOD的生成，從而調(diào)控植物體內(nèi)銅平衡。本文主要對(duì)植物Cu，Zn-SOD激活和調(diào)控途徑進(jìn)行綜述。

關(guān)鍵詞 Cu，Zn-SOD ；CCS ；miR398 ；SPL7 ；調(diào)控途徑

分類號(hào) Q943.2

Abstract Superoxide dismutases （Cu，Zn-SODs） are important antioxidant enzymes that catalyze the disproportionation of superoxide anion to oxygen and hydrogen peroxide to guard cells against superoxide toxicity. The major pathway for activation of copper/zinc SOD （CSD） requiring the CCS copper chaperone to insert copper and activate SOD1 through oxidation of an intramolecular disulfide. Expression of miR398 and SPL7 （for SQUAMOSA promoter binding protein-like7） are induced in response to copper deficiency and miR398 is involved in the degradation of mRNAs encoding copper/zinc superoxide dismutase. This paper reviewed on plant Cu， Zn-SOD activation and regulatory pathways.

Keywords Cu，Zn-SOD ； CCS ； miR398 ； SPL7 ； regulatory pathways

1972年，美國(guó)Richardson實(shí)驗(yàn)室首次獲得了可供X射線晶體結(jié)構(gòu)分析的Cu，Zn-SOD（CSD）晶體[1]。1982年，JA Tainer等從牛血紅蛋白中得到了由SOD1基因編碼的Cu，Zn-SOD的三維結(jié)構(gòu)，并建立了以其結(jié)構(gòu)為基礎(chǔ)的酶催化機(jī)制和快速反應(yīng)機(jī)制[2]。在Cu，Zn-SOD成熟過(guò)程中，銅離子的獲得是關(guān)鍵步驟，熱力學(xué)分析顯示，Cu，Zn-SOD利用銅結(jié)合位點(diǎn)逐漸增強(qiáng)的親和力，才實(shí)現(xiàn)了銅離子在含銅蛋白之間的傳遞[3]。銅分子伴侶（copper chaperone for SOD1， CCS）可以傳遞銅離子到Cu，Zn-SOD當(dāng)中，并將其激活生成有活性的酶分子。第一個(gè)描述酵母和人類CCS的是Valentine & Gralla[4]1997年發(fā)表于Science的一篇文章，此后，CCS就被廣泛發(fā)現(xiàn)存在于真核生物中，并和Cu/Zn-SOD一起表達(dá)。目前，擬南芥、水稻、玉米、大豆、土豆、龍眼[5]等植物的CCS已被克隆。

最近的研究表明，Cu，Zn-SOD的表達(dá)受到miRNA的調(diào)控。植物在銅缺乏的環(huán)境下會(huì)誘導(dǎo)生成啟動(dòng)子結(jié)合蛋白（SQUAMOSA promoter binding protein-like7，SPL7），SPL7直接和miR398啟動(dòng)子結(jié)合并激活其表達(dá)，miR398通過(guò)降解編碼Cu，Zn-SOD的mRNA從而抑制了Cu，Zn-SOD的生成，此時(shí)銅離子則參與到植物體內(nèi)另一個(gè)重要的含銅蛋白-質(zhì)體藍(lán)素的合成過(guò)程當(dāng)中，保證了植物的正常生長(zhǎng)[6]。

1 Cu，Zn-SOD激活途徑

1.1 CCS的研究進(jìn)展

分子進(jìn)化分析顯示，CCS的中心結(jié)構(gòu)域和Cu，Zn-SOD高度同源[7]，其N端結(jié)構(gòu)域?qū)せ頒u，Zn-SOD起決定性作用[8]。CCS基因啟動(dòng)子區(qū)域包含了與植物生長(zhǎng)素和應(yīng)激響應(yīng)有關(guān)的順勢(shì)作用元件，會(huì)被植物生長(zhǎng)素，赤霉素，果糖，蔗糖，葡萄糖等誘導(dǎo)表達(dá)。不同植物組織中的CCS表達(dá)量也有所差異，Trindade[9]將馬鈴薯CCS啟動(dòng)子融合熒光色素基因，發(fā)現(xiàn)CCS在皮質(zhì)區(qū)，如莖、匍匐枝和塊莖表達(dá)水平最高，根部和花表達(dá)水平較低。植物在衰老狀態(tài)下，CCS的表達(dá)量也會(huì)隨之增加[10]。

Cohu等[11]發(fā)現(xiàn)，當(dāng)擬南芥CCS無(wú)效突變后，Cu，Zn-SOD活性會(huì)隨之喪失，這說(shuō)明擬南芥細(xì)胞質(zhì)和葉綠體中的Cu，Zn-SOD需要CCS才能激活。細(xì)胞X連鎖凋亡抑制蛋白（X-linked inhibitor of apoptosis，XIAP）也需要CCS傳遞銅離子，XIAP的環(huán)指結(jié)構(gòu)包含E3泛素連接酶活性，通過(guò)泛素蛋白酶體途徑可促進(jìn)XIAP自身或與其相互作用的蛋白分子泛素化而降解，因此XIAP被認(rèn)為是通過(guò)對(duì)含銅蛋白的降解從而調(diào)控銅離子平衡的。有趣的是CCS與XIAP的互相作用而導(dǎo)致的泛素化卻能增強(qiáng)CCS對(duì)Cu，Zn-SOD的活性而不是自身蛋白酶體的降解[12]。這些研究表明CCS在調(diào)控植物體內(nèi)銅離子平衡過(guò)程中發(fā)揮特殊作用。

1.2 依賴CCS的CSD激活途徑

近幾年來(lái)，關(guān)于依賴CCS激活Cu，Zn-SOD的機(jī)制已被闡明。SOD1前體多肽內(nèi)由于第144位上含有一個(gè)脯氨酸（pro），這個(gè)結(jié)構(gòu)阻止了5.5 處兩個(gè)半胱氨酸（cys）分子內(nèi)二硫鍵的形成，所以SOD1前體多肽內(nèi)并沒(méi)有二硫鍵[13]。鋅離子在銅離子與SOD1結(jié)合之前首先進(jìn)入金屬結(jié)合位點(diǎn)。在氧脅迫條件下，SOD1前體比成熟的Cu，Zn-SOD更容易形成有害的多聚體。鋅離子插入后，SOD1構(gòu)象發(fā)生變化，形成了適合Cu-CCS復(fù)合體結(jié)合的狀態(tài)。CCS結(jié)構(gòu)域III通過(guò)靜電識(shí)別捕獲Cu1+并和Cys殘基連接。之后CCS構(gòu)象轉(zhuǎn)變，提高了和SOD1之間的互相作用。接下來(lái)Cu-CCS和SOD1形成了二聚體復(fù)合物，氧氣攻擊被CCS-SOD1復(fù)合物捕獲的Cu1+，伴隨氧化還原反應(yīng)的發(fā)生Cu1+插入到SOD1當(dāng)中，氧氣的存在還促進(jìn)了硫醇基的氧化，最后引起SOD1中Cys57和CCS中與Cu1+離子連接的Cys229分子間二硫鍵的形成。Cu1+進(jìn)入SOD1金屬位點(diǎn)后誘導(dǎo)Cys殘基周圍分子構(gòu)象的改變，促進(jìn)了分子間二硫氧化物到分子內(nèi)的二硫氧化物的轉(zhuǎn)變。經(jīng)過(guò)快速重排CSD1分子內(nèi)二硫鍵形成，然后活性酶分子被釋放[13-14]（圖1）。endprint

迄今為止，所有檢測(cè)的Cu，Zn-SOD每個(gè)亞基都含有一個(gè)保守的二硫鍵，二硫鍵的形成過(guò)程本來(lái)很慢，Cu-CCS復(fù)合體的結(jié)合加速了這一過(guò)程[13]。一旦形成，二硫鍵能保持很高的穩(wěn)定性，甚至在細(xì)胞質(zhì)中存在大量還原劑的情況下也不會(huì)發(fā)生斷裂[15]。在SOD1成熟過(guò)程中，如果銅離子插入之前就形成二硫鍵的話，酶就不能被Cu-CCS激活，保守的二硫鍵在CCS協(xié)助下為銅離子正確插入金屬活性位點(diǎn)提供支持并引導(dǎo)底物進(jìn)入酶活性中心，對(duì)SOD1的激活和催化起關(guān)鍵作用[16]。但在真核細(xì)胞中，還原環(huán)境下的二硫鍵是如何形成且能保持高穩(wěn)定性以及其他功能還不清楚，活性SOD1和CCS晶體顯示出的分子間的二硫鉸鏈作用是否是結(jié)晶化的結(jié)果也不得而知。除了二硫鍵形成之外，初期SOD1多肽必需經(jīng)過(guò)3種其他的修飾，即銅、鋅離子的獲得和二聚化。每種修飾過(guò)程都會(huì)使酶發(fā)生嚴(yán)格的構(gòu)象改變，決定了酶分子的最終形成。雖然內(nèi)質(zhì)網(wǎng)有專門的機(jī)制來(lái)氧化蛋白質(zhì)折疊，很多證據(jù)表明SOD1并不是在內(nèi)質(zhì)網(wǎng)上折疊形成的[17]。當(dāng)CCS過(guò)量表達(dá)時(shí)，會(huì)加快SOD1形成有害的多聚體，在人體內(nèi)會(huì)導(dǎo)致肌萎縮側(cè)索硬化癥的發(fā)生[18-19]。

1.3 不依賴CCS的CSD激活途徑

在早期的大部分研究中，CCS突變菌株中的Cu，Zn-SOD由于缺乏銅離子和分子內(nèi)二硫鍵而失去活性，所以CCS一直被認(rèn)為是激活Cu，Zn-SOD的唯一途徑。然而，2000年Wong[20]發(fā)現(xiàn)一只CCS變異的白鼠體內(nèi)依然存在少量的Cu，Zn-SOD活性。此外，線蟲(chóng)CSD的激活就完全不需要CCS[21]，不依賴CCS的激活途徑在老鼠、擬南芥和蜘蛛中陸續(xù)被發(fā)現(xiàn)，且適用于酵母表達(dá)體系[22]，由此證明了CCS并不是唯一的CSD激活途徑。

目前對(duì)不依賴CCS激活途徑機(jī)制還不太清楚，但可以確定，一個(gè)未知因子和谷胱甘肽（GSH）一起參與到此途徑當(dāng)中[23]。由此提出了兩種模型（圖2）。第一種模型：銅離子從Cu-GSH復(fù)合物傳遞到Cu，Zn-SOD，中間需要未知因子參與，未知因子起蛋白質(zhì)支架的作用，提供Cu，Zn-SOD和Cu-GSH結(jié)合的平臺(tái)。第二種模型：銅離子從Cu-GSH傳遞到未知因子，然后再通過(guò)未知因子傳遞到Cu，Zn-SOD，這里的未知因子起銅離子的傳遞作用，并可以建立銅離子和Cu，Zn-SOD的連接[24]。不管是哪種模型，Cu，Zn-SOD和未知因子間的相互作用都是非常重要的。人類Cu，Zn-SOD C-末端144位的pro被推測(cè)是Cu-GSH和Cu，Zn-SOD的連接位點(diǎn)[25]，由此推測(cè)第一種模型的可能性更大。

1.4 兩種激活途徑之間的關(guān)系

迄今為止，Cu，Zn-SOD的兩條激活途徑均已被證實(shí)。這兩條激活途徑的不同點(diǎn)在于：首先依賴CCS激活的Cu，Zn-SOD第144位上有一個(gè)Pro，這個(gè)空間構(gòu)象阻止了5.5 處兩個(gè)Cys分子內(nèi)二硫鍵的形成，而Cu-CCS的存在可以克服這一不利因素；其次依賴CCS激活途徑需要分子氧參與，不需要CCS的激活途徑，卻可以在含氧量很低乃至無(wú)氧條件下激活Cu，Zn-SOD[13-15]。研究發(fā)現(xiàn)，在酵母細(xì)胞中，Cu，Zn-SOD的二硫鍵是被Cu-CCS復(fù)合體氧化生成的[13]，但在不依賴CCS激活途徑的線蟲(chóng)中，二硫鍵卻能一直保持氧化狀態(tài)[15]。因此，如果細(xì)胞處于還原環(huán)境且Cu，Zn-SOD二硫鍵氧化趨勢(shì)很低時(shí)，就可能需要CCS的協(xié)助。

擬南芥細(xì)胞3種Cu，Zn-SOD對(duì)激活途徑有不同的偏好，主要取決于其所處的亞細(xì)胞環(huán)境，細(xì)胞質(zhì)中的CSD1，有64%依賴CCS激活，36%不依賴CCS；葉綠體中的CSD2完全依賴于CCS才能被激活；過(guò)氧化物酶體中的CSD3則完全不需要CCS的協(xié)助[23]。由此推測(cè)，真核生物根據(jù)自己的生境會(huì)選擇不同的Cu，Zn-SOD激活途徑，一些生物體必需依賴CCS，而另一些則不需要，但大多數(shù)真核生物都同時(shí)存在這兩種激活途徑，且發(fā)現(xiàn)以依賴CCS的激活途徑為主。

2 Cu，Zn-SOD調(diào)控機(jī)制

含銅蛋白如CSD1、CSD2、CCS、質(zhì)體藍(lán)素等都能通過(guò)miRNA來(lái)調(diào)控，由啟動(dòng)子結(jié)合蛋白SPL7誘導(dǎo)表達(dá)的miR398可以阻礙CSD1、CSD2和CCS mRNA的轉(zhuǎn)錄[26]。miR398不僅被環(huán)境中高濃度銅所抑制，還能被高濃度蔗糖所誘導(dǎo)[27]。在低銅環(huán)境下，SPL7通過(guò)誘導(dǎo)miR398從而抑制了Cu，Zn-SOD的生成，SPL7還可以激活鐵超氧化物歧化酶（Fe-SOD，F(xiàn)SD1）的表達(dá)，Cu，Zn-SOD的功能將會(huì)被FSD1所取代并參與到植物氧化應(yīng)激反應(yīng)過(guò)程當(dāng)中[6]。

2.1 microRNA應(yīng)對(duì)環(huán)境脅迫的調(diào)控者

植物在環(huán)境脅迫條件下的生長(zhǎng)發(fā)育會(huì)受到miRNA的調(diào)控，miRNA參與植物應(yīng)激反應(yīng)并能調(diào)節(jié)植物生長(zhǎng)素和信號(hào)傳導(dǎo)等過(guò)程。在擬南芥中miR398編碼3個(gè)基因：miR398a、miR398b、miR398c。miR398b和miR398c序列相似，而miR398a 3'末端的核苷酸跟它們不同。miR398b和miR398c的表達(dá)量比miR398a高的多，且顯示出了更強(qiáng)的調(diào)控能力[28]。miR398的4個(gè)目標(biāo)蛋白分別是：細(xì)胞質(zhì)CSD1、葉綠體CSD2、線粒體細(xì)胞色素氧化酶亞基COX5b-1和銅分子伴侶CCS。通過(guò)調(diào)控這些靶基因，miR398參與了一系列的環(huán)境脅迫響應(yīng)過(guò)程，其中包括氧化應(yīng)激、鹽應(yīng)激、脫落酸信號(hào)傳導(dǎo)以及細(xì)菌性病原體侵染后的應(yīng)激過(guò)程等[29]。

高濃度的蔗糖通過(guò)抑制miR398的表達(dá)從而降低植物體內(nèi)銅離子的積累量，這表明在植物細(xì)胞內(nèi)蔗糖的信號(hào)轉(zhuǎn)導(dǎo)和含銅蛋白的積累有一定聯(lián)系，啟動(dòng)子結(jié)合蛋白SPL7是誘導(dǎo)miR398的關(guān)鍵因子，但是這種通過(guò)蔗糖調(diào)控植物體內(nèi)銅離子含量的響應(yīng)過(guò)程并不完全由SPL7所控制[30]。除了降解轉(zhuǎn)錄產(chǎn)物之外，一些miRNA如miR398、miR172和miR156在正常情況下可以通過(guò)翻譯抑制來(lái)調(diào)控目標(biāo)蛋白[31]，但植物在逆境中是用這兩種調(diào)控機(jī)制還是是偏愛(ài)其中某一種尚不清楚。endprint

由于受到氧化脅迫，作為miRNA轉(zhuǎn)錄因子的SPL7失活可能是導(dǎo)致miRNA轉(zhuǎn)錄受到抑制的原因，miRNA含量會(huì)在幾個(gè)小時(shí)之內(nèi)消失[32]，核糖核酸外切酶也會(huì)在miRNA轉(zhuǎn)錄后將其降解，這些說(shuō)明miRNA的脅迫響應(yīng)可能在轉(zhuǎn)錄水平或轉(zhuǎn)錄后水平被調(diào)控。是由于脅迫誘導(dǎo)miRNA表達(dá)量下降還是由于其自身的降解能力下降導(dǎo)致脅迫響應(yīng)，目前尚不清楚。研究脅迫響應(yīng)miRNA與其目標(biāo)基因表達(dá)量的關(guān)系將為深入了解miRNA網(wǎng)絡(luò)的調(diào)控過(guò)程提供依據(jù)。 2.2 轉(zhuǎn)錄因子SPL7通過(guò)誘導(dǎo)miR398調(diào)控SOD的表達(dá)

啟動(dòng)子結(jié)合蛋白SPL7是一種保守的銅離子響應(yīng)轉(zhuǎn)錄因子，和綠藻中的Crr1（Copper Response Regulator）屬于同一家族[33]，研究發(fā)現(xiàn)，SPL7是Cu，Zn-SOD受銅離子影響的主要調(diào)控因子[6]。在擬南芥中，啟動(dòng)子結(jié)合蛋白SPL7在銅離子缺乏時(shí)被激活表達(dá)，其SBP（for SQUAMOSA promoter binding protein，SBP） 結(jié)構(gòu)域可以直接和miR398啟動(dòng)子的GTAC序列結(jié)合并激活miR398的轉(zhuǎn)錄，但Fe-SOD啟動(dòng)子也含有GTAC序列并能被SPL7激活[6，34]。miR398可以阻礙CSD1、CSD2和CCS的mRNA的轉(zhuǎn)錄[26-27]，因此當(dāng)銅離子成為限制因素時(shí)，SPL7將正調(diào)控FSD1而負(fù)調(diào)控CSD1和CSD2的表達(dá)。另外，SPL7也參與銅離子轉(zhuǎn)運(yùn)蛋白和銅分子伴侶CCS的調(diào)控[26]。

但是，Dugas和Bartel[27]發(fā)現(xiàn)，將擬南芥移栽到含有蔗糖的培養(yǎng)基上會(huì)促進(jìn)miR398的表達(dá)而造成CSD1和CSD2含量下降，因此在蔗糖存在下，CSD1和CSD2的轉(zhuǎn)錄不受銅離子含量的影響，但Fe-SOD表達(dá)量卻恒定，這表明蔗糖環(huán)境中，并不是通過(guò)SPL7而是其他未知因子來(lái)調(diào)控miR398的表達(dá)。Ren[30]等發(fā)現(xiàn)，在擬南芥細(xì)胞內(nèi)，不管SPL7是否存在，蔗糖都能通過(guò)調(diào)控miRNAs的表達(dá)從而影響銅離子的積累量，如果將CSD1和CSD2 mRNA的miR398識(shí)別位點(diǎn)改變，這些突變mRNA甚至在miR398表達(dá)量很高的情況下都能成功轉(zhuǎn)錄，然而CSD1和CSD2的表達(dá)量卻依然受到銅缺乏的影響，這說(shuō)明miR398并不是唯一影響CSD1和CSD2轉(zhuǎn)錄的因素[27-32]。不過(guò)這種現(xiàn)象還可以解釋為，CSD1和CSD2含量的積累需要銅離子起穩(wěn)定作用，而在銅缺乏條件下傳遞銅離子的CCS蛋白會(huì)被miR398負(fù)調(diào)控。

3 討論

Cu，Zn-SOD的研究起步較早，對(duì)其蛋白結(jié)構(gòu)、功能和分類的研究也比較深入。關(guān)于Cu，Zn-SOD的激活途徑和分子調(diào)控機(jī)理也是研究較多的領(lǐng)域之一，但尚有諸多未知的機(jī)理有待深入探究。首先，Cu，Zn-SOD與多種抗逆性有關(guān)，目前研究限于低溫、干旱、高鹽[35-37]等逆境，針對(duì)不同的逆境Cu/Zn-SOD的調(diào)控機(jī)理是否存在差異有待進(jìn)一步系統(tǒng)研究。例如擬南芥Cu，Zn-SOD在蔗糖存在下除了SPL7以外，還存在一種未知蛋白在SPL7缺失的情況下調(diào)控植物體內(nèi)的銅離子，而受銅離子影響的Cu，Zn-SOD是否也能被這種未知蛋白所調(diào)控需要進(jìn)一步的驗(yàn)證；另外，蔗糖脅迫中miR398也并不是唯一影響CSD1和CSD2轉(zhuǎn)錄的因素，說(shuō)明逆境條件下CSD的調(diào)控存在多種可能。其次，Cu，Zn-SOD的激活途徑有兩條，不同的真核生物選擇這兩條激活途徑的機(jī)理尚不清晰，非CCS激活途徑研究較少，尚需大量的科學(xué)研究揭示該未知因子以及未知因子與谷胱甘肽的作用機(jī)理。這些基礎(chǔ)研究的數(shù)據(jù)將明晰植物的抗逆能力與Cu/Zn-SOD的關(guān)系，并利用這些結(jié)論創(chuàng)制具有良好的耐逆能力的植物新品系。

參考文獻(xiàn)

[1] Richardson D C， Bier C J， Richardson J S. Two crystal forms of bovine superoxide dismutase[J]. J Biol Chem. 1972， 247（19）： 6 368-6 369.

[2] Tainer J A， Getzoff E D， Beem K M， et al. Determination and analysis of the 2 A-structure of copper， zinc superoxide dismutase[J]. J Mol Biol， 1982， 160（2）： 181-217.

[3] Banci L， Bertini I， Ciofi B S， et al. Affinity 278 gradients drive copper to cellular destinations[J]. Nature，2010，465（7928）： 645-648.

[4] Valentine S J， Gralla E B. Delivering copper inside yeast and human cells[J]. Science， 1997， 278（5339）： 817-818.

[5] 林玉玲，賴鐘雄. 龍眼胚性愈傷組織Cu/Zn-SOD分子伴侶基因CCS的克隆及其在體胚發(fā)生過(guò)程中的表達(dá)分析[J].應(yīng)用與環(huán)境生物學(xué)報(bào)，2012，18（3）：351-358.

[6] Yamasaki H， Hayashi M， Fukazawa M. SQUAMOSA promoter binding protein-Like7 is a central regulator for copper homeostasis in Arabidopsis[[J]. The Plant Cell， 2009， 21（1）： 347-361.

[7] Fukuhara R， Kageyama T. Structure， gene expression， and evolution of primate copper chaperone forsuperoxide dismutase[J]. Gene， 2013， 516（1）：69-75.endprint

[8] Chu C C， Lee W C， Guo W Y， et al. A copper chaperone for superoxide dismutase that confers three types of copper/zinc superoxide dismutase activity in Arabidopsis[J]. Plant Physiol， 2005， 139（1）： 425-36.

[9] Trindade L M， Horvath B M， Bergervoet M J， et al. Isolation of a gene encoding a copper chaperone for the copper/zinc superoxide dismutase and characterization of its promoter in potato[J]. Plant Physiol， 2003， 133（2）： 618-29.

[10] Abdel-Ghany S E， Burkhead J L， Gogolin K A. AtCCS is a functional homolog of the yeast copper chaperone Ccs1/Lys7[J]. FEBS Letters， 2005， 579（11）： 2 307-2 312.

[11] Cohu C M， Abdel-Ghany S E， Gogolin Reyndds K A， et al. Copper delivery by the copper chaperone for chloroplast and cytosolic copper/zinc- superoxide dismutases： regulation and unexpected phenotypes in an Arabidopsis mutant[J]. Mol Plant， 2009， 2（6）： 1 336-1 350.

[12] Brady G F， Galba′n s， Liu X W. Regulation of the copper chaperone CCS by XIAP-Mediated ubiquitination[J]. Mol. Cell. Biochem， 2010， 30（8）： 1 923-1 936.

[13] Furukawa Y， Torres A S， O'Halloran T V. Oxygen-induced maturation of SOD1： a key role for disulfide formation by the copper chaperone CCS[J]. J EMBO， 2004， 23（14）： 2 872-2 881.

[14] Jeffry M， Leitch， Priscilla J， et al. The Right to choose： multiple pathways for activating copper，zinc superoxide dismutase[J]. Bio Chem， 2009， 284（37）： 24 679-24 683.

[15] Leitch J M， Jensen L T， Bouldin S D， et al. Activation of Cu，Zn-superoxide dismutase in the absence of oxygen and the copper chaperone CCS[J]. Biol. Chem， 2009， 284（33）： 21 863-21 871.

[16] Fisher C L， Cabelli D E， Tainer J A， et al. The role of arginine 143 in the electrostatics and mechanism of Cu，Zn superoxide dismutase： computational and experimental evaluation by mutational analysis[J] .Proteins， 1994， 19（1）： 24-34.

[17] Lindenau J， Noack H， Possel H， et al. Cellular distribution of superoxide dismutases in the rat CNS[J]. Glia， 2000， 29（1）： 25-34.

[18] Kim H K， Chung Y W， Chock P B， et al. Effect of CCS on the accumulation of FALS SOD1 mutant-containing aggregates and on mitochondrialtranslocation of SOD1 mutants： implication of a free radical hypothesis[J]. Arch Biochem Biophys， 2011， 509（2）： 177-185.

[19] Reddehase S， Grumbt B， Neupert W， et al. The disulfide relay system of mitochondria is required for the biogenesis of mitochondrial Ccs1 and Sod1[J]. Mol Biol， 2009， 385（2）： 331-338.

[20] Wong P C， Waggoner D， Subramaniam J R， et al. Copper chaperone for superoxide dismutase is essential to activate mammalian Cu/Zn superoxide dismutase[J]. Proc Natl Acad Sci USA， 2000， 97（16）： 2 886-2 891.endprint

[21] Jensen L T， Culotta V C. Activation of CuZn superoxide dismutases from caenorhabditis elegans does not require the copper chaperone CCS[J]. Biol Chem， 2005， 280： 41 373-41 379.

[22] Sea K W， Sheng Y， Lelie H L， et al. Yeast copper-zinc superoxide dismutase can be activated in the absence of its copper chaperone[J]. Biol Inorg Chem， 2013， 18（8）： 985-992.

[23] Huang C H， Kuo W Y， Weiss C， et al. Copper chaperone-dependent and -independent activation of three copper-zinc superoxide dismutase homologs localized in different cellular compartments in Arabidopsis[J]. Plant Physiol， 2012， 158（2）：737-746.

[24] Huang C H， Kuo W Y， Jinn T L.Models for the mechanism for activating copper-zinc superoxide dismutase in the absence of the CCS Cu chaperone in Arabidopsis[J]. Plant Signal Behav， 2012， 7（3）： 428-430.

[25] Carroll M C， Girouard J B， Ulloa J L， et al. Mechanisms for activating Cu- and Zn-containing superoxide dismutase in the absence of the CCS Cu chaperone[J]. Proc Natl Acad Sci USA. 2004， 101（16）： 5 964-5 969.

[26] Beauclair L， Yu A， Bouche N. microRNA-directed cleavage and translational repression of the copper chaperone for superoxide dismutase mRNA in Arabidopsis[J].The Plant Journal， 2010， 62（3）： 454-462.

[27] Dugas D V，Bartel B. Sucrose induction of Arabidopsis miR398 represses two Cu/ Zn superoxide dismutases[J]. Plant Mol. Biol， 2008， 67（4）： 403-417.

[28] Yamasaki H， Abdel-Ghany S E， et al. Regulation of copper homeostasis by micro-RNA in Arabidopsis[J]. Biol. Chem， 2007， 282（22）： 16 369-16 378.

[29] Jagadeeswaran G， Saini A， Sunkar R. Biotic and abiotic stress down-regulate miR398 expression in Arabidopsis[J]. Planta， 2009， 229（4）： 1 009-1 014.

[30] Ren L， Tang G. Identification of sucrose-responsive microRNAs reveals sucrose-regulated copper accumulations in an SPL7-dependent and independent manner in Arabidopsis thaliana[J]. Plant Sci. 2012（187）： 59-68.

[31] Brodersen P. Voinnet O. Revisiting the principles of microRNA target recognition and mode of action[J]. Nat Rev Mol Cell Biol， 2009， 10（2）： 141-148.

[32] Sunkar R， Kapoor A， Zhu J K. Posttranscriptional induction of two Cu/Zn superoxide dismutase genes in Arabidopsis is mediated by downregulation of miR398 and important for oxidative stress tolerance[J]. Plant Cell， 2006， 18（8）： 2 051-2 065.

[33] Kropat J， Tottey S， Birkenbihl RP， et al. A regulator of nutritional copper signaling in Chlamydomonas is an SBP domain protein that recognizes the GTAC core of copper response element[J]. Proc Natl Acad Sci USA ， 2005， 102（51）： 18 730-18 735.

[34] Burkhead J L， Reynolds K A， et al. Copper homeostasis[J]. New Phytol， 2009（182）： 799-816.

[35] Sales C R， Ribeiro R V， Silveira J A， et al. Superoxide dismutase and ascorbate peroxidase improve the recovery of photosynthesis in sugarcane plants subjected to water deficit and low substrate temperature[J]. Plant Physiol Biochem.2013（73）： 326-336.

[36] 葉亞新，金 進(jìn)，秦 粉，等. 低溫脅迫對(duì)小麥、玉米、蘿卜幼苗超氧化物歧化酶活性的影響[J]. 中國(guó)農(nóng)學(xué)通報(bào). 2009，25（23）：244-248.

[37] 張海娜，李小娟，李存東，等. 過(guò)量表達(dá)小麥超氧化物歧化酶（SOD）基因?qū)煵菽望}能力的影響[J]. 作物學(xué)報(bào)，2008，34（8）：1 403-1 408.endprint

[21] Jensen L T， Culotta V C. Activation of CuZn superoxide dismutases from caenorhabditis elegans does not require the copper chaperone CCS[J]. Biol Chem， 2005， 280： 41 373-41 379.

[22] Sea K W， Sheng Y， Lelie H L， et al. Yeast copper-zinc superoxide dismutase can be activated in the absence of its copper chaperone[J]. Biol Inorg Chem， 2013， 18（8）： 985-992.

[23] Huang C H， Kuo W Y， Weiss C， et al. Copper chaperone-dependent and -independent activation of three copper-zinc superoxide dismutase homologs localized in different cellular compartments in Arabidopsis[J]. Plant Physiol， 2012， 158（2）：737-746.

[24] Huang C H， Kuo W Y， Jinn T L.Models for the mechanism for activating copper-zinc superoxide dismutase in the absence of the CCS Cu chaperone in Arabidopsis[J]. Plant Signal Behav， 2012， 7（3）： 428-430.

[25] Carroll M C， Girouard J B， Ulloa J L， et al. Mechanisms for activating Cu- and Zn-containing superoxide dismutase in the absence of the CCS Cu chaperone[J]. Proc Natl Acad Sci USA. 2004， 101（16）： 5 964-5 969.

[26] Beauclair L， Yu A， Bouche N. microRNA-directed cleavage and translational repression of the copper chaperone for superoxide dismutase mRNA in Arabidopsis[J].The Plant Journal， 2010， 62（3）： 454-462.

[27] Dugas D V，Bartel B. Sucrose induction of Arabidopsis miR398 represses two Cu/ Zn superoxide dismutases[J]. Plant Mol. Biol， 2008， 67（4）： 403-417.

[28] Yamasaki H， Abdel-Ghany S E， et al. Regulation of copper homeostasis by micro-RNA in Arabidopsis[J]. Biol. Chem， 2007， 282（22）： 16 369-16 378.

[29] Jagadeeswaran G， Saini A， Sunkar R. Biotic and abiotic stress down-regulate miR398 expression in Arabidopsis[J]. Planta， 2009， 229（4）： 1 009-1 014.

[30] Ren L， Tang G. Identification of sucrose-responsive microRNAs reveals sucrose-regulated copper accumulations in an SPL7-dependent and independent manner in Arabidopsis thaliana[J]. Plant Sci. 2012（187）： 59-68.

[31] Brodersen P. Voinnet O. Revisiting the principles of microRNA target recognition and mode of action[J]. Nat Rev Mol Cell Biol， 2009， 10（2）： 141-148.

[32] Sunkar R， Kapoor A， Zhu J K. Posttranscriptional induction of two Cu/Zn superoxide dismutase genes in Arabidopsis is mediated by downregulation of miR398 and important for oxidative stress tolerance[J]. Plant Cell， 2006， 18（8）： 2 051-2 065.

[33] Kropat J， Tottey S， Birkenbihl RP， et al. A regulator of nutritional copper signaling in Chlamydomonas is an SBP domain protein that recognizes the GTAC core of copper response element[J]. Proc Natl Acad Sci USA ， 2005， 102（51）： 18 730-18 735.

[34] Burkhead J L， Reynolds K A， et al. Copper homeostasis[J]. New Phytol， 2009（182）： 799-816.

[35] Sales C R， Ribeiro R V， Silveira J A， et al. Superoxide dismutase and ascorbate peroxidase improve the recovery of photosynthesis in sugarcane plants subjected to water deficit and low substrate temperature[J]. Plant Physiol Biochem.2013（73）： 326-336.

[36] 葉亞新，金 進(jìn)，秦 粉，等. 低溫脅迫對(duì)小麥、玉米、蘿卜幼苗超氧化物歧化酶活性的影響[J]. 中國(guó)農(nóng)學(xué)通報(bào). 2009，25（23）：244-248.

[37] 張海娜，李小娟，李存東，等. 過(guò)量表達(dá)小麥超氧化物歧化酶（SOD）基因?qū)煵菽望}能力的影響[J]. 作物學(xué)報(bào)，2008，34（8）：1 403-1 408.endprint

[21] Jensen L T， Culotta V C. Activation of CuZn superoxide dismutases from caenorhabditis elegans does not require the copper chaperone CCS[J]. Biol Chem， 2005， 280： 41 373-41 379.

[22] Sea K W， Sheng Y， Lelie H L， et al. Yeast copper-zinc superoxide dismutase can be activated in the absence of its copper chaperone[J]. Biol Inorg Chem， 2013， 18（8）： 985-992.

[23] Huang C H， Kuo W Y， Weiss C， et al. Copper chaperone-dependent and -independent activation of three copper-zinc superoxide dismutase homologs localized in different cellular compartments in Arabidopsis[J]. Plant Physiol， 2012， 158（2）：737-746.

[24] Huang C H， Kuo W Y， Jinn T L.Models for the mechanism for activating copper-zinc superoxide dismutase in the absence of the CCS Cu chaperone in Arabidopsis[J]. Plant Signal Behav， 2012， 7（3）： 428-430.

[25] Carroll M C， Girouard J B， Ulloa J L， et al. Mechanisms for activating Cu- and Zn-containing superoxide dismutase in the absence of the CCS Cu chaperone[J]. Proc Natl Acad Sci USA. 2004， 101（16）： 5 964-5 969.

[26] Beauclair L， Yu A， Bouche N. microRNA-directed cleavage and translational repression of the copper chaperone for superoxide dismutase mRNA in Arabidopsis[J].The Plant Journal， 2010， 62（3）： 454-462.

[27] Dugas D V，Bartel B. Sucrose induction of Arabidopsis miR398 represses two Cu/ Zn superoxide dismutases[J]. Plant Mol. Biol， 2008， 67（4）： 403-417.

[28] Yamasaki H， Abdel-Ghany S E， et al. Regulation of copper homeostasis by micro-RNA in Arabidopsis[J]. Biol. Chem， 2007， 282（22）： 16 369-16 378.

[29] Jagadeeswaran G， Saini A， Sunkar R. Biotic and abiotic stress down-regulate miR398 expression in Arabidopsis[J]. Planta， 2009， 229（4）： 1 009-1 014.

[30] Ren L， Tang G. Identification of sucrose-responsive microRNAs reveals sucrose-regulated copper accumulations in an SPL7-dependent and independent manner in Arabidopsis thaliana[J]. Plant Sci. 2012（187）： 59-68.

[31] Brodersen P. Voinnet O. Revisiting the principles of microRNA target recognition and mode of action[J]. Nat Rev Mol Cell Biol， 2009， 10（2）： 141-148.

[32] Sunkar R， Kapoor A， Zhu J K. Posttranscriptional induction of two Cu/Zn superoxide dismutase genes in Arabidopsis is mediated by downregulation of miR398 and important for oxidative stress tolerance[J]. Plant Cell， 2006， 18（8）： 2 051-2 065.

[33] Kropat J， Tottey S， Birkenbihl RP， et al. A regulator of nutritional copper signaling in Chlamydomonas is an SBP domain protein that recognizes the GTAC core of copper response element[J]. Proc Natl Acad Sci USA ， 2005， 102（51）： 18 730-18 735.

[34] Burkhead J L， Reynolds K A， et al. Copper homeostasis[J]. New Phytol， 2009（182）： 799-816.

[35] Sales C R， Ribeiro R V， Silveira J A， et al. Superoxide dismutase and ascorbate peroxidase improve the recovery of photosynthesis in sugarcane plants subjected to water deficit and low substrate temperature[J]. Plant Physiol Biochem.2013（73）： 326-336.

[36] 葉亞新，金 進(jìn)，秦 粉，等. 低溫脅迫對(duì)小麥、玉米、蘿卜幼苗超氧化物歧化酶活性的影響[J]. 中國(guó)農(nóng)學(xué)通報(bào). 2009，25（23）：244-248.

[37] 張海娜，李小娟，李存東，等. 過(guò)量表達(dá)小麥超氧化物歧化酶（SOD）基因?qū)煵菽望}能力的影響[J]. 作物學(xué)報(bào)，2008，34（8）：1 403-1 408.endprint