池曉娟，王松，黃一帆，陳吉龍

1 福建農(nóng)林大學(xué)動(dòng)物科學(xué)學(xué)院動(dòng)物醫(yī)學(xué)系, 福建 福州 350002

2 中國(guó)科學(xué)院微生物研究所 中國(guó)科學(xué)院病原微生物與免疫學(xué)重點(diǎn)實(shí)驗(yàn)室，北京 100101

甲型流感病毒由3個(gè)主要的亞病毒成分組成：1) 三種跨膜蛋白，包括血凝素 (Hemagglutinin，HA)、神經(jīng)氨酸酶 (Neuraminidase，NA) 和基質(zhì)蛋白2 (Matrix protein 2，M2)；2) 中間層基質(zhì)蛋白M1；3) 內(nèi)部螺旋形的核糖核蛋白 (vRNP)[1]。流感病毒利用宿主細(xì)胞的復(fù)制機(jī)制，完成自身組分的合成和轉(zhuǎn)運(yùn)[2]。病毒首先通過囊膜上的 HA糖蛋白與宿主細(xì)胞表面的唾液酸受體相結(jié)合[3]，吸附于宿主細(xì)胞表面，再通過內(nèi)吞作用進(jìn)入細(xì)胞內(nèi)。然后H+經(jīng)M2離子通道進(jìn)入病毒粒子內(nèi)，使病毒內(nèi)部的 pH值由中性變?yōu)樗嵝?。此時(shí)，HA的構(gòu)象發(fā)生改變，形成α螺旋，暴露融合肽，使病毒與宿主細(xì)胞相互融合，將病毒的內(nèi)部組分釋放出來[4]。vRNP和M1進(jìn)入細(xì)胞核，開始病毒基因組的轉(zhuǎn)錄與復(fù)制過程。編碼病毒蛋白的mRNAs經(jīng)由 NXF1/TAP (Nuclear RNA export factor 1) 作用出核[5]。病毒的HA、NA和M2蛋白在粗面內(nèi)質(zhì)網(wǎng)中翻譯，又經(jīng)高爾基體向細(xì)胞膜的病毒包裝位點(diǎn)處轉(zhuǎn)運(yùn)。另一方面，病毒基因組RNA與核蛋白 (Nucleoprotein，NP) 形成vRNP復(fù)合物，經(jīng)CRM1介導(dǎo)出核，在這一過程中病毒蛋白M1、NP和非結(jié)構(gòu)蛋白NS2發(fā)揮重要作用[6-10]。新合成的vRNPs以及其他病毒蛋白出核后也向特定的病毒包裝位點(diǎn)轉(zhuǎn)移，各組分之間發(fā)生有序的相互作用，開啟病毒粒子的包裝和出芽過程。病毒粒子的形態(tài)發(fā)生需要各組分準(zhǔn)確的轉(zhuǎn)運(yùn)到相應(yīng)的包裝位點(diǎn)和正確的分類排序。在某種程度上，這一過程有賴于宿主細(xì)胞轉(zhuǎn)運(yùn)機(jī)制的精確時(shí)空調(diào)控作用。以下將主要闡述新合成的流感病毒跨膜蛋白和基因組在宿主細(xì)胞質(zhì)內(nèi)的順向轉(zhuǎn)運(yùn)過程及其機(jī)制，有助于我們更加深入地了解流感病毒的致病機(jī)制，為抗流感藥物的設(shè)計(jì)提供參考依據(jù)。

1 跨膜蛋白的轉(zhuǎn)運(yùn)過程

流感病毒的HA、NA和M2這3個(gè)跨膜蛋白在宿主細(xì)胞的粗面內(nèi)質(zhì)網(wǎng)核糖體內(nèi)合成。然后，它們被轉(zhuǎn)運(yùn)到高爾基體，并由高爾基體反面網(wǎng)絡(luò)狀結(jié)構(gòu) (TGN) 出高爾基體，再由各自的運(yùn)輸小泡向細(xì)胞膜運(yùn)輸[11]。流感病毒的跨膜蛋白根據(jù)頂端分選信號(hào) (Apical sorting signals) 在細(xì)胞膜上有序地分類排列[12]，其中M2的分選信號(hào)仍不完全清楚。流感病毒的跨膜蛋白在宿主細(xì)胞質(zhì)內(nèi)順向轉(zhuǎn)運(yùn)過程中經(jīng)過不斷的糖基化等修飾，HA和NA被折疊和糖基化后，HA組裝成三聚體，NA和M2則組裝成四聚體。

1.1 HA的轉(zhuǎn)運(yùn)過程

HA是典型的I型糖蛋白，它是流感病毒最主要的表面糖蛋白，其三聚體的頭部含有3個(gè)受體結(jié)合位點(diǎn)。它與唾液酸受體的結(jié)合，是流感病毒吸附于宿主細(xì)胞的關(guān)鍵步驟。因此，HA是流感病毒不可缺失的部分，必須準(zhǔn)時(shí)并且準(zhǔn)確地轉(zhuǎn)運(yùn)到包裝位點(diǎn)，進(jìn)入子代病毒粒子。

HA在核糖體內(nèi)翻譯后，又在氨基末端信號(hào)的促進(jìn)下，生成多肽鏈。隨后移入粗面內(nèi)質(zhì)網(wǎng)腔內(nèi)，再進(jìn)入高爾基體加工修飾。在這個(gè)過程中，HA發(fā)生一系列的共翻譯修飾和翻譯后修飾：在粗面內(nèi)質(zhì)網(wǎng)中，HA附加上N-糖苷側(cè)鏈碳水化合物；在高爾基體內(nèi)，重裝寡糖和通過蛋白水解酶作用將HA前體裂解成HA1和HA2。過表達(dá)高爾基體微管相關(guān)蛋白 210 (GMAP-210) 會(huì)阻礙HA從內(nèi)質(zhì)網(wǎng)向高爾基體的順向運(yùn)輸[13]。最后，HA由TGN運(yùn)輸?shù)郊?xì)胞膜表面，GTP結(jié)合蛋白參與該過程[14]。例如，小 G蛋白 Rab6會(huì)調(diào)控HA在TGN的轉(zhuǎn)運(yùn)，表現(xiàn)為抑制其順向轉(zhuǎn)運(yùn)或正向調(diào)節(jié)其逆向運(yùn)輸[15]。

關(guān)于HA自身結(jié)構(gòu)的研究顯示，位于HA跨膜區(qū) (TMD) 中間部分的氨基酸序列對(duì)HA向細(xì)胞膜轉(zhuǎn)運(yùn)的頂端分選 (蛋白質(zhì)分選) 有重要作用，外質(zhì)部分對(duì)脂筏結(jié)合有重要作用。相關(guān)研究發(fā)現(xiàn)，損耗宿主細(xì)胞的膽固醇后，野生型HA進(jìn)入脂筏的能力減弱，但在頂端和基底外側(cè)部的分類排列不受影響。研究發(fā)現(xiàn)，HA跨膜區(qū)的 520和521位氨基酸突變后，在脂筏存在時(shí)，HA突變體向細(xì)胞膜表面的轉(zhuǎn)運(yùn)受抑制。而將宿主細(xì)胞膽固醇損耗后，該HA突變體則能隨意的轉(zhuǎn)運(yùn)[16]。由此可見，HA進(jìn)入脂筏是其頂端分選的必要條件，但非充分條件?？赡茉贖A頂端分選排列時(shí)，它的跨膜區(qū)還要結(jié)合其他蛋白或者脂類。另外，刪除HA的胞質(zhì)區(qū)尾部能減弱HA與脂筏的連接，但對(duì)其頂端轉(zhuǎn)運(yùn) (Apical transport) 無影響[17]。Brewer和Roth發(fā)現(xiàn)在MDCK細(xì)胞中，經(jīng)突變的HA (Cys543→Tyr543) 不會(huì)向細(xì)胞膜的頂端部位轉(zhuǎn)運(yùn)，而是直接轉(zhuǎn)運(yùn)至基底膜，但它在胞內(nèi)的運(yùn)輸以及在細(xì)胞表面的表達(dá)均不受影響[18]。

HA出高爾基體的TGN后，經(jīng)胞吐通路向細(xì)胞膜上轉(zhuǎn)運(yùn)。除小G蛋白R(shí)ab外，目前還不完全清楚其他宿主因子參與調(diào)控這一過程的情況。早期的研究顯示抗小窩蛋白1 (Caveolin-1) 抗體會(huì)抑制HA在MDCK細(xì)胞中的轉(zhuǎn)運(yùn)[19]。然而，Manninen等在觀察敲除caveolin-1的MDCK細(xì)胞和正常MDCK細(xì)胞內(nèi)HA向細(xì)胞膜表面轉(zhuǎn)運(yùn)時(shí)，發(fā)現(xiàn)兩者并無明顯差異。因此，他們認(rèn)為，caveolin-1不是HA向細(xì)胞膜表面有效轉(zhuǎn)運(yùn)所必需的宿主因子[20]。對(duì)于兩種研究得出的不同結(jié)果，Scheiffele等認(rèn)為，可能是因?yàn)閏aveolin-1抗體與高分子量的caveolin-1寡聚物結(jié)合后，使頂端轉(zhuǎn)運(yùn)出現(xiàn)空間障礙，導(dǎo)致HA的轉(zhuǎn)運(yùn)受抑制。至于HA是否還受到其他宿主因子的調(diào)控了解甚少，有待進(jìn)一步研究。

1.2 NA的轉(zhuǎn)運(yùn)過程

流感病毒粒子出芽后，由于HA與宿主細(xì)胞表面的唾液酸相互作用，病毒粒子仍然附著在細(xì)胞膜上。所以，病毒粒子的有效釋放需要依賴于NA蛋白的活性。NA為糖苷外切酶，可以從α-糖苷鍵上去除唾液酸殘基，使病毒粒子脫離宿主細(xì)胞受體而釋放[21]。Calder等研究發(fā)現(xiàn)，NA聚集在出芽病毒粒子的某單一位點(diǎn)上[22]，反映了NA在病毒粒子從細(xì)胞表面釋放過程中起重要作用。另外，也有一些研究結(jié)果顯示NA參與流感病毒的形態(tài)發(fā)生及出芽過程[1,23-24]。由此可見，有效地將NA轉(zhuǎn)運(yùn)到細(xì)胞膜表面是子代流感病毒顆粒的形態(tài)發(fā)生、出芽和成功地從感染細(xì)胞中釋放的重要前提條件。

NA是 II型跨膜糖蛋白。Kundu等通過對(duì)NA跨膜區(qū)的研究，首次證明了其跨膜區(qū)在蛋白質(zhì)分選和脂筏結(jié)合中的作用[25]。NA跨膜區(qū)中數(shù)個(gè)肽段含有蛋白極性運(yùn)輸?shù)男盘?hào)。Nayak實(shí)驗(yàn)室研究發(fā)現(xiàn)，位于NA跨膜區(qū)的19個(gè)氨基酸(aa 9-27) 能夠充分介導(dǎo)NA向細(xì)胞膜運(yùn)輸，跨膜區(qū)的序列對(duì)于NA與脂筏結(jié)合也有重要作用。雖然這些序列有重疊部分，但是它們作用不同，不會(huì)相互影響[26]。后來，Barman等對(duì)NA跨膜區(qū)進(jìn)行深入研究，發(fā)現(xiàn) NA跨膜區(qū)的 aa11-13、aa23-26和aa32-35在NA向細(xì)胞膜極性運(yùn)輸中起重要作用[27]。

關(guān)于NA在宿主細(xì)胞內(nèi)轉(zhuǎn)運(yùn)過程中是否受到宿主因子調(diào)控的研究報(bào)道很少。最近，我們研究發(fā)現(xiàn)，分布于宿主細(xì)胞質(zhì)的小G蛋白Cdc42在有活性狀態(tài)下，能促進(jìn)NA蛋白向細(xì)胞膜上運(yùn)輸，而Cdc42特異的GTP酶激活蛋白ARHGAP21則會(huì)抑制該過程，從而影響流感病毒復(fù)制[28]。我們研究還發(fā)現(xiàn)，流感病毒感染導(dǎo)致了 ARHGAP21表達(dá)水平的下調(diào)，從而使Cdc42活性升高，有利于NA蛋白向細(xì)胞膜上轉(zhuǎn)運(yùn)[28]。

1.3 M2的轉(zhuǎn)運(yùn)過程

M2除了具有離子通道功能，目前不少研究證實(shí)M2可與膽固醇結(jié)合[29-30]，但是當(dāng)病毒的其他蛋白不表達(dá)時(shí)，M2則定位于細(xì)胞膜的無脂筏區(qū)域[31]。Chen等[32]和Rossman等[29]推測(cè)M1與M2結(jié)合會(huì)募集M2于富含脂筏的病毒出芽位點(diǎn)，然后結(jié)合膽固醇，使M2穩(wěn)定地結(jié)合在出芽位點(diǎn)，隨后成為子一代病毒粒子的結(jié)構(gòu)成分。最近研究發(fā)現(xiàn)，位于 M2胞內(nèi)區(qū)尾部的兩親性螺旋(Amphipathic helix) 插入細(xì)胞膜，改變出芽部位細(xì)胞膜的彎曲度，使其斷裂，以利于病毒出芽。含有17個(gè)氨基酸的高度保守的M2兩親性螺旋位于正在出芽的病毒粒子的頸部，為細(xì)胞膜斷裂所必需，參與完成病毒出芽的最后步驟[33]。另有報(bào)道，HA、NA、M1和M2蛋白的活性可能可以循序地調(diào)試細(xì)胞膜的彎曲度而調(diào)控病毒出芽過程[34]。

一些研究探討了新合成的M2在宿主細(xì)胞質(zhì)內(nèi)的轉(zhuǎn)運(yùn)過程。Rossman等通過敲除Rab11觀察M2蛋白轉(zhuǎn)運(yùn)是否受影響。結(jié)果發(fā)現(xiàn)，M2在細(xì)胞表面的數(shù)量減少了 40%[33]，證明 Rab11在 M2向細(xì)胞膜轉(zhuǎn)運(yùn)過程中起重要作用。有趣的是，M2蛋白高表達(dá)時(shí)會(huì)減慢HA跨膜糖蛋白通過高爾基體的轉(zhuǎn)運(yùn)速率。用金剛烷胺處理后，HA的轉(zhuǎn)運(yùn)不受影響，推測(cè) HA在高爾基體內(nèi)的轉(zhuǎn)運(yùn)延遲是由于有活性的 M2蛋白使高爾基體與細(xì)胞質(zhì)的pH值平衡，而不是因?yàn)榘麅?nèi)轉(zhuǎn)運(yùn)機(jī)器的飽和[35]。

2 vRNPs的轉(zhuǎn)運(yùn)過程

vRNPs是由8條獨(dú)立的vRNA片段、聚合酶(PB2、PB1、PA) 及NP蛋白組成。vRNPs從病毒粒子中釋放，并隨后進(jìn)入細(xì)胞核，在核內(nèi)復(fù)制產(chǎn)生新的vRNPs是一個(gè)極其復(fù)雜的過程。而關(guān)于該過程的研究成果也很多，可參見相關(guān)報(bào)道[36-40]。而這里主要闡述新合成的 vRNPs從細(xì)胞質(zhì)運(yùn)輸?shù)郊?xì)胞膜上的順向轉(zhuǎn)運(yùn)過程。

新合成的 vRNPs先聚集在微管組織中心(MTOC) 附近，然后依靠NP的蛋白質(zhì)分選靶向活性，向細(xì)胞膜方向運(yùn)輸[41]。因?yàn)?NS2在 M1上的結(jié)合位點(diǎn)遮蓋了M1的核定位信號(hào) (NLS)，所以，可以防止vRNPs再次進(jìn)入細(xì)胞核。同樣，NP通過與絲狀肌動(dòng)蛋白結(jié)合，將vRNPs滯留在細(xì)胞質(zhì)內(nèi)[42]。

研究發(fā)現(xiàn)，Rab11參與vRNPs從MTOC向細(xì)胞膜轉(zhuǎn)運(yùn)的過程。Rab11是Rab小分子GTPase家族的一個(gè)亞家族成員，主要位于再循環(huán)胞內(nèi)體(Recycling endosomes，RE)、TGN和質(zhì)膜上，它能調(diào)節(jié)部分蛋白和囊泡在這些細(xì)胞器之間的轉(zhuǎn)運(yùn)過程[43-44]。Rab家族大約有 80個(gè)成員，其中Rab5和Rab7等也被報(bào)道參與流感病毒成分的轉(zhuǎn)運(yùn)過程[45-46]。Rab5A可促進(jìn)病毒從細(xì)胞表面內(nèi)吞進(jìn)入早期胞內(nèi)體的轉(zhuǎn)運(yùn)過程，Rab7則作用于晚期胞內(nèi)體轉(zhuǎn)運(yùn)[47]。Rab11與流感病毒之間的關(guān)系曾于1998年就有報(bào)道，不論是干擾Rab11表達(dá)還是過表達(dá)GDP分解抑制物 (GDI) 都不會(huì)影響流感病毒HA向細(xì)胞膜運(yùn)輸[44]。而Rab11對(duì)vRNP轉(zhuǎn)運(yùn)的調(diào)控作用是近幾年才報(bào)道的。Eisfeld等利用NP的單克隆抗體結(jié)合免疫熒光法在A549細(xì)胞中定位識(shí)別vRNP，發(fā)現(xiàn)vRNPs在細(xì)胞質(zhì)轉(zhuǎn)運(yùn)過程的每一個(gè)階段都與Rab11A在一起。通過抑制 Rab11A 的表達(dá)或者高表達(dá)顯性失活的Rab11A突變體，發(fā)現(xiàn)vRNP在細(xì)胞核周邊區(qū)域大量滯留，而在細(xì)胞膜上卻幾乎不聚集[48]。Amorim等也報(bào)道，有活性的Rab11與vRNP相互作用的效率比失活的 Rab11與之作用的效率高十倍[49]。最新的研究報(bào)道指出，新合成的vRNP通過病毒RNA聚合酶與Rab11相互作用，然后定位于含有活性Rab11 (GTP-bound Rab11) 的再循環(huán)胞內(nèi)體中，最后沿著微管向細(xì)胞膜轉(zhuǎn)運(yùn)[50]。Amorim之前也報(bào)道說明，vRNP在細(xì)胞質(zhì)中的轉(zhuǎn)運(yùn)過程需要依賴于微管的作用[49]。

值得注意的是，vRNP的聚集區(qū)域不在細(xì)胞膜上，而在其附近。所以，Rab11A可能把vRNP傳輸?shù)郊?xì)胞膜附近區(qū)域后就與vRNP分開，不會(huì)同 vRNP一起進(jìn)入病毒粒子。這一猜想與之前Shaw的研究結(jié)果相一致。Shaw等在純化后的流感病毒粒子中并未發(fā)現(xiàn) Rab11A[51]。Rab11在流感病毒粒子出芽時(shí)也發(fā)揮重要作用，當(dāng) Rab11的表達(dá)量減少時(shí)，病毒粒子的釋放量也隨之減少[52]。此外，Eisfeld等研究揭示，細(xì)胞內(nèi)HIV Rev結(jié)合蛋白 (HIV Rev-binding protein，HRB) 能夠促進(jìn)流感病毒 vRNPs從細(xì)胞核周邊區(qū)域向細(xì)胞膜轉(zhuǎn)運(yùn)。HRB能與NEP (即NS2) 在細(xì)胞核周圍相互作用，所以他們認(rèn)為，NEP對(duì)該轉(zhuǎn)運(yùn)過程可能也有貢獻(xiàn)[53]。

由此可見，vRNP從細(xì)胞核到細(xì)胞膜的轉(zhuǎn)運(yùn)過程中需要多種宿主細(xì)胞成分和細(xì)胞結(jié)構(gòu)參與，包括Rab11、HRB、MTOC、再循環(huán)胞內(nèi)體等。然而，vRNP轉(zhuǎn)運(yùn)的詳細(xì)機(jī)制以及是否還需要其他因素的協(xié)助仍待深入研究。

3 小結(jié)

綜上，我們對(duì)流感病毒的跨膜蛋白和基因組在宿主細(xì)胞質(zhì)內(nèi)的順向轉(zhuǎn)運(yùn)過程已經(jīng)有了一定的認(rèn)識(shí)?？缒さ鞍譎A、NA和M2的mRNA在NXF1/TAP的作用下，進(jìn)入粗面內(nèi)質(zhì)網(wǎng)開始翻譯并進(jìn)行修飾，又在高爾基體中進(jìn)一步修飾，然后它們分別以三聚體或四聚體的形式向細(xì)胞膜上的病毒顆粒包裝位點(diǎn)轉(zhuǎn)運(yùn)。期間，Cdc42、Rab11分別參與NA和M2的轉(zhuǎn)運(yùn)。最后它們依靠各自跨膜區(qū)上分選信號(hào)和錨定信號(hào)的調(diào)節(jié)，在病毒包裝位點(diǎn)有序排列，最終進(jìn)入病毒粒子。新合成的vRNPs通過CRM1介導(dǎo)從核孔復(fù)合體 (NPC) 出核后，先通過與MTOC附近胞內(nèi)體上的Rab11結(jié)合，聚集在 MTOC周圍，然后經(jīng)微管網(wǎng)絡(luò)向細(xì)胞膜的附近區(qū)域聚集。vRNP與Rab11二者分離后，vRNP進(jìn)入病毒粒子，而Rab11返回胞內(nèi)體 (圖1)。

4 展望

圖1 流感病毒跨膜蛋白和基因組在宿主細(xì)胞質(zhì)內(nèi)順向轉(zhuǎn)運(yùn)過程。HA、NA和M2的mRNA出核進(jìn)入粗面內(nèi)質(zhì)網(wǎng)合成蛋白質(zhì)。隨后蛋白轉(zhuǎn)運(yùn)到高爾基體，進(jìn)行糖基化等修飾，最后通過囊泡運(yùn)輸?shù)男问较蚣?xì)胞膜上的病毒包裝位點(diǎn)轉(zhuǎn)運(yùn)。Cdc42和Rab11分別調(diào)節(jié)NA和M2的轉(zhuǎn)運(yùn)過程。新合成的vRNPs經(jīng)CRM1途徑從NPC出核，通過與胞內(nèi)體中活化的Rab11結(jié)合，聚集在MTOC區(qū)，然后該復(fù)合物經(jīng)MTOC的微管轉(zhuǎn)運(yùn)到包裝位點(diǎn)附近，vRNP與Rab11分開，vRNP進(jìn)入病毒粒子。Fig.1 Model of the anterograde transport of the influenza A virus transmembrane proteins and genome in host cytoplasm. HA, NA and M2 mRNAs translocate to rough endoplasmic reticulum following nuclear export. Newly synthesized proteins are modified in ER and then transported to the Golgi, where they are further modified by

流感病毒顆粒的形態(tài)發(fā)生是病毒致病的關(guān)鍵步驟。當(dāng)包裝流感病毒的所需組分有序地聚集于細(xì)胞膜特定位點(diǎn)，為病毒的包裝做好準(zhǔn)備時(shí)，病毒開啟其包裝機(jī)制，包裝出成熟的子一代病毒粒子。包裝病毒的所需組分缺失或排列混亂時(shí)，會(huì)嚴(yán)重影響病毒的形態(tài)發(fā)生過程[1]。由此可見，病毒組分的轉(zhuǎn)運(yùn)過程必須受到嚴(yán)格的時(shí)間和空間調(diào)控。然而，病毒組分在宿主細(xì)胞轉(zhuǎn)運(yùn)過程的時(shí)空調(diào)控機(jī)理仍然所知甚少，有待于系統(tǒng)深入的研究。值得注意的是，病毒各組分之間還存在著微妙的平衡關(guān)系。如當(dāng)HA與唾液酸之間的親和力增強(qiáng)時(shí)，NA切除受體的活性就會(huì)受到阻礙，從而使病毒的釋放量減少；M2表達(dá)量過高時(shí)會(huì)影響HA的轉(zhuǎn)運(yùn)。這些現(xiàn)象都暗示著，流感病毒的轉(zhuǎn)運(yùn)、包裝和釋放是極其復(fù)雜的過程，它不僅依賴于宿主細(xì)胞的轉(zhuǎn)運(yùn)機(jī)器，還要求自身各組分之間相互協(xié)調(diào)、作用及達(dá)到量效平衡關(guān)系。而目前我們對(duì)流感病毒這方面的研究雖然已經(jīng)有了一定的基礎(chǔ)，但是還遠(yuǎn)不夠透徹，不論是病毒與宿主細(xì)胞之間，還是病毒各組分之間，都有許多未知的相互作用因素需要我們?nèi)グl(fā)現(xiàn)?；趯?duì)流感病毒蛋白和基因組結(jié)構(gòu)和功能的不斷闡明，相信它們?cè)诩?xì)胞質(zhì)內(nèi)的轉(zhuǎn)運(yùn)過程及其機(jī)制也會(huì)被不斷揭曉。glycosylation and so on. Finally, these transmembrane proteins are transported to the virion budding site of apical plasma membranes. Cdc42 and Rab11 regulate the transport of NA and M2, respectively. Newly synthesized vRNPs translocate to cytoplasm from the nucleus through CRM1 pathway. Then vRNPs move to recycling endosomes carrying Rab11, and associate with Rab11 vesicles adjacent to the MTOC. The Rab11-vRNP complex is then transported to the virion budding site along the microtubule network.

REFERENCES

[1] Nayak DP, Balogun RA, Yamada H, et al. Influenza virus morphogenesis and budding. Virus Res, 2009, 143(2): 147?161.

[2] Whittaker GR. Intracellular trafficking of influenza virus: clinical implications for molecular medicine. Expert Rev Mol Med, 2001, 3(5): 1?13.

[3] Ge SQ, Wang ZL. An overview of influenza A virus receptors. Crit Rev Microbiol, 2011, 37(2): 157?165.

[4] Skehel JJ, Wiley DC. Receptor binding and membrane fusion in virus entry: the influenza hemagglutinin. Annu Rev Biochem, 2000, 69: 531?569.

[5] Read EKC, Digard P. Individual influenza A virusmRNAs show differential dependence on cellular NXF1/TAP for their nuclear export. J Gen Virol, 2010, 91(5): 1290?1301.

[6] Elton D, Simpson-Holley M, Archer K, et al. Interaction of the influenza virus nucleoprotein with the cellular CRM1-mediated nuclear export pathway. J Virol, 2001, 75(1): 408?419.

[7] Ma K, Roy AM, Whittaker GR. Nuclear export of influenza virus ribonucleoproteins: identification of an export intermediate at the nuclear periphery. Virology, 2001, 282(2): 215?220.

[8] Watanabe K, Takizawa N, Katoh M, et al. Inhibition of nuclear export of ribonucleoprotein complexes of influenza virus by leptomycin B. Virus Res, 2001, 77(1): 31?42.

[9] Cao S, Liu XL, Yu MR, et al. A nuclear export signal in the matrix protein of influenza A virus is required for efficient virus replication. J Virol, 2012, 86(9): 4883?4891.

[10] Yu MR, Liu XL, Cao S, et al. Identification and characterization of three novel nuclear export signals in the influenza A virus nucleoprotein. J Virol, 2012, 86(9): 4970?4980.

[11] Wandinger-Ness A, Bennett MK, Antony C, et al. Distinct transport vesicles mediate the delivery of plasma membrane proteins to the apical and basolateral domains of MDCK cells. J Cell Biol, 1990, 111(3): 987?1000.

[12] Nayak DP, Hui EK, Barman S. Assembly and budding of influenza virus. Virus Res, 2004, 106(2): 147?165.

[13] Pernet-Gallay K, Antony C, Johannes L, et al. The overexpression of GMAP-210 blocks anterograde and retrograde transport between the ER and the Golgi apparatus. Traffic, 2002, 3(11): 822?832.

[14] Gravotta D, Adesnik M, Sabatini DD. Transport of influenza HA from the trans-Golgi network to the apical surface of MDCK cells permeabilized in their basolateral plasma membranes: energy dependence and involvement of GTP-binding proteins. J Cell Biol, 1990, 111(6Pt2): 2893?2908.

[15] Martinez O, Schmidt A, Salamero J, et al. The small GTP-binding protein Rab6 functions in intra-Golgi transport. J Cell Biol, 1994, 127(6Pt1): 1575?1588.

[16] Lin S, Naim HY, Rodriguez AC, et al. Mutations in the middle of the transmembrane domain reverse the polarity of transport of the influenza virus hemagglutinin in MDCK epithelial cells. J Cell Biol, 1998, 142(1): 51?57.

[17] Zhang J, Pekosz A, Lamb RA. Influenza virus assembly and lipid raft microdomains: a role for the cytoplasmic tails of the spike glycoproteins. J Virol, 2000, 74(10): 4634?4644.

[18] Brewer CB, Roth MG. A single amino acid change in the cytoplasmic domain alters the polarized delivery of influenza virus hemagglutinin. J Cell Biol, 1991, 114(3): 413?421.

[19] Scheiffele P, Verkade P, Fra AM, et al. Caveolin-1 and -2 in the exocytic pathway of MDCK cells. J Cell Biol, 1998, 140(4): 795?806.

[20] Manninen A, Verkade P, Le Lay S, et al. Caveolin-1 is not essential for biosynthetic apical membrane transport. Mol Cell Biol, 2005, 25(22): 10087?10096.

[21] Gong J, Xu W, Zhang J. Structure and functions of influenza virus neuraminidase. Curr Med Chem, 2007, 14(1): 113?122.

[22] Calder LJ, Wasilewski S, Berriman JA, et al. Structural organization of a filamentous influenza A virus. Proc Natl Acad Sci USA, 2010, 107(23): 10685?10690.

[23] Barman S, Adhikary L, Chakrabarti AK, et al. Role of transmembrane domain and cytoplasmic tail amino acid sequences of influenza A virus neuraminidase in raft association and virus budding. J Virol, 2004, 78(10): 5258?5269.

[24] Chen BJ, Leser GP, Morita E, et al. Influenza virus hemagglutinin and neuraminidase, but not the matrix protein, are required for assembly and budding of plasmid-derived virus-like particles. J Virol, 2007, 81(13): 7111?7123.

[25] Kundu A, Avalos RT, Sanderson CM, et al. Transmembrane domain of influenza virus neuraminidase, a type II protein, possesses an apical sorting signal in polarized MDCK cells. J Virol, 1996, 70(9): 6508?6515.

[26] Barman S, Nayak DP. Analysis of the transmembrane domain of influenza virus neuraminidase, a type II transmembrane glycoprotein, for apical sorting and raft association. J Virol, 2000, 74(14): 6538?6545.

[27] Barman S, Ali A, Hui EK, et al. Transport of viral proteins to the apical membranes and interaction of matrix protein with glycoproteins in the assembly of influenza viruses. Virus Res, 2001, 77(1): 61?69.

[28] Wang S, Li H, Chen YH, et al. Transport of influenza virus neuraminidase (NA) to host cell surface is regulated by ARHGAP21 and Cdc42 proteins. J Biol Chem, 2012, 287(13): 9804?9816.

[29] Rossman JS, Jing X, Leser GP, et al. Influenza virus M2 ion channel protein is necessary for filamentous virion formation. J Virol, 2010, 84(10): 5078?5088.

[30] Schroeder C, Heider H, M?ncke-Buchner E, et al. The influenza virus ion channel and maturation cofactor M2 is a cholesterol-binding protein. Eur Biophys J, 2005, 34(1): 52?66.

[31] Leser GP, Lamb RA. Influenza virus assembly and budding in raft-derived microdomains: a quantitative analysis of the surface distribution of HA, NA and M2 proteins. Virology, 2005, 342(2): 215?227.

[32] Chen BJ, Leser GP, Jackson D, et al. The influenza virus M2 protein cytoplasmic tail interacts with the m1 protein and influences virus assembly at the site of virus budding. J Virol, 2008, 82(20): 10059?10070.

[33] Rossman JS, Jing X, Leser GP, et al. Influenza virus M2 protein mediates ESCRT-independent membrane scission. Cell, 2010, 142(6): 902?913.

[34] Rossman JS, Lamb RA. Influenza virus assembly and budding. Virology, 2011, 411(2): 229?236.

[35] Sakaguchi T, Leser GP, Lamb RA. The ion channel activity of the influenza virus M2 protein affects transport through the Golgi apparatus. J Cell Biol, 1996, 133(4): 733?747.

[36] Whittaker G, Bui M, Helenius A. Nuclear trafficking of influenza virus ribonuleoproteins in heterokaryons. J Virol, 1996, 70(5): 2743?2756.

[37] Whittaker GR, Kann M, Helenius A. Viral entry into the nucleus. Annu Rev Cell Dev Biol, 2000, 16: 627?651.

[38] Cros JF, Palese P. Trafficking of viral genomic RNA into and out of the nucleus: influenza, thogoto and borna disease viruses. Virus Res, 2003, 95(1/2): 3?12.

[39] Cros JF, Garcia-Sastre A, Palese P. An unconventional NLS is critical for the nuclear import of the influenza A virus nucleoprotein and ribonucleoprotein. Traffic, 2005, 6(3): 205?213.

[40] Amorim MJ, Read EK, Dalton RM, et al. Nuclear export of influenza A virus mRNAs requires ongoing RNA polymerase II activity. Traffic, 2007, 8(1): 1?11.

[41] Carrasco M, Amorim MJ, Digard P. Lipid raft-dependent targeting of the influenza A virus nucleoprotein to the apical plasma membrane. Traffic, 2004, 5(12): 979?992.

[42] Digard P, Elton D, Bishop K, et al. Modulation of nuclear localization of the influenza virus nucleoprotein through interaction with actin filaments. J Virol, 1999, 73(3): 2222?2231.

[43] Ullrich O, Reinsch S, Urbe S, et al. Rab11 regulates recycling through the pericentriolar recycling endosome. J Cell Biol, 1996, 135(4): 913?924.

[44] Chen W, Feng Y, Chen D, et al. Rab11 is required for trans-Golgi network-to-plasma membrane transport and a preferential target for GDP dissociation inhibitor. Mol Biol Cell, 1998, 9(11): 3241?3257.

[45] Brass AL, Huang IC, Benita Y, et al. The IFITM proteins mediate cellular resistance to influenza A H1N1 virus, West Nile virus, and dengue virus. Cell, 2009, 139(7): 1243?1254.

[46] Konig R, Stertz S, Zhou Y, et al. Human host factors required for influenza virus replication. Nature, 2010, 463(7282): 813?817.

[47] Sieczkarski SB, Whittaker GR. Differential requirements of Rab5 and Rab7 for endocytosis of influenza and other enveloped viruses. Traffic, 2003, 4(5): 333?343.

[48] Eisfeld AJ, Kawakami E, Watanabe T, et al. Rab11A is essential for transport of the influenza virus genome to the plasma membrane. J Virol, 2011, 85(13): 6117?6126.

[49] Amorim MJ, Bruce EA, Read EK, et al. A rab11- and microtubule-dependent mechanism for cytoplasmic transport of influenza A virus viral RNA. J Virol, 2011, 85(9): 4143?4156.

[50] Momose F, Sekimoto T, Ohkura T, et al. Apical transport of influenza A virus ribonucleoprotein requires Rab11-positive recycling endosome. PLoS ONE, 2011, 6(6): e21123.

[51] Shaw ML, Stone KL, Colangelo CM, et al. Cellular proteins in influenza virus particles. PLoS Pathog, 2008, 4(6): e1000085.

[52] Bruce EA, Digard P, Stuart AD. The Rab11 pathway is required for influenza A virus budding and filament formation. J Virol, 2010, 84(12): 5848?5859.

[53] Eisfeld AJ, Neumann G, Kawaoka Y. Human immunodeficiency virus rev-binding protein is essential for influenza A virus replication and promotes genome trafficking in late-stage infection. J Virol, 2011, 85(18): 9588?9598.