高菲，王煜，杜嘉祥，杜旭光，趙建國(guó)，潘登科，吳森，趙要風(fēng)

遺傳修飾豬模型在生物醫(yī)學(xué)及農(nóng)業(yè)領(lǐng)域研究進(jìn)展及應(yīng)用

高菲1，王煜2，杜嘉祥3，杜旭光1，趙建國(guó)2，潘登科4，吳森1，趙要風(fēng)1

1. 中國(guó)農(nóng)業(yè)大學(xué)生物學(xué)院，農(nóng)業(yè)生物技術(shù)國(guó)家重點(diǎn)實(shí)驗(yàn)室，北京 100193 2. 中國(guó)科學(xué)院動(dòng)物研究所，北京 100101 3. 成都中科奧格生物科技有限公司，成都 610000 4. 四川省醫(yī)學(xué)科學(xué)院四川省人民醫(yī)院，臨床免疫轉(zhuǎn)化醫(yī)學(xué)四川省重點(diǎn)實(shí)驗(yàn)室，成都 610072

豬在解剖結(jié)構(gòu)、代謝、生理生化等特征方面比嚙齒類動(dòng)物更接近人類，因此在模擬某些人類疾病以及提供異種移植器官等方面具有其他動(dòng)物不可替代的優(yōu)勢(shì)，是理想的人類疾病動(dòng)物模型和異種器官的供體。另外，豬作為我國(guó)畜牧業(yè)最重要的物種之一，豬的品種改良、疫病防控以及動(dòng)物福利等問(wèn)題都與人民生活息息相關(guān)。本文主要介紹了遺傳修飾豬模型在分子育種、人類疾病模型以及異種器官移植領(lǐng)域的研究進(jìn)展及未來(lái)應(yīng)用前景，希望增進(jìn)相關(guān)領(lǐng)域研究人員對(duì)基因編輯等前沿技術(shù)的了解，理解遺傳修飾豬模型在生命科學(xué)研究中的重要意義。

遺傳修飾豬；分子育種；疾病模型；異種器官移植

近年來(lái)，動(dòng)物模型在生命科學(xué)以及醫(yī)學(xué)研究領(lǐng)域起著十分重要的支撐作用。其中，基因編輯動(dòng)物模型極大地推動(dòng)了生命科學(xué)領(lǐng)域的發(fā)展。截至目前，科學(xué)家們已經(jīng)在小鼠、大鼠、豬、牛、羊等多個(gè)物種中成功制備基因編輯動(dòng)物模型。這些動(dòng)物模型在探索生命現(xiàn)象的基本規(guī)律、闡明生命活動(dòng)的內(nèi)在機(jī)制、解析人類疾病的發(fā)病機(jī)理以及開(kāi)發(fā)設(shè)計(jì)藥物治療靶點(diǎn)等方面發(fā)揮了重要作用。在這些動(dòng)物模型中，由于豬在解剖學(xué)、生理學(xué)及遺傳背景、疾病特征、營(yíng)養(yǎng)代謝等方面相較于嚙齒類動(dòng)物與人類更相似，因此，豬在人類疾病模型、異種器官移植等生物醫(yī)學(xué)領(lǐng)域具有廣闊的應(yīng)用前景。此外，豬作為重要的農(nóng)業(yè)經(jīng)濟(jì)動(dòng)物，其生產(chǎn)性狀的改良、提高抗病力以及優(yōu)良性狀聚合育種均可為畜牧業(yè)帶來(lái)巨大的經(jīng)濟(jì)效益。在過(guò)去20年，美國(guó)和歐盟等發(fā)達(dá)國(guó)家主導(dǎo)的以小鼠模型為基礎(chǔ)的國(guó)際小鼠敲除計(jì)劃(Knockout Mouse Project, KOMP)[1]、國(guó)際基因敲除小鼠聯(lián)盟 (International Mouse Knockout Consortium, IKMC)[2]和國(guó)際小鼠表型分析聯(lián)盟(International Mouse Phenotyping Consortium, IMPC)[3]等國(guó)際大科學(xué)計(jì)劃的實(shí)施，大大加快了發(fā)達(dá)國(guó)家在生命科學(xué)領(lǐng)域和基礎(chǔ)醫(yī)學(xué)領(lǐng)域的進(jìn)步。在豬模型方面，美國(guó)國(guó)家豬資源研究中心(National Swine Resource and Research Center, NSRRC)是世界上第一家專門從事遺傳工程豬制備、模式豬遺傳物質(zhì)保存、模式豬病原微生物檢測(cè)及凈化的官方機(jī)構(gòu)，截至目前保存了60余種基因工程豬品系，成為最大的人類疾病模型豬種質(zhì)資源及信息資源庫(kù)(https://nsrrc.missouri.edu/Strain-Avail/)；丹麥Ellegaard哥根廷小型豬公司是世界上著名的實(shí)驗(yàn)用豬商業(yè)品牌，實(shí)現(xiàn)了實(shí)驗(yàn)用小型豬質(zhì)量標(biāo)準(zhǔn)化、生產(chǎn)規(guī)模化、供應(yīng)商品化(https:// minipigs.dk/products-services/gottingen-minipigs)；我國(guó)也是在國(guó)家“十二五”期間優(yōu)先規(guī)劃安排模式動(dòng)物表型與遺傳研究國(guó)家重大科技基礎(chǔ)設(shè)施建設(shè)，該設(shè)施是世界上第一個(gè)將豬和猴定位為模式動(dòng)物的大科學(xué)設(shè)施，其中豬設(shè)施又名“天蓬工程”已于2022年10月試運(yùn)行。該設(shè)施必將推動(dòng)相關(guān)領(lǐng)域前沿研究成果的轉(zhuǎn)化應(yīng)用，為動(dòng)物育種、人類疾病治療、醫(yī)藥研發(fā)、異種器官移植等領(lǐng)域提供重大平臺(tái)支撐。

本文主要綜述了遺傳修飾豬模型在分子育種、人類疾病模型構(gòu)建以及異種器官移植等領(lǐng)域的研究進(jìn)展及應(yīng)用前景，以期相關(guān)領(lǐng)域的同行了解并掌握最新研究進(jìn)展，明晰遺傳修飾豬模型在科學(xué)研究領(lǐng)域的重要性，進(jìn)而推動(dòng)生命科學(xué)領(lǐng)域蓬勃發(fā)展。

1 遺傳修飾豬在分子育種方向的應(yīng)用

包括牛、羊和豬在內(nèi)的大動(dòng)物家畜提供了全世界人類日常生活所必需的動(dòng)物蛋白和脂肪。在人口增長(zhǎng)、城市化和收入增長(zhǎng)的共同推動(dòng)下，全球?qū)?dòng)物產(chǎn)品的需求正在大幅增長(zhǎng)，這也消耗了大量的糧食。然而，世界上仍有大約10億人長(zhǎng)期營(yíng)養(yǎng)不良[4]。而全球氣候變化只會(huì)加劇動(dòng)物蛋白生產(chǎn)的缺乏[5]。目前為滿足全球糧食需求所做的諸多努力，也使本已不堪重負(fù)的環(huán)境進(jìn)一步惡化[6,7]。據(jù)聯(lián)合國(guó)的預(yù)測(cè)，到本世紀(jì)中葉，世界人口將達(dá)到100億。因此，為提高動(dòng)物生產(chǎn)效率和保障食品安全，培育出具有生長(zhǎng)速度快、繁殖能力強(qiáng)、抗病性強(qiáng)、肉質(zhì)好等優(yōu)點(diǎn)的家畜新品種，減少家畜飼養(yǎng)中的糧食消耗，成為廣大育種工作者的奮斗目標(biāo)。在過(guò)去的幾十年中，科學(xué)家們往往采用傳統(tǒng)雜交育種對(duì)家畜性狀進(jìn)行遺傳改良，不僅周期長(zhǎng)，同時(shí)對(duì)于抗病等性狀選育不能提供有效的解決方案。近年來(lái)，精準(zhǔn)分子設(shè)計(jì)育種(基因編輯和轉(zhuǎn)基因技術(shù))的快速發(fā)展為加速家畜的遺傳改良提供了創(chuàng)新性的解決方案，并且在提高生產(chǎn)性能、增強(qiáng)對(duì)疾病的抵抗力、減少人畜共患病傳播的威脅以及改善動(dòng)物福利等方面有很好的概念性的驗(yàn)證[8～10]。同時(shí)，科研人員已經(jīng)利用全基因關(guān)聯(lián)分析和功能基因組學(xué)等手段，挖掘出多個(gè)與家畜生長(zhǎng)和抗病相關(guān)的功能基因，鑒定了大量與家畜經(jīng)濟(jì)性狀關(guān)聯(lián)的單核苷酸多態(tài)性(single nucleotide polymorphisms, SNPs)位點(diǎn)，為進(jìn)一步對(duì)家畜基因組進(jìn)行高效、精確的基因修飾，實(shí)現(xiàn)精準(zhǔn)分子育種提供了潛在靶點(diǎn)[11]。但這些靶點(diǎn)往往都是候選位點(diǎn)，基因組學(xué)分析僅能表明它們和對(duì)應(yīng)優(yōu)異的經(jīng)濟(jì)與抗病表型存在關(guān)聯(lián)，但是否為真正的致因位點(diǎn)，仍需要制備靶基因編輯的動(dòng)物模型進(jìn)行驗(yàn)證。雖然在小鼠、大鼠和兔等小動(dòng)物模型中，

可以對(duì)這些候選基因的同源基因位點(diǎn)進(jìn)行相應(yīng)的基因修飾，但因物種間差異過(guò)大，可能無(wú)法模擬出其本應(yīng)在家畜中出現(xiàn)的表型。隨著基因編輯、受精卵顯微注射和體細(xì)胞核移植(somatic cell nuclear transfer, SCNT)等技術(shù)的迅速發(fā)展，使得牛、羊和豬等大動(dòng)物模型可以進(jìn)行高效和精準(zhǔn)的遺傳修飾，一方面不僅可以驗(yàn)證基因組學(xué)所挖掘基因位點(diǎn)的可靠性；另一方面，如果基因編輯大動(dòng)物模型表現(xiàn)出優(yōu)良的生產(chǎn)與抗病性狀，更可以直接進(jìn)行性能測(cè)定及繁育，為未來(lái)基因編輯家畜新品種的培育奠定基礎(chǔ)(圖1)。然而，目前尚有輿論擔(dān)憂，轉(zhuǎn)基因食品會(huì)給環(huán)境、食品安全和人類健康帶來(lái)新的風(fēng)險(xiǎn)；因此，通過(guò)轉(zhuǎn)基因手段進(jìn)行家畜育種改良及其商業(yè)化應(yīng)用，后續(xù)還需要經(jīng)過(guò)嚴(yán)格的政策監(jiān)管，仍有很長(zhǎng)的路要走。但基因編輯不同于轉(zhuǎn)基因技術(shù)，不存在外源基因的引入，目前已有包括基因編輯豬“GalSafe豬”通過(guò)美國(guó)食品與藥物管理局(FDA)安全審核，準(zhǔn)許進(jìn)入市場(chǎng)，體現(xiàn)出基因編輯育種的巨大價(jià)值。2022年1月24日，我國(guó)農(nóng)業(yè)農(nóng)村部發(fā)布農(nóng)業(yè)用基因編輯植物安全評(píng)價(jià)指南(試行)，規(guī)定了獲得基因編輯作物生物安全證書(shū)的程序：對(duì)認(rèn)為不構(gòu)成環(huán)境或食品安全風(fēng)險(xiǎn)的基因編輯作物，開(kāi)發(fā)人員只需提供實(shí)驗(yàn)室數(shù)據(jù)并進(jìn)行小規(guī)模田間試驗(yàn)。2022年，我國(guó)“中央一號(hào)文件”指出，大力推進(jìn)種源等農(nóng)業(yè)關(guān)鍵核心技術(shù)攻關(guān)，全面實(shí)施種業(yè)振興行動(dòng)方案，推進(jìn)種業(yè)領(lǐng)域國(guó)家重大創(chuàng)新平臺(tái)建設(shè)，啟動(dòng)農(nóng)業(yè)生物育種重大項(xiàng)目。這些國(guó)家利好政策，為未來(lái)利用基因編輯新技術(shù)進(jìn)行家畜分子設(shè)計(jì)育種，實(shí)現(xiàn)品種培育的創(chuàng)新性發(fā)展，創(chuàng)制具有國(guó)家自主知識(shí)產(chǎn)權(quán)的優(yōu)異家畜新品種，打贏家畜種業(yè)翻身仗創(chuàng)造了重大機(jī)遇。本文聚焦于提高生產(chǎn)性能、提高抗病力以及優(yōu)良性狀聚合3個(gè)方面，重點(diǎn)介紹了遺傳修飾豬在分子育種方向的應(yīng)用。與分子育種相關(guān)的遺傳修飾豬模型詳見(jiàn)表1。

1.1 提高生產(chǎn)性能

家畜肉產(chǎn)品是全世界人類主要的食物來(lái)源，所以畜牧業(yè)中重要的育種目標(biāo)之一是提高家畜的產(chǎn)肉量和瘦肉率。肌肉生長(zhǎng)抑制素(myostatin, MSTN)是TGF-β超家族成員之一，對(duì)哺乳動(dòng)物骨骼肌的發(fā)育起負(fù)調(diào)控作用，抑制基因的表達(dá)可以促進(jìn)骨骼肌細(xì)胞增殖與分化，增多肌纖維數(shù)目，加快肌肉生長(zhǎng)，增加瘦肉率[12]。同時(shí)，基因在不同的物種中具有保守性。有研究報(bào)道牛、綿羊和狗等物種存在基因的天然突變，而這些動(dòng)物均出現(xiàn)肌肉量顯著增加的“雙肌臀”表型，并且仍然可以正常存活和繁殖[13～15]。因此，基因常常作為家畜分子設(shè)計(jì)育種首選的靶標(biāo)基因，目的是促進(jìn)畜牧生產(chǎn)中動(dòng)物肌肉生長(zhǎng)，提高肉產(chǎn)量。早在20世紀(jì)末，已有研究表明基因敲除小鼠由于肌纖維增生和肥大而使全身骨骼肌重量增加約1倍[16]。我國(guó)是豬肉生產(chǎn)和消費(fèi)大國(guó)，除引進(jìn)國(guó)外商品豬種外，同時(shí)具有豐富的特色地方豬種質(zhì)資源。2015年，Qian等[17]利用鋅指核酸酶(zinc finger nucleases, ZFNs)技術(shù)創(chuàng)制出基因編輯梅山豬，并觀察到明顯的“雙肌臀”表型。目前，科研人員已利用ZFNs、轉(zhuǎn)錄激活因子樣效應(yīng)核酸酶(transcriptional activator- like effect nucleases, TALENs)和規(guī)律間隔成簇短回文重復(fù)序列(clustered regularly interspaced short palindromic repeats, CRISPRs)等多種類型的基因編輯技術(shù)，陸續(xù)對(duì)多種中國(guó)地方豬種和商品豬的基因進(jìn)行編輯，創(chuàng)制出高瘦肉率的基因敲除豬[18～21]。其中，雖然對(duì)商品大白豬第3外顯子進(jìn)行編輯后出現(xiàn)仔豬出生后存活率低和肢體畸形等問(wèn)題，但將靶點(diǎn)設(shè)計(jì)在第1外顯子后可有效改善危害仔豬生產(chǎn)性能的問(wèn)題[21,22]。同時(shí)，我國(guó)地方品種梅山豬和二花臉豬在純合敲除基因后，并沒(méi)有出現(xiàn)類似的健康問(wèn)題?？傮w來(lái)說(shuō)，通過(guò)編輯基因以提高家畜生產(chǎn)性能具有可行性。

圖1 大動(dòng)物模型在分子育種中的應(yīng)用

首先是與農(nóng)業(yè)大動(dòng)物生產(chǎn)及抗病性狀關(guān)聯(lián)基因的挖掘與分析，其次是利用基因編輯工具實(shí)現(xiàn)靶基因的精準(zhǔn)修飾，再次是借助受精卵顯微注射或者體細(xì)胞核移植技術(shù)制備遺傳修飾的大動(dòng)物模型，以期獲得高產(chǎn)肉量、高奶產(chǎn)量且抗病的農(nóng)業(yè)動(dòng)物新品種。

表1 分子育種相關(guān)的遺傳修飾豬模型

PRRSV: porcine reproductive and respiratory syndrome virus; TGEV: transmissible gastroenteritis virus; CSFV: classical swine fever virus。

豬胰島素樣生長(zhǎng)因子2 (insulin-like growth factor 2, IGF2)是一種可以影響細(xì)胞增殖與分化的調(diào)控因子，也可以影響骨骼肌生長(zhǎng)及脂肪沉積[23]。有研究報(bào)道，豬基因第3內(nèi)含子中第3072位存在G→A的突變，可有效避免轉(zhuǎn)錄抑制子的結(jié)合，從而提高基因的表達(dá)，提高生長(zhǎng)速度[24,25]。這種有利突變廣泛出現(xiàn)在國(guó)外商品豬群中，而在中國(guó)地方豬種很少被發(fā)現(xiàn)。2018年，Xiang等[26]通過(guò)顯微注射Cas9 nickase mRNA和1對(duì)sgRNA至豬原核受精卵中，直接刪除基因位點(diǎn)中結(jié)合的序列，提高基因的表達(dá)水平，制備出產(chǎn)肉量明顯增加的巴馬香豬，同時(shí)證明了對(duì)基因非編碼區(qū)進(jìn)行編輯也可以改善家畜經(jīng)濟(jì)性狀。Liu等[27]在豬胎兒成纖維細(xì)胞中利用CRISPR/Cas9破壞了ZBED6結(jié)合位點(diǎn)，進(jìn)一步結(jié)合SCNT技術(shù)獲得了瘦肉率增加的兩廣小花豬。另一個(gè)用于改善家畜肉類產(chǎn)量的潛在候選基因是基因，它是F-box蛋白家族成員，為肌肉特異性表達(dá)基因[28]?；虼嬖跓o(wú)義突變的小鼠表現(xiàn)出肌肉肥大的表型[29]。Zou等[30]成功制備基因敲除豬，與野生型對(duì)照相比，敲除豬肌肉重量增加約4%。

新生仔豬對(duì)寒冷敏感，動(dòng)物生產(chǎn)中往往需要加裝保溫措施來(lái)保證出生仔豬正常存活及生長(zhǎng)。解偶聯(lián)蛋白1 (uncoupling protein 1, UCP1)在體脂調(diào)節(jié)及產(chǎn)熱抗寒中發(fā)揮重要作用[31]。家豬自從祖先進(jìn)化至今，基因已發(fā)生部分缺失而失活，可能是仔豬不耐寒的原因之一。Zheng等[32]利用CRISPR/Cas9介導(dǎo)的非同源重組整合外源片段的策略，將小鼠脂聯(lián)素啟動(dòng)子及小鼠基因定點(diǎn)插入到豬早已失活的基因座位中，并結(jié)合SCNT技術(shù)創(chuàng)制出定點(diǎn)整合豬，實(shí)現(xiàn)在豬成熟白色脂肪細(xì)胞的特異性表達(dá)。相較于野生型豬，定點(diǎn)整合豬在急性冷刺激條件下的體溫調(diào)節(jié)能力更強(qiáng)，既改善了動(dòng)物福利，也極大地節(jié)省了畜牧業(yè)的經(jīng)濟(jì)損耗；同時(shí)也表現(xiàn)出背膘厚度和脂肪率顯著降低，以及瘦肉率顯著提高的優(yōu)異生產(chǎn)性能[32]。

1.2 提高抗病力

動(dòng)物傳染病給全世界的養(yǎng)殖業(yè)帶來(lái)巨大的經(jīng)濟(jì)損失，僅依靠疫苗和藥物治療很難徹底消除疾病。近年來(lái)，研究人員利用基因編輯和轉(zhuǎn)基因技術(shù)，在家畜抗病育種中取得了突破性的進(jìn)展。

豬繁育與呼吸綜合征(porcine reproductive and respiratory syndrome, PRRS)會(huì)引起母豬發(fā)熱、呼吸困難和流產(chǎn)，同時(shí)導(dǎo)致仔豬死亡率高，往往患病豬耳部發(fā)紫，也俗稱“藍(lán)耳病”，對(duì)養(yǎng)豬業(yè)造成了很大沖擊。豬繁育與呼吸綜合征病毒(PRRS virus, PRRSV)是一類入侵豬肺泡巨噬細(xì)胞的RNA病毒，傳染性高、變異快[33,34]。PRRSV在遺傳上主要分為兩種基因亞型，即歐洲亞型(1型PRRSV)和北美亞型(2型PPRSV)，它們?cè)诨蚪M水平上約有60%的核苷酸相似性[35]。高致病性PRRSV (highly pathogenic PRRSV, HP-PRRSV)起源于2型PRRSV，比經(jīng)典的PRRSV更具毒性。自2006年以來(lái)，HP-PRRSV成為我國(guó)主要的流行毒株，進(jìn)一步加劇了我國(guó)生豬產(chǎn)業(yè)的經(jīng)濟(jì)影響[36]。CD163屬于清道夫受體富含半胱氨酸家族(scavenger receptor cysteine-rich, SRCR)成員之一，是巨噬細(xì)胞表面的跨膜蛋白，也是PPRSV病原的受體[37]。2014年，Whitworth等[38, 39]利用CRISPR/Cas9結(jié)合豬原核受精卵顯微注射，獲得了基因第7外顯子突變豬，導(dǎo)致CD163蛋白失活，后續(xù)經(jīng)過(guò)活體攻毒試驗(yàn)，突變豬沒(méi)有表現(xiàn)出病毒血癥、抗體反應(yīng)、高燒或任何其他PPRS臨床表征，具有抵抗PRRSV侵染的能力，該研究首次利用基因編輯技術(shù)成功抵御豬病毒性傳染疾病。隨后，科學(xué)家們相繼制備出不同類型的基因突變豬[40～45]。其中，在不影響CD163蛋白的其他結(jié)構(gòu)域，僅刪除基因的SRCR5結(jié)構(gòu)域，也獲得了抵抗不同類型PRRSV的基因編輯豬[41～43]。另外，通過(guò)使用人源CD163蛋白中的同源結(jié)構(gòu)域替換豬SRCR5結(jié)構(gòu)域，構(gòu)建了嵌合CD163受體克隆豬，也對(duì)PRRSV具有抵抗性[44,45]。

冠狀病毒能夠感染人類和動(dòng)物的呼吸道和腸道，嚴(yán)重影響機(jī)體健康。2019年末出現(xiàn)的新型冠狀病毒肺炎(corona virus disease 2019, COVID-19)，對(duì)人類的身體健康和生命安全產(chǎn)生重大威脅，也對(duì)整個(gè)世界造成了巨大的經(jīng)濟(jì)損失。冠狀病毒也影響畜牧業(yè)的生產(chǎn)，新生仔豬在感染豬傳染性胃腸炎病毒 (transmissible gastroenteritis virus, TGEV)或豬流行性腹瀉病毒(porcine epidemic diarrhea virus, PEDV)后，腸細(xì)胞被病毒侵染破壞，進(jìn)而出現(xiàn)吸收不良的腹瀉和脫水等臨床表征，死亡率高達(dá)100%。豬氨肽酶N (aminopeptidase N, APN)是一種高效表達(dá)在腸上皮細(xì)胞膜上的金屬肽酶，被認(rèn)為是TGEV和PEDV的受體[46]。2019年，科研人員利用CRIPSR/Cas9技術(shù)陸續(xù)制備出敲除豬，經(jīng)過(guò)攻毒實(shí)驗(yàn)后，這些敲除豬被證明可以有效抵御TGEV的入侵，但無(wú)法抵抗PEDV的感染[47～49]。此外，來(lái)自基因敲除豬的豬肺泡巨噬細(xì)胞能夠?qū)ωi德?tīng)査跔畈《?porcine deltacoronavirus, PDCoV)感染產(chǎn)生抵抗能力，而其肺成纖維細(xì)胞樣細(xì)胞能夠被高滴度PDCoV感染，表明APN是豬肺泡巨噬細(xì)胞中PDCoV的受體，但對(duì)于PDCoV感染肺源性成纖維細(xì)胞不是必需的[50]。據(jù)報(bào)道，和雙基因敲除豬對(duì)II型PRRSV和TGEV具有完全抗性，同時(shí)對(duì)PDCoV的敏感性降低，提供了APN可能是PDCoV受體之一的體內(nèi)證據(jù)[51]。

豬瘟是一種具有致死性的傳染病，引起急性發(fā)熱、死亡，嚴(yán)重危害生豬產(chǎn)業(yè)的發(fā)展。其中，經(jīng)典豬瘟病毒(classical swine fever virus, CSFV)是一類正鏈RNA病毒，利用RNAi策略可以在體外對(duì)其進(jìn)行干擾[52]。Xie等[53]利用CRISPR/Cas9技術(shù)在豬基因座位定點(diǎn)敲入shRNA表達(dá)元件以靶向敲降CSFV，成功制備抗CSFV的轉(zhuǎn)基因豬，減緩豬瘟的臨床表型。另有報(bào)道，Lu等[54]利用CRISPR/Cas9將抗CSFV的shRNA定點(diǎn)整合在豬內(nèi)源miR-17-92簇中進(jìn)行搭便車式表達(dá)，同樣有效抑制CSFV的復(fù)制。非洲豬瘟病毒(African swine fever virus, ASFV)是一類有囊膜的雙鏈DNA病毒，直徑可達(dá)200 nm，傳染性極強(qiáng)，致死率近100%[55]。迄今為止，并無(wú)有效的商業(yè)化疫苗和治療藥物對(duì)ASFV進(jìn)行防控，只能夠通過(guò)加強(qiáng)封閉管理以切斷傳播途徑，是當(dāng)前世界畜牧業(yè)面臨的一大難題。有研究推測(cè)，CD163蛋白的SRCR2結(jié)構(gòu)域是ASFV的潛在受體，但基因敲除豬無(wú)法抵御ASFV的感染[56, 57]。隨著科研人員深度、持續(xù)地探究ASFV的細(xì)胞感染機(jī)制，在未來(lái)有望發(fā)現(xiàn)關(guān)鍵的細(xì)胞受體，從而借助基因編輯技術(shù)創(chuàng)制抗ASFV豬新品種。

1.3 多基因同時(shí)修飾快速聚合多個(gè)優(yōu)良性狀

大動(dòng)物的繁殖周期及世代間隔長(zhǎng)，培育具有特定優(yōu)良性狀的家畜是一個(gè)緩慢的過(guò)程，往往需要很多年。通過(guò)基因編輯新技術(shù)同時(shí)對(duì)多個(gè)豬抗病與經(jīng)濟(jì)性狀相關(guān)聯(lián)的基因進(jìn)行高效、精準(zhǔn)的編輯，有望滿足育種者對(duì)于多種理想優(yōu)良性狀實(shí)現(xiàn)快速聚合的迫切需求。Xu等[51]使用CRISPR/Cas9和SCNT技術(shù)獲得了和基因同時(shí)敲除豬，并進(jìn)一步分析了雙基因敲除豬在產(chǎn)肉和繁殖性能較野生型豬沒(méi)有差異，但同時(shí)具備了抵抗PRRSV和TGEV侵染的能力。Song等[58]利用hA3A-BE3-Y130F堿基編輯器結(jié)合豬原核期受精卵注射，通過(guò)一步法獲得了、和三基因同時(shí)突變豬，經(jīng)分析三基因編輯豬和表達(dá)缺失、表達(dá)增加，顯著提高了生長(zhǎng)性能和傳染病抵抗能力，對(duì)實(shí)現(xiàn)家畜分子設(shè)計(jì)聚合育種具有理論及實(shí)踐意義。

2 遺傳修飾豬在人類疾病模型方向的應(yīng)用

在生物醫(yī)學(xué)研究領(lǐng)域，嚙齒類動(dòng)物一直是傳統(tǒng)生物醫(yī)學(xué)研究中首選的動(dòng)物模型，然而，嚙齒類動(dòng)物與人類存在解剖學(xué)和生理學(xué)上的差異，這也限制了它們的適用性。并且，許多嚙齒類動(dòng)物模型不能完全模擬人類疾病，例如囊性纖維化(cystic fibrosis, CF)、肌萎縮側(cè)索硬化癥(amyotrophic lateral sclerosis, ALS)、阿爾茨海默癥(Alzheimer's disease, AD)、帕金森綜合征(Parkinson's disease, PD)和癌癥的小鼠模型等。近年來(lái)，豬作為新型的生物醫(yī)學(xué)模型的使用顯著增加，豬特別是小型豬(成年體重大約45～50 kg)是最合適的模擬人類疾病的動(dòng)物模型之一。在自然狀態(tài)下，小型豬在解剖結(jié)構(gòu)以及心血管系統(tǒng)、消化系統(tǒng)、營(yíng)養(yǎng)需要和礦物質(zhì)代謝等多項(xiàng)生理生化指標(biāo)方面與人類更為接近，是非常理想的醫(yī)學(xué)實(shí)驗(yàn)動(dòng)物模型[59～61]。

盡管豬在自然狀態(tài)下是非常理想的醫(yī)學(xué)實(shí)驗(yàn)動(dòng)物模型，但隨著基因編輯技術(shù)的發(fā)展，從傳統(tǒng)的同源重組技術(shù)到新型的核酸酶技術(shù)如ZFNs、TALENs和CRISPRs系統(tǒng)，同時(shí)擁有高質(zhì)量豬參考基因組的助力[62]，制備轉(zhuǎn)基因模型、基因敲除/敲入模型、訂制個(gè)性化基因修飾豬模型取得了突飛猛進(jìn)的進(jìn)展。遺傳修飾豬模型在生物醫(yī)學(xué)領(lǐng)域發(fā)揮了極其重要的作用[63]。本文重點(diǎn)介紹了遺傳修飾豬模型在人類疾病模型方向的研究進(jìn)展及應(yīng)用前景。

2.1 人類重要疾病相關(guān)的豬模型

2.1.1 神經(jīng)退行性疾病相關(guān)的豬模型

神經(jīng)退行性疾病是由大腦和脊髓中的神經(jīng)元或其髓鞘喪失引起的功能性疾病。最常見(jiàn)的疾病包括AD、亨廷頓舞蹈癥(Huntington’s disease, HD)、PD和ALS。神經(jīng)退行性疾病相關(guān)的遺傳修飾豬模型詳見(jiàn)表2。AD是一種起病隱匿的進(jìn)行性發(fā)展的神經(jīng)系統(tǒng)退行性疾病，臨床上以記憶障礙、失語(yǔ)、視空間功能損害、執(zhí)行功能障礙以及人格和行為改變等全面性癡呆表現(xiàn)為特征，但病因迄今未完全闡明。目前，學(xué)術(shù)界存在淀粉樣蛋白假說(shuō)，該假說(shuō)提出，在AD患者的大腦內(nèi)，淀粉樣蛋白(amyloid beta protein, Aβ)聚集后形成的寡聚體會(huì)形成斑塊，從而導(dǎo)致神經(jīng)元纖維纏結(jié)、神經(jīng)元丟失等[64]。目前，淀粉樣前體蛋白()、早老素1 ()和早老素2 ()被認(rèn)為是家族性早發(fā)AD的致病基因。2009年，Kragh等[65]構(gòu)建了轉(zhuǎn)人源的AD豬模型。雖然在該豬模型的不同腦區(qū)檢測(cè)到轉(zhuǎn)基因的高表達(dá)，但在1歲的豬中并未檢測(cè)到Aβ水平升高或記憶障礙。2013年，Jakobsen等[66]使用重組酶介導(dǎo)的盒式置換(recombinase-mediated cassette exchange, RMCE)技術(shù)制備了PSEN1突變豬模型，隨后在2016年成功制備了攜帶和PSEN1突變的AD豬[67]。研究發(fā)現(xiàn)，這些豬在10～18個(gè)月左右大腦中會(huì)積累Aβ-42，但它們?nèi)晕幢憩F(xiàn)出AD的生理特征[67]。使用體細(xì)胞核移植技術(shù)將攜帶3個(gè)人類基因(K670N/M671L、I716V和V717I)、(P301L)和(M146V和L286P)的多克隆載體注入濟(jì)州黑豬，在豬的大腦與其他組織中檢測(cè)到轉(zhuǎn)基因的表達(dá)，同時(shí)也積累了Aβ-40/42蛋白、總Tau蛋白和膠質(zhì)纖維酸性蛋白[68]。這些AD豬為神經(jīng)治療策略的開(kāi)發(fā)和臨床前評(píng)估提供了十分有價(jià)值的模型。

表2 神經(jīng)退行性疾病相關(guān)的遺傳修飾豬模型

暨南大學(xué)粵港澳中樞神經(jīng)再生研究院李曉江團(tuán)隊(duì)、中國(guó)科學(xué)院廣州生物醫(yī)藥與健康研究院賴良學(xué)團(tuán)隊(duì)和美國(guó)埃默里大學(xué)李世華團(tuán)隊(duì)通力合作先后培育出世界首例轉(zhuǎn)基因HD豬模型[69]和HD基因精準(zhǔn)敲入豬模型[70]，研究發(fā)現(xiàn)，該模型不僅能模擬HD病人在大腦中特異神經(jīng)元選擇性死亡的典型病理特征，而且表現(xiàn)出類似HD“舞蹈樣”的異常行為，且這些病理特征及異常行為都可以穩(wěn)定地遺傳給后代[70]。該研究為開(kāi)發(fā)治療HD新手段提供了可靠的動(dòng)物模型，同時(shí)也方便科學(xué)家們繼續(xù)深入了解神經(jīng)細(xì)胞死亡的機(jī)制及尋找有效的治療方法。

中國(guó)科學(xué)院動(dòng)物研究所趙建國(guó)團(tuán)隊(duì)利用TALENs技術(shù)制備了靶向和的PD模型，結(jié)果顯示DJ-1蛋白被破壞，但小豬在出生后2天內(nèi)死亡[71]。隨后該團(tuán)隊(duì)利用CRISPR技術(shù)制備了靶向、和三基因的突變豬模型，但10月齡仔豬并未表現(xiàn)出行為異常[72]。中國(guó)科學(xué)院廣州生物醫(yī)藥與健康研究院賴良學(xué)團(tuán)隊(duì)利用CRISPR成功制備了靶向和的豬模型，同樣攜帶雙基因突變的7月齡仔豬也并未出現(xiàn)PD的典型癥狀[73]。此外，科學(xué)家們還制備了攜帶3個(gè)錯(cuò)義突變的基因(E46K、H50Q和G51D)的巴馬小型豬模型，但在3月齡基因編輯仔豬中未出現(xiàn)α-突觸核蛋白免疫陽(yáng)性病理及SN多巴胺能神經(jīng)元丟失的表征[74]。

ALS是一種逐漸導(dǎo)致全身癱瘓的神經(jīng)退行性疾病，Crociara等[75]制備出攜帶人SOD1的轉(zhuǎn)基因豬，且27月齡轉(zhuǎn)基因豬表現(xiàn)出后肢運(yùn)動(dòng)缺陷和運(yùn)動(dòng)神經(jīng)元變性，成功模擬了人類的肌萎縮性脊髓側(cè)索硬化癥。

2.1.2 人類遺傳性發(fā)育疾病豬模型

人類遺傳性發(fā)育疾病一般是指由于遺傳物質(zhì)改變或致病基因突變而引起的疾病?？茖W(xué)家們陸續(xù)制備了一系列人類遺傳性發(fā)育疾病的遺傳修飾豬模型，詳見(jiàn)表3。

CF是一種常染色體隱性疾病，由調(diào)節(jié)陰離子轉(zhuǎn)運(yùn)的基因突變引起[87]。臨床數(shù)據(jù)表明，大約70%的CF患者中，的突變是編碼CFTR蛋白的第508位氨基酸(苯丙氨酸)的3個(gè)堿基對(duì)的缺失。CF的一些癥狀包括腸道粘液阻塞(胎糞性腸梗阻)、胰管阻塞、膽囊凝固和肺部疾病。近年來(lái)，有數(shù)十種靶向小鼠基因的突變模型，但并未觀察到典型的CF癥狀[87,88]。然而，在修飾(模擬人類突變——508位苯丙氨酸缺失)的豬模型研究中，仔豬表現(xiàn)出典型的CF癥狀，包括胎糞性腸梗阻、肝臟病變和肺部疾病[76～79]。目前的豬模型正被用于侵入性研究肺部疾病，以期開(kāi)發(fā)新的治療方法。

表3 人類遺傳性發(fā)育疾病豬模型

杜氏肌營(yíng)養(yǎng)不良(Duchenne muscular dystrophy, DMD)是一種由基因缺失、點(diǎn)突變或重復(fù)序列引起的X連鎖遺傳病。該疾病以進(jìn)行性肌無(wú)力、消瘦和肌肉變性為主要特征[89]?？蒲腥藛T利用基因編輯工具已成功制備出可誘發(fā)肌營(yíng)養(yǎng)不良的小鼠、大鼠、狗、兔和豬等動(dòng)物模型，此外還發(fā)現(xiàn)在不同的物種中，其臨床癥狀的嚴(yán)重程度隨動(dòng)物模型體型大小的增加而上升[90]。因此，在DMD的臨床前研究中，豬模型能更好地模擬人類疾病[91]。目前，利用基因編輯和SCNT技術(shù)先后成功制備了缺失外顯子52 (Δ52)的豬模型[80]和精準(zhǔn)靶向DMD的27號(hào)外顯子的豬模型[81]。這些模型均表現(xiàn)出與人DMD患者相似的癥狀，例如血清肌酸激酶活性升高、肌纖維化和肌營(yíng)養(yǎng)素丟失和心肌損傷等。然而，這兩個(gè)DMD豬模型壽命均較短。2020年，Moretti等[92]發(fā)現(xiàn)，在Δ52豬模型中肌肉注射腺相關(guān)病毒載體誘導(dǎo)表達(dá)截?cái)嗟募I(yíng)養(yǎng)蛋白(Δ51-52)，結(jié)果發(fā)現(xiàn)改善了Δ52豬的骨骼肌功能，同時(shí)也在DMD病人來(lái)源的誘導(dǎo)多能干細(xì)胞模型中驗(yàn)證了這一方法的有效性，該研究為DMD病人的基因療法提供了參考與借鑒。因此，DMD豬模型在開(kāi)發(fā)DMD藥物和治療方面具有很大的應(yīng)用前景。

此外，科學(xué)家們還制備了大量與人類發(fā)育相關(guān)的遺傳疾病豬模型，這些模型大多涉及病因明確的人類遺傳病。例如，哈欽森–吉爾福德早衰綜合征(Hutchinson-Gilford progeria syndrome, HGPS)是一種極其罕見(jiàn)的遺傳性疾病，目前尚無(wú)治愈方法。該疾病的特點(diǎn)是過(guò)早衰老同時(shí)由于心血管并發(fā)癥可導(dǎo)致患者在青春期死亡。大多數(shù)HGPS患者攜帶雜合的c.1824C>T突變。然而在HGPS小鼠模型中被證明有效的治療方法，在開(kāi)展HGPS治療的臨床試驗(yàn)中收效甚微。因此，為了克服HGPS小鼠模型的缺陷，Dorado等[82]成功制備了攜帶雜合c.1824C>T突變的HGPS豬模型，HGPS豬模型再現(xiàn)了人類患者的心血管改變，如左室舒張功能障礙、心電活動(dòng)改變和血管平滑肌細(xì)胞丟失等病征。HGPS豬模型將為該疾病候選療法的優(yōu)化提供非常合適的臨床前實(shí)驗(yàn)用動(dòng)物模型。

遺傳性I型酪氨酸血癥(hereditary tyrosinemia type I, HTI)是由富馬酸乙酰乙酸水解酶(fumarate acetoacetic acid hydrolase, FAH)缺乏引起的，該酶催化酪氨酸代謝的最后一步。嬰兒期表現(xiàn)為嚴(yán)重的肝臟受累，如果不治療，通常會(huì)導(dǎo)致死亡。Hickey等[93]利用SCNT技術(shù)成功制備了+/?豬模型。隨后，該課題組通過(guò)雜交產(chǎn)生第一個(gè)?/?豬。因?/?豬在子宮內(nèi)存在致命缺陷，需在妊娠期服用NTBC方可使?/?豬正常出生；然而出生后仍表現(xiàn)出嚴(yán)重的肝損傷。?/?豬為未來(lái)深入研究HTI和自發(fā)性急性肝衰竭以及肝細(xì)胞治療的臨床前試驗(yàn)提供了一個(gè)代謝性肝病的基因工程大動(dòng)物模型[83]。

苯丙氨酸羥化酶(phenylalanine hydroxylase, PAH)缺陷型即表現(xiàn)為苯丙酮尿癥(phenylketonuria, PKU)，可導(dǎo)致全身性高苯丙氨酸血癥，進(jìn)而導(dǎo)致神經(jīng)毒性和嚴(yán)重發(fā)育障礙。膳食中苯丙氨酸(Phe)可預(yù)防高苯丙氨酸血癥的有害影響，但成人和青少年患者對(duì)飲食的依從性較差，導(dǎo)致特征性的神經(jīng)行為表型。因此，迫切需要新的治療方法。截止目前，PKU的嚙齒類動(dòng)物模型不能充分反映神經(jīng)認(rèn)知表型，因此Koppes等[84]制備了?/?豬模型。與經(jīng)典的PKU一致，同時(shí)伴有幼年生長(zhǎng)遲緩、色素減退、腦室擴(kuò)大、腦灰質(zhì)體積減少[84]。?/?豬為研究病理生理學(xué)以及評(píng)估新的治療干預(yù)措施提供了一個(gè)PKU臨床前大動(dòng)物模型。

血友病B (hemophilia B, HB)是一種X連鎖隱性出血性疾病，由凝血因子IX基因異常引起。如果沒(méi)有預(yù)防性治療，患者會(huì)頻繁的自發(fā)性出血?？茖W(xué)家們利用CRISPR/Cas9和SCNT相結(jié)合建立了HB豬模型[85, 86]。此外，研究發(fā)現(xiàn)在HB豬模型的凝血因子IX位點(diǎn)過(guò)表達(dá)人類凝血因子IX，可有效緩解HB豬模型的出血癥狀[85]。因此，該研究不僅為探索血友病性的病理過(guò)程提供了大動(dòng)物模型，而且為將來(lái)通過(guò)原位基因治療永久性糾正血友病提供了可能性。

2.1.3 癌癥模型

豬是研究癌癥的遺傳易感性、疾病進(jìn)展、分子檢測(cè)和藥物治療評(píng)價(jià)的良好動(dòng)物模型[94]?；蚓庉嬝i的癌癥模型通常通過(guò)靶向DNA的變化來(lái)產(chǎn)生，這些變化影響原癌基因、腫瘤抑制基因和DNA修復(fù)基因的功能?；蚓庉嫾夹g(shù)的發(fā)展極大地推動(dòng)了乳腺癌[95]、結(jié)直腸癌[96]、胃癌[97]、肺癌[98]、骨肉瘤[99]等豬模型的制備，詳見(jiàn)表4。這些癌癥模型的特征程度不同。例如，在乳腺癌模型中，小豬在出生后18天內(nèi)死亡[95]；結(jié)腸直腸癌豬模型產(chǎn)生息肉但沒(méi)有腫瘤發(fā)生[96]；?/?胃癌豬模型僅建模成功，表型監(jiān)測(cè)還在進(jìn)行中；的雜合敲除豬可導(dǎo)致老年動(dòng)物自發(fā)骨肉瘤的發(fā)生，而純合敲除可導(dǎo)致7～8月齡豬多發(fā)大型骨肉瘤[99]。

2015年，Schook等[100]制備了一個(gè)腫瘤工具豬模型，即Cre誘導(dǎo)的腫瘤抑制因子(TP53)和致癌基因KRAS的豬模型。將編碼Cre的腺病毒注射到這些豬體內(nèi)會(huì)導(dǎo)致間質(zhì)源腫瘤的快速發(fā)展。該癌癥豬模型再現(xiàn)了軟組織肉瘤、胰腺癌和肝細(xì)胞癌的各種人類癌癥表型，并允許對(duì)早期癌癥的檢測(cè)進(jìn)行分析和對(duì)腫瘤細(xì)胞微環(huán)境信號(hào)的研究。Sieren等[101]也成功制備了一種表達(dá)人突變的癌癥豬模型TP53，該遺傳修飾的豬模型主要發(fā)展成淋巴瘤和骨源性腫瘤，借助斷層掃描技術(shù)和核磁共振成像等手段可有效監(jiān)測(cè)腫瘤的發(fā)生發(fā)展情況，該模型將有助于開(kāi)發(fā)臨床相關(guān)的非侵入性成像方法，以促進(jìn)人類癌癥的早期檢測(cè)、診斷和治療。此外，中國(guó)科學(xué)院廣州生物醫(yī)藥與健康研究院賴良學(xué)團(tuán)隊(duì)還成功構(gòu)建了Cre誘導(dǎo)Cas9表達(dá)的豬品系，利用該豬品系可實(shí)現(xiàn)體內(nèi)基因編輯，同時(shí)也可在該豬品系的成纖維細(xì)胞中進(jìn)行單基因和多基因修飾、染色體重排等多種體外基因組編輯。該研究通過(guò)遞送Cre重組酶和sgRNAs成功滅活5個(gè)抑癌基因(、、、和)，并激活一個(gè)癌基因，這也導(dǎo)致了肺腫瘤的快速發(fā)展[98]。這項(xiàng)研究表明，該豬品系可以作為一種強(qiáng)大的工具，可通過(guò)時(shí)空特異調(diào)節(jié)豬體內(nèi)的基因表達(dá)和生物過(guò)程，同時(shí)簡(jiǎn)化了基因編輯模型豬的制備。

表4 人類癌癥相關(guān)的遺傳修飾豬模型

雖然已經(jīng)開(kāi)發(fā)了許多癌癥模型，但截止目前都還缺乏系統(tǒng)深入的表型監(jiān)測(cè)與機(jī)制探究，之后還需要更多的努力來(lái)生產(chǎn)更多的基因編輯癌癥模型，以更好地模擬人類癌癥表型，并能夠深入探索癌癥發(fā)生發(fā)展的機(jī)制，同時(shí)用于臨床前藥物測(cè)試、開(kāi)發(fā)創(chuàng)新藥物和生物治療劑等。

2.1.4 人類代謝性疾病豬模型

人類代謝性疾病是由于某個(gè)代謝環(huán)節(jié)障礙而引起的疾病，一般受遺傳和環(huán)境因素兩方面的影響。常見(jiàn)的代謝性疾病包括脂肪營(yíng)養(yǎng)不良、肌肉營(yíng)養(yǎng)不良、肥胖、糖尿病、代謝性肝病、動(dòng)脈粥樣硬化(高血脂、高膽固醇)等。與人類代謝性疾病相關(guān)的遺傳修飾豬模型詳見(jiàn)表5。

糖尿病是一種伴有嚴(yán)重并發(fā)癥的慢性疾病，目前已成為危害公眾健康的疾病之一。眾多的遺傳修飾豬模型已經(jīng)成功用于糖尿病研究。例如：胰島素基因突變可能導(dǎo)致永久性新生兒糖尿病(per-manent neonatal diabetes mellitus, PNDM)，INS轉(zhuǎn)基因豬在出生后不久血糖升高，隨后出現(xiàn)體重下降、空腹胰島素水平下降以及β細(xì)胞分泌胰島素顯著減少等糖尿病表型[102]；基因敲除仔豬表現(xiàn)出典型的糖尿病癥，如血糖水平較高，且在尿液中檢測(cè)到葡萄糖，這些仔豬的胰腺中沒(méi)有胰島素的表達(dá)[103]，該模型可用于糖尿病的治療研究，用于測(cè)試新藥的有效性和安全性，并為胰島移植研究提供最佳移植受體；轉(zhuǎn)基因克隆豬在口服葡萄糖耐量試驗(yàn)中也顯示葡萄糖負(fù)荷后血糖水平顯著升高，進(jìn)一步分析發(fā)現(xiàn)克隆豬的胰島較小且形狀不規(guī)則，且檢測(cè)到胰島素分泌不足，可作為3型成熟型青年糖尿病的豬模型[104]；葡萄糖依賴性促胰島素分泌多肽(glucose-dependent insulinotropic polypeptide, GIP)的促胰島素作用在2型糖尿病中受損，研究人員利用胰島中表達(dá)GIP受體(GIPRdn)的轉(zhuǎn)基因豬模型證明了GIP在胰島素分泌、β細(xì)胞增殖中的重要作用[105]；胰島淀粉樣多肽(islet amyloid polypeptide, IAPP)的形成可影響正常的糖脂代謝，而成熟的人類IAPP蛋白(human islet amyloid polypeptide, hIAPP)具有很強(qiáng)的錯(cuò)折疊傾向，被認(rèn)為是胰島淀粉樣變的主要原因之一，hIAPP的沉積則被認(rèn)為是2型糖尿病的主要原因之一。Zou等[106]利用CRISPR成功制備了基因人源化小型豬，豬可用于進(jìn)一步研究2型糖尿病的發(fā)病機(jī)制和相關(guān)并發(fā)癥的研究；此外，Kong等[107]利用組織特異多順?lè)醋酉到y(tǒng)制備了表達(dá)、和的轉(zhuǎn)基因豬，為有效模擬多基因代謝疾病提供了新的豬模型。

表5 人類代謝性疾病相關(guān)的遺傳修飾豬模型

Zhang等[108]利用CRISPR技術(shù)成功構(gòu)建了靶向敲入3個(gè)人源的疾病風(fēng)險(xiǎn)基因(、和)的代謝性轉(zhuǎn)基因豬模型。進(jìn)一步分析發(fā)現(xiàn)，該豬模型與人類代謝疾病高度一致，通過(guò)短期飲食干預(yù)，該模型表現(xiàn)出2型糖尿病的早期癥狀，包括糖耐量異常、胰腺脂質(zhì)浸潤(rùn)、胰島肥大、肝小葉炎癥和脂肪組織炎癥等[108]。為代謝性疾病的臨床研究提供了一個(gè)有價(jià)值的大動(dòng)物模型。

高甘油三酯血癥被認(rèn)為是冠心病的獨(dú)立危險(xiǎn)因素，其中載脂蛋白ApoCIII與血漿甘油三酸酯水平密切相關(guān)，因此被認(rèn)為是主要的促成因素之一。雖然轉(zhuǎn)基因小鼠已被用于研究高甘油三酯血癥的動(dòng)物模型，但小鼠的脂蛋白代謝特征與人類有很大差異。Wei等[109]通過(guò)核移植制備了表達(dá)人的轉(zhuǎn)基因小型豬；進(jìn)一步分析顯示，與非轉(zhuǎn)基因?qū)φ战M相比，轉(zhuǎn)基因豬在飼喂日糧時(shí)血漿甘油三酯水平顯著升高且血漿甘油三酯清除明顯延遲，肝素后血漿中脂蛋白脂肪酶活性顯著降低?？傊?，該高甘油三酯血癥轉(zhuǎn)基因小型豬模型，對(duì)于研究與動(dòng)脈粥樣硬化疾病相關(guān)的高脂血癥具有重要價(jià)值。此外有研究表明，基因中的D374Y功能獲得突變可導(dǎo)致嚴(yán)重的常染色體顯性高膽固醇血癥，并加速人類動(dòng)脈粥樣硬化[110]。因此，Al-Mashhadi等[110]制備了肝臟特異性表達(dá)人D374Y的豬模型，D374Y-轉(zhuǎn)基因豬顯示肝臟低密度脂蛋白(low density lipoprotein, LDL)受體水平降低，LDL清除受損，嚴(yán)重高膽固醇血癥，同時(shí)可以通過(guò)無(wú)創(chuàng)成像可視化的觀察動(dòng)脈粥樣硬化病變的發(fā)生發(fā)展過(guò)程。

隨著基因編輯技術(shù)的發(fā)展，越來(lái)越多的基因編輯小型豬被用于動(dòng)脈粥樣硬化等人類心血管疾病的研究?？茖W(xué)家們先后制備了載脂蛋白E (apolipo-protein E,)敲除[111]、低密度脂蛋白受體(low density lipoprotein receptor,)敲除[112]以及和雙敲除的豬模型[113]。其中，?/?豬飼喂正常日糧時(shí)，豬的血漿膽固醇水平適度升高，但在喂食高脂高膽固醇(high fat and high cholesterol, HFHC)飲食6個(gè)月后，豬的主動(dòng)脈和冠狀動(dòng)脈出現(xiàn)嚴(yán)重的高膽固醇血癥，并自發(fā)形成似人類動(dòng)脈粥樣硬化病變；在敲除的豬模型中，當(dāng)喂食標(biāo)準(zhǔn)的豬飼料(低脂、無(wú)膽固醇)時(shí)，+/–豬的總膽固醇(total cholesterol, TC)和LDL呈現(xiàn)中度但持續(xù)的增加，而?/?豬的TC和LDL水平顯著升高。?/?豬的嚴(yán)重高膽固醇血癥導(dǎo)致冠狀動(dòng)脈和腹主動(dòng)脈的動(dòng)脈粥樣硬化病變，類似于人類動(dòng)脈粥樣硬化。當(dāng)喂食含有天然脂肪和膽固醇來(lái)源的食物時(shí)，這些表型更加嚴(yán)重，并在更短的時(shí)間內(nèi)形成[112]；和雙等位基因敲除豬基因修飾仔豬的血清生化分析表明，低密度脂蛋白膽固醇(LDL cholesterol, LDL-C)、TC和載脂蛋白B (apolipoprotein B, APOB)水平顯著升高[113]。在小腸中高度表達(dá)，并在飲食膽固醇吸收和膽汁膽固醇再吸收中發(fā)揮關(guān)鍵作用，敲除豬模型可用于膽固醇吸收方面的研究[114]。綜上所述，這幾個(gè)小型豬模型對(duì)家族性高膽固醇血癥和動(dòng)脈粥樣硬化等人類心血管疾病的研究具有重要價(jià)值。

2.2 人類疾病豬模型研究瓶頸

豬在解剖結(jié)構(gòu)、代謝、生理生化等特征方面比小鼠更接近于人類，因此在作為人類發(fā)育與代謝疾病模型方面具有其他動(dòng)物不可替代的優(yōu)勢(shì)。然而區(qū)別于以小鼠模型為基礎(chǔ)的IKMC和IMPC計(jì)劃，豬模型由于在資金、技術(shù)以及管理上的特殊性，關(guān)于規(guī)?；苽湄i模型的計(jì)劃在國(guó)際上遲遲未能開(kāi)展，科研人員至今只是零星的、有針對(duì)性地對(duì)特異基因進(jìn)行探索性地嘗試，不夠系統(tǒng)，缺乏規(guī)劃，資源整合度不高。其主要瓶頸在于規(guī)?；苽渫蛔冐i模型技術(shù)的缺乏。最近，中國(guó)農(nóng)業(yè)大學(xué)吳森團(tuán)隊(duì)創(chuàng)建了不依賴于同源重組的靶向性基因捕獲系統(tǒng)HIT- trapping[115]，以及哺乳動(dòng)物全基因組PB-CRISPR文庫(kù)[116]，可實(shí)現(xiàn)高效率、規(guī)?；幕蚓庉?，可為模式豬的規(guī)?；苽涮峁┬碌募夹g(shù)工具。此外，還存在重要疾病模型豬數(shù)量少且缺乏系統(tǒng)深入的追蹤研究。因此，未來(lái)需要針對(duì)某一類疾病利用規(guī)?；庉嬍侄沃苽湎鄳?yīng)的疾病模型豬，從而進(jìn)行系統(tǒng)化研究。

3 遺傳修飾豬在異種器官移植方向的應(yīng)用

3.1 推進(jìn)異種器官移植研究能夠有效解決器官移植供需矛盾的突出問(wèn)題

器官移植是治療終末期器官功能衰竭的最有效途徑，我國(guó)器官移植經(jīng)歷了從無(wú)到有，從探索到成功，歷經(jīng)半個(gè)多世紀(jì)幾代人的努力，成為世界第二大器官移植的國(guó)家。但器官資源短缺是一個(gè)世界性難題，美國(guó)每年等待器官移植患者達(dá)到11萬(wàn)例，完成移植的有3萬(wàn)例，供求比接近1∶4。我國(guó)每年約有30萬(wàn)名患者需要器官移植，但每年器官移植手術(shù)僅1.8萬(wàn)例左右，供需比接近1∶17[117]。器官來(lái)源短缺已成為亟待解決的社會(huì)問(wèn)題，異種器官移植可能是解決這一難題的重要途徑[118]。

異種移植作為器官移植領(lǐng)域的技術(shù)高地，將其研究轉(zhuǎn)化為臨床應(yīng)用將有不可估量的社會(huì)經(jīng)濟(jì)效益。美國(guó)、德國(guó)等歐美國(guó)家在此領(lǐng)域的研究成果層出不窮，德國(guó)和歐盟政府已投巨資進(jìn)行了相關(guān)研究，力求搶占該領(lǐng)域的制高點(diǎn)。中國(guó)的異種器官移植研究較晚，但近10年來(lái)發(fā)展很快，國(guó)家和地方先后立項(xiàng)10余項(xiàng)，特別是供體豬制備方面與國(guó)外差距很小。

3.2 推進(jìn)異種器官移植研究是占領(lǐng)前沿醫(yī)療科技制高點(diǎn)的重要機(jī)會(huì)

1905年法國(guó)第一例異種腎移植取得成功，1964年異種腎移植臨床實(shí)驗(yàn)取得成功，1966年美國(guó)首次異種移植臨床試驗(yàn)取得成功[119]，2002年(α-1,3-半乳糖基轉(zhuǎn)移酶，α-1,3-galactosyltransferase)基因敲除豬(GTKO)的出現(xiàn)更是進(jìn)一步促進(jìn)了異種移植供體豬的研究[120]。2019年10月，美國(guó)哈佛醫(yī)學(xué)院麻省總醫(yī)院團(tuán)隊(duì)成功將基因工程改造的豬皮膚用于人類燒傷傷口的覆蓋。這是第一例由美國(guó)FDA批準(zhǔn)的非人類器官移植臨床試驗(yàn)，也是首次成功將基因編輯的動(dòng)物組織直接移植到人類傷口上的嘗試。

2020年1月2日，雜志將異種移植進(jìn)入人體臨床實(shí)驗(yàn)列入年度展望的十大科學(xué)頭條，同年12月美國(guó)食品和藥物管理局(FDA)批準(zhǔn)了美國(guó)聯(lián)合治療公司(United Therapeutics Corporation)的子公司Revivicor研發(fā)的GalSafe (去除α-gal糖蛋白)豬在食用和醫(yī)學(xué)上的雙用途。2021年9～12月，美國(guó)紐約大學(xué)朗格尼醫(yī)學(xué)中心先后將GalSafe豬腎臟移植到腦死亡患者身上，豬腎與受者腿部血管連接并保持在體外，在移植后觀察了54個(gè)小時(shí)，結(jié)果顯示：豬腎臟移植后立即開(kāi)始工作，產(chǎn)生尿液和代謝廢物，期間第6、24、48和54小時(shí)的豬腎臟活檢未發(fā)現(xiàn)超急性排斥反應(yīng)或抗體介導(dǎo)的排斥反應(yīng)跡象[121]。2021年9月，美國(guó)阿拉巴馬大學(xué)團(tuán)隊(duì)將一只10基因修飾(敲除豬的3種抗原基因和生長(zhǎng)激素受體，表達(dá)兩種補(bǔ)體調(diào)節(jié)蛋白、兩種凝血調(diào)節(jié)蛋白及兩種免疫調(diào)節(jié)基因)豬的腎臟移植到腦死亡患者身上，術(shù)后觀察74個(gè)小時(shí)，未發(fā)生超急性排斥反應(yīng)[122]。2022年6～7月，美國(guó)紐約大學(xué)朗格尼醫(yī)學(xué)中心繼腎臟移植之后，開(kāi)展了兩例豬心臟向腦死亡患者的移植實(shí)驗(yàn)[121]。

美國(guó)馬里蘭大學(xué)醫(yī)學(xué)院在獲取FDA的緊急授權(quán)后，2022年1月7日成功將10基因修飾豬的心臟移植到一名57歲男性心衰患者體內(nèi)，術(shù)后42天內(nèi)未觀察到排斥現(xiàn)象，表明經(jīng)基因編輯后的動(dòng)物心臟可以在人體內(nèi)發(fā)揮作用且不會(huì)立即被排斥。令人遺憾的是，在術(shù)后第43天和術(shù)后第50天都注射了免疫球蛋白用于預(yù)防潛在的感染風(fēng)險(xiǎn)，隨后出現(xiàn)病情惡化，患者在第59天時(shí)去世。另外值得關(guān)注的是，豬巨細(xì)胞病毒(pig cytomegalovirus, PCMV)也可能是這次移植案例中引起失敗的重要原因。但這一里程碑式的科學(xué)事件，為異種器官移植的未來(lái)帶來(lái)了希望，再次推動(dòng)了異種移植進(jìn)入臨床研究[121]。

3.3 豬做為異種器官移植供體的主要優(yōu)勢(shì)和研究現(xiàn)狀

自20世紀(jì)90年代開(kāi)始，豬被公認(rèn)為是最佳的異種器官移植供體來(lái)源，豬的主要生理指標(biāo)與人存在許多相似之處。國(guó)內(nèi)外研究表明，豬的心率、血壓、腎臟大小和腎小球?yàn)V過(guò)率、內(nèi)生肌酐清除率等主要生理指標(biāo)都與人接近或一致，且與靈長(zhǎng)類動(dòng)物模型相比，具有繁殖快、基因修飾難度相對(duì)較低等優(yōu)點(diǎn)[123]。豬到非人靈長(zhǎng)類動(dòng)物(non-human primates, NHP)的移植模型被引入異種移植基礎(chǔ)研究多年，其腎臟、心臟在非人靈長(zhǎng)類體內(nèi)已經(jīng)能夠長(zhǎng)期存活，腎臟移植最長(zhǎng)達(dá)到557天，原位心臟移植195天，異位心臟移植945天[124, 125]。

由于人和豬之間在進(jìn)化上的巨大差異，直接進(jìn)行豬到人的器官移植會(huì)產(chǎn)生強(qiáng)烈的免疫排斥反應(yīng)，導(dǎo)致移植失敗。因此，進(jìn)行異種移植前需要對(duì)供體豬進(jìn)行基因改造，具體信息如圖2所示?；蚋脑煲环矫嫘枰档鸵浦参锏拿庖咴?，減少移植后的免疫排斥反應(yīng)；另一方面需要增強(qiáng)豬器官/組織/細(xì)胞對(duì)人補(bǔ)體系統(tǒng)和凝血系統(tǒng)的兼容性[117,126]。

3.3.1 敲除豬基因，消除α-Gal引起的超急性排斥

豬血管內(nèi)皮等細(xì)胞表達(dá)的1,3-α-Gal糖鏈不存在于人類，可被人體內(nèi)天然的抗α-Gal抗體識(shí)別而產(chǎn)生超急性免疫排斥反應(yīng)(hyperacute rejection, HAR)。在基因工程技術(shù)尚未應(yīng)用的早期，人們就利用多種方法中和抗Gal抗體以消除超急性排斥反應(yīng)。Phelps等[127]和Lai等[128]相繼完成了敲除豬基因，為消除Gal糖鏈引起的超急性免疫排斥反應(yīng)做出了卓越的貢獻(xiàn)。

3.3.2 敲除豬和基因，消除Sda和Neu5Gc引起的排斥反應(yīng)

基因敲除基本解決了異種器官移植超急性排斥反應(yīng)，然而人們?cè)诓捎檬Щ詈蟮呢i器官進(jìn)行異種器官移植仍然會(huì)出現(xiàn)抗體的沉積、補(bǔ)體的激活和微血管血栓的形成。進(jìn)一步研究發(fā)現(xiàn)，豬的細(xì)胞表面還存在多種抗原，包括豬Sda血型抗原和N-羥乙酰神經(jīng)氨酸(N-glycolylneuraminic acid, Neu5Gc)。豬Sda抗原是由豬的一種β-1,4-N-乙酸氨基半乳糖轉(zhuǎn)移酶(β-1,4-N-acetyl-galactosa-minyltrans-ferase 2, B4GalNT2)催化合成[129]。Neu5Gc抗原是由單磷酸胞嘧啶-N-乙酰神經(jīng)氨酸羥化酶(cytidine monophospho-N-acetylneuraminic acid hydroxylase, CMAH)催化生成的一種唾液酸[130]。Sda血型抗原和Neu5Gc蛋白是重要的non-Gal抗原，這兩個(gè)基因的敲除進(jìn)一步降低了豬對(duì)人異種抗體的結(jié)合[131]。

圖2 異種移植供體豬的基因改造

異種移植主要面臨異種抗原、補(bǔ)體/凝血系統(tǒng)不兼容和細(xì)胞性排斥的問(wèn)題。針對(duì)這三大問(wèn)題，用于異種移植的遺傳修飾豬模型主要從三大異種抗原敲除、轉(zhuǎn)入補(bǔ)體調(diào)節(jié)蛋白、轉(zhuǎn)入凝血調(diào)節(jié)蛋白和抑制細(xì)胞性排斥4個(gè)方面進(jìn)行基因改造。

3.3.3 在豬體內(nèi)表達(dá)人補(bǔ)體調(diào)節(jié)蛋白CD55、CD46抑制補(bǔ)體激活

除上述3大異種抗原外，豬細(xì)胞表面還存在著一些異種抗原，會(huì)被其他滴度較低的抗體識(shí)別，引發(fā)補(bǔ)體介導(dǎo)的體液性排斥。補(bǔ)體調(diào)節(jié)蛋白是一類可以保護(hù)組織細(xì)胞免受自身補(bǔ)體系統(tǒng)攻擊的調(diào)節(jié)蛋白。通過(guò)在豬血管內(nèi)皮等細(xì)胞表面表達(dá)人源的補(bǔ)體調(diào)節(jié)蛋白，可以較好的抑制人的補(bǔ)體系統(tǒng)對(duì)移植物的殺傷[132]。CD46能夠在經(jīng)典和旁路兩條途徑中同時(shí)發(fā)揮調(diào)控補(bǔ)體激活的功能，通過(guò)裂解補(bǔ)體C3、C4來(lái)減少補(bǔ)體的結(jié)合[133]；CD55能夠競(jìng)爭(zhēng)性結(jié)合補(bǔ)體C4，減少經(jīng)典途徑下C3轉(zhuǎn)化酶的生成，從而抑制了攻膜復(fù)合物的形成[134]。

3.3.4 在豬體內(nèi)表達(dá)人THBD、EPCR、TFPI和CD39增強(qiáng)凝血系統(tǒng)的兼容性

異種移植在解決了超急性排斥、補(bǔ)體介導(dǎo)的細(xì)胞毒作用之后，還面臨著移植物廣泛的微血管血栓和移植受體的凝血紊亂問(wèn)題，凝血紊亂涉及抗體、補(bǔ)體、固有免疫細(xì)胞以及血小板等多種因素的相互作用[135]。豬的組織因子途徑抑制劑(tissue factor pathway inhibitors, TFPI)不能有效抑制人因子X(jué)a和VIIa/TF(組織因子)復(fù)合物以防止凝血酶形成[136]。同樣，豬血栓調(diào)節(jié)蛋白(thrombomodulin, THBD)不能與人凝血酶相結(jié)合，無(wú)法活化抗血栓的蛋白C (activity protein C, APC)。除此之外，豬CD39在內(nèi)皮細(xì)胞活化后會(huì)失活，其表達(dá)不足以抑制人血小板聚集[137]。其中THBD及內(nèi)皮細(xì)胞蛋白C受體 (endothelial cell protein C receptor, EPCR)在豬到猴的異種心臟移植實(shí)驗(yàn)中，使受體猴長(zhǎng)期存活狀況得到明顯改善[135]。

3.3.5 在豬體內(nèi)表達(dá)人、基因，減少細(xì)胞性排斥

CD47蛋白在體內(nèi)的各類細(xì)胞上廣泛性表達(dá)，能夠與髓系細(xì)胞(特別是巨噬細(xì)胞)表面受體SIPAα (signal regulatory protein-α)相互識(shí)別，區(qū)分自我和非我的細(xì)胞，而豬CD47蛋白不能與人SIPAα受體相互識(shí)別，會(huì)導(dǎo)致巨噬細(xì)胞引發(fā)的細(xì)胞性排斥反應(yīng)，這在異種移植中較為明顯[138]。NK細(xì)胞能夠識(shí)別自身的MHCI類分子而被抑制，人白細(xì)胞抗原(human leukocyte antigen, HLA)與豬白細(xì)胞抗原(Swine leukocyte antigen, SLA)存在差異，在轉(zhuǎn)入基因后能夠減少來(lái)自NK細(xì)胞造成的損傷[139]。

3.4 提高供體豬的生物安全和優(yōu)化基因改造

近年來(lái)，CRISPR/Cas9技術(shù)在分子生物學(xué)領(lǐng)域得到廣泛應(yīng)用，成功實(shí)現(xiàn)了多基因同時(shí)敲除、依賴于CRISPR/Cas9的外源基因定點(diǎn)敲入等，配合日益成熟的克隆豬制備技術(shù)，使多基因修飾豬的改造速度駛?cè)肟燔嚨?，在一頭豬中實(shí)現(xiàn)多基因的同時(shí)修飾成為可能。美國(guó)Revivicor、eGenesis公司先后宣布獲得10基因(4KO·6TG)、13基因(PERVKO·3KO·9TG)異種移植供體豬。

同時(shí)，異種移植面臨生物安全問(wèn)題。生物安全問(wèn)題主要是指種間交叉感染的風(fēng)險(xiǎn)，例如病原傳播、內(nèi)源性逆轉(zhuǎn)錄病毒感染等，因?yàn)槲唇?jīng)凈化的豬只可能會(huì)攜帶導(dǎo)致人類感染的病原體，包括彎曲桿菌、傷寒沙門氏菌等細(xì)菌，也包括圓環(huán)病毒、豬巨細(xì)胞病毒、豬逆轉(zhuǎn)錄病毒等。針對(duì)移植器官的病原體感染風(fēng)險(xiǎn)，目前可以通過(guò)建設(shè)屏障環(huán)境，結(jié)合剖腹產(chǎn)手術(shù)培育無(wú)特定病原體(designated pathogen free, DPF)的異種移植供體豬。2017年美國(guó)哈佛大學(xué)楊璐菡?qǐng)F(tuán)隊(duì)利用CRISPR/Cas9技術(shù)完成了豬內(nèi)源性逆轉(zhuǎn)錄病毒(porcine endogenous retrovirus, PERV)相關(guān)基因的敲除，去除了豬內(nèi)源性病毒感染風(fēng)險(xiǎn)，同時(shí)證明：攜帶內(nèi)源性病毒的豬不會(huì)將病毒傳染給胚胎，無(wú)內(nèi)源性病毒感染的小豬在生長(zhǎng)過(guò)程中也不會(huì)重新被PERV病毒感染，人內(nèi)源性病毒逆轉(zhuǎn)錄酶也不能引起豬內(nèi)源性病毒的繼續(xù)復(fù)制[140]。但PERV敲除的必要性、對(duì)人的感染性以及對(duì)豬基因組的破壞等方面仍存在較多爭(zhēng)議，美國(guó)FDA未將其列入必需范圍，供體豬無(wú)PERV-C亞型即可。目前完成的數(shù)例豬到人心臟、腎臟移植實(shí)驗(yàn)中也均未采用PERVKO豬，但會(huì)進(jìn)行病原體和PERV的感染監(jiān)測(cè)[122]。

此外，在供體豬的外源基因表達(dá)和移植手術(shù)免疫抑制劑方案上，也進(jìn)行了更多深入的研究。臨床醫(yī)生的觀點(diǎn)似乎更傾向于選擇并不是那么復(fù)雜的基因型，但所挑選的每個(gè)基因要具備很好的保護(hù)效果。美國(guó)哈佛醫(yī)學(xué)院David K.C Cooper教授在2021年9月召開(kāi)的異種移植大會(huì)上也提出：改造的基因數(shù)量并非越多越好，基因表達(dá)量也應(yīng)處于合適的范圍內(nèi)[141]。這對(duì)供體豬的改造策略提出了更高的要求。非臨床免疫制劑Anti-CD40 mAb在豬到猴的異種移植實(shí)驗(yàn)中被證實(shí)具有針對(duì)性的保護(hù)效果，開(kāi)發(fā)適用于異種移植的免疫抑制劑也是需要解決的問(wèn)題[133]。

3.5 異種移植研究仍面臨諸多挑戰(zhàn)

雖然異種器官移植的技術(shù)難題相繼被攻破，但在未來(lái)仍存在倫理、監(jiān)管等諸多障礙。當(dāng)下異種器官移植正處于風(fēng)口浪尖，科技的每一次重大進(jìn)步必然會(huì)對(duì)倫理道德提出更高的要求，而倫理道德的高標(biāo)準(zhǔn)又指引科學(xué)技術(shù)朝著正確方向邁進(jìn)，但最終目的都是為人類健康服務(wù)。

4 結(jié)語(yǔ)與展望

豬在解剖學(xué)尺寸和結(jié)構(gòu)、生理學(xué)、免疫學(xué)以及基因組等方面與人類具有很高的相似性，因此豬作為大型模式動(dòng)物在人類生物醫(yī)學(xué)研究中相比嚙齒類動(dòng)物更受歡迎。此外，得益于基因編輯技術(shù)的快速發(fā)展，在分子育種、人類疾病構(gòu)建以及異種器官移植領(lǐng)域的豬模型相關(guān)科研成果不斷涌現(xiàn)。

近年來(lái)，中國(guó)農(nóng)業(yè)大學(xué)、中國(guó)科學(xué)院動(dòng)物研究所、中國(guó)農(nóng)業(yè)科學(xué)院畜牧獸醫(yī)研究所、四川省人民醫(yī)院等多家科研院所系統(tǒng)開(kāi)展了基因修飾豬模型方面的研究，建立了具有國(guó)際領(lǐng)先地位的豬模型研究平臺(tái)，在分子育種、人類疾病模型構(gòu)建以及異種器官移植方面取得了一系列原創(chuàng)性成果。此外，由中國(guó)農(nóng)業(yè)大學(xué)主導(dǎo)的豬表型與遺傳研究設(shè)施將建設(shè)成為集培育、表型與遺傳分析于一體的可以對(duì)豬進(jìn)行全尺度、多方位研究的大型綜合研究設(shè)施。該設(shè)施也將成為世界上第一個(gè)實(shí)現(xiàn)將豬做成模式動(dòng)物功能的大型綜合研究設(shè)施，這是在我國(guó)乃至國(guó)際上的一個(gè)創(chuàng)舉性的工作。大設(shè)施致力于解決表型和基因遺傳機(jī)制中的核心生命科學(xué)問(wèn)題，在心血管疾病、代謝性疾病、醫(yī)藥健康、器官移植等多方面進(jìn)行戰(zhàn)略重大布局，并積極推動(dòng)畜牧業(yè)健康快速發(fā)展，建立在國(guó)際種業(yè)競(jìng)爭(zhēng)中的優(yōu)勢(shì)地位。該設(shè)施的建設(shè)必將確立我國(guó)在國(guó)際上以豬為模式動(dòng)物開(kāi)展生命科學(xué)研究的領(lǐng)先地位，推動(dòng)相關(guān)領(lǐng)域前沿技術(shù)研究成果的轉(zhuǎn)化應(yīng)用，為人類疾病治療、醫(yī)藥研發(fā)、異種器官移植、動(dòng)物育種等領(lǐng)域提供重大平臺(tái)支撐。

綜上所述，基因編輯的大動(dòng)物豬模型將是未來(lái)研究人類生命活動(dòng)規(guī)律的重要參考，也是突破傳統(tǒng)模式動(dòng)物研究瓶頸的新途徑和新希望。結(jié)合迅猛發(fā)展的基因編輯技術(shù)，建立一批具有自主知識(shí)產(chǎn)權(quán)、在生物醫(yī)學(xué)及新藥研發(fā)等領(lǐng)域有重要價(jià)值的人類重大疾病小型豬模型，對(duì)了解基因功能、闡明相關(guān)疾病發(fā)病機(jī)理、尋找疾病早期分子標(biāo)志、研究新的治療方法、驗(yàn)證新的藥物靶標(biāo)和開(kāi)發(fā)新藥具有重要意義，從而提升我國(guó)相關(guān)研究領(lǐng)域的自主創(chuàng)新能力和生物醫(yī)藥產(chǎn)業(yè)的競(jìng)爭(zhēng)力。同時(shí)，智能分子設(shè)計(jì)育種符合我國(guó)現(xiàn)代畜牧業(yè)發(fā)展的需求，對(duì)進(jìn)一步加快養(yǎng)殖園區(qū)建設(shè)，加強(qiáng)品種改良和疫病防控，提升質(zhì)量效益，盡快形成一批優(yōu)質(zhì)畜牧產(chǎn)品生產(chǎn)供應(yīng)基地，推動(dòng)全國(guó)現(xiàn)代畜牧業(yè)發(fā)展具有重要的意義。

[1] Austin CP, Battey JF, Bradley A, Bucan M, Capecchi M, Collins FS, Dove WF, Duyk G, Dymecki S, Eppig JT, Grieder FB, Heintz N, Hicks G, Insel TR, Joyner A, Koller BH, Lloyd KCK, Magnuson T, Moore MW, Nagy A, Pollock JD, Roses AD, Sands AT, Seed B, Skarnes WC, Snoddy J, Soriano P, Stewart DJ, Stewart F, Stillman B, Varmus H, Varticovski L, Verma IM, Vogt TF, von Melchner H, Witkowski J, Woychik RP, Wurst W, Yancopoulos GD, Young SG, Zambrowicz B. The knockout mouse project, 2004, 36(9): 921–924.

[2] Bradley A, Anastassiadis K, Ayadi A, Battey JF, Bell C, Birling MC, Bottomley J, Brown SD, Bürger A, Bult CJ, Bushell W, Collins FS, Desaintes C, Doe B, Economides A, Eppig JT, Finnell RH, Fletcher C, Fray M, Frendewey D, Friedel RH, Grosveld FG, Hansen J, Herault Y, Hicks G, H?rlein A, Houghton R, de Angelis MH, Huylebroeck D, Iyer V, de Jong PJ, Kadin JA, Kaloff C, Kennedy K, Koutsourakis M, Lloyd KCK, Marschall S, Mason J, McKerlie C, McLeod MP, von Melchner H, Moore M, Mujica AO, Nagy A, Nefedov M, Nutter LM, Pavlovic G, Peterson JL, Pollock J, Ramirez-Solis R, Rancourt DE, Raspa M, Remacle JE, Ringwald M, Rosen B, Rosenthal N, Rossant J, Ruiz Noppinger P, Ryder E, Schick JZ, Schnütgen F, Schofield P, Seisenberger C, Selloum M, Simpson EM, Skarnes WC, Smedley D, Stanford WL, Stewart AF, Stone K, Swan K, Tadepally H, Teboul L, Tocchini- Valentini GP, Valenzuela D, West AP, Yamamura KI, Yoshinaga Y, Wurst W. The mammalian gene function resource: the International Knockout Mouse Consortium, 2012, 23(9–10): 580–586.

[3] Brown SDM, Moore MW. The International Mouse Phenotyping Consortium: past and future perspectives on mouse phenotyping, 2012, 23(9–10): 632–640.

[4] Godfray HCJ, Beddington JR, Crute IR, Haddad L, Lawrence D, Muir JF, Pretty J, Robinson S, Thomas SM, Toulmin C. Food security: the challenge of feeding 9 billion people, 2010, 327(5967): 812–818.

[5] McMichael AJ. Insights from past millennia into climatic impacts on human health and survival, 2012, 109(13): 4730–4737.

[6] Foley JA, Ramankutty N, Brauman KA, Cassidy ES, Gerber JS, Johnston M, Mueller ND, O'Connell C, Ray DK, West PC, Balzer C, Bennett EM, Carpenter SR, Hill J, Monfreda C, Polasky S, Rockstr?m J, Sheehan J, Siebert S, Tilman D, Zaks DPM. Solutions for a cultivated planet, 2011, 478(7369): 337–342.

[7] Tilman D, Balzer C, Hill J, Befort BL. Global food demand and the sustainable intensification of agri-culture, 2011, 108(50): 20260–20264.

[8] Zhao JG, Lai LX, Ji WZ, Zhou Q. Genome editing in large animals: current status and future prospects, 2019, 6(3): 402–420.

[9] Perisse IV, Fan ZQ, Singina GN, White KL, Polejaeva IA. Improvements in gene editing technology boost its applications in livestock, 2021, 11: 614688.

[10] Proudfoot C, Mcfarlane G, Whitelaw B, Lillico S. Livestock breeding for the 21st century: the promise of the editing revolution, 2020, 7(2): 129–135.

[11] Song RG, Wang Y, Wang YF, Zhao JG. Base editing in pigs for precision breeding, 2020, 7(2): 161–170.

[12] Aiello D, Patel K, Lasagna E. The myostatin gene: an overview of mechanisms of action and its relevance to livestock animals, 2018, 49(6): 505–519.

[13] Mosher DS, Quignon P, Bustamante CD, Sutter NB, Mellersh CS, Parker HG, Ostrander EA. A mutation in the myostatin gene increases muscle mass and enhances racing performance in heterozygote dogs, 2007, 3(5): e79.

[14] Boman IA, Klemetsdal G, Blichfeldt T, Nafstad O, V?ge DI. A frameshift mutation in the coding region of the myostatin gene (MSTN) affects carcass conformation and fatness in Norwegian white sheep (), 2009, 40(4): 418–422.

[15] Grobet L, Martin LJ, Poncelet D, Pirottin D, Brouwers B, Riquet J, Schoeberlein A, Dunner S, Ménissier F, Massabanda J, Fries R, Hanset R, Georges M. A deletion in the bovine myostatin gene causes the double-muscled phenotype in cattle, 1997, 17(1): 71–74.

[16] McPherron AC, Lawler AM, Lee SJ. Regulation of skeletal muscle mass in mice by a new TGF-beta superfamily member, 1997, 387(6628): 83–90.

[17] Qian LL, Tang MX, Yang JZ, Wang QQ, Cai CB, Jiang SW, Li HG, Jiang K, Gao PF, Ma DZ, Chen YX, An XR, Li K, Cui WT. Targeted mutations in myostatin by zinc-finger nucleases result in double-muscled phenotype in Meishan pigs, 2015, 5: 14435.

[18] Wang KK, Ouyang HS, Xie ZC, Yao CG, Guo NN, Li MJ, Jiao HP, Pang DX. Efficient generation of myostatin mutations in pigs using the CRISPR/Cas9 system, 2015, 5: 16623.

[19] Bi YZ, Hua ZD, Liu XM, Hua WJ, Ren HY, Xiao HW, Zhang LP, Li L, Wang ZR, Laible G, Wang Y, Dong FM, Zheng XM. Isozygous and selectable marker-free MSTN knockout cloned pigs generated by the combined use of CRISPR/Cas9 and Cre/LoxP, 2016, 6: 31729.

[20] Zou YL, Li ZY, Zou YJ, Hao HY, Hu JX, Li N, Li QY. Generation of pigs with a Belgian Blue mutation in MSTN using CRISPR/Cpf1-assisted ssODN-mediated homologous recombination, 2019, 18(6): 1329–1336.

[21] Fan ZY, Liu ZG, Xu K, Wu TW, Ruan JX, Zheng XM, Bao SD, Mu YL, Sonstegard T, Li K. Long-term, multidomain analyses to identify the breed and allelic effects in MSTN-edited pigs to overcome lameness and sustainably improve nutritional meat production, 2022, 65(2): 362–375.

[22] Matika O, Robledo D, Pong-Wong R, Bishop SC, Riggio V, Finlayson H, Lowe NR, Hoste AE, Walling GA, Del-Pozo J, Archibald AL, Woolliams JA, Houston RD. Balancing selection at a premature stop mutation in the myostatin gene underlies a recessive leg weakness syndrome in pigs, 2019, 15(1): e1007759.

[23] Jeon JT, Carlborg O, T?rnsten A, Giuffra E, Amarger V, Chardon P, Andersson-Eklund L, Andersson K, Hansson I, Lundstr?m K, Andersson L. A paternally expressed QTL affecting skeletal and cardiac muscle mass in pigs maps to the IGF2 locus, 1999, 21(2): 157–158.

[24] Van Laere AS, Nguyen M, Braunschweig M, Nezer C, Collette C, Moreau L, Archibald AL, Haley CS, Buys N, Tally M, Andersson G, Georges M, Andersson L. A regulatory mutation in IGF2 causes a major QTL effect on muscle growth in the pig, 2003, 425(6960): 832–836.

[25] Younis S, Sch?nke M, Massart J, Hjortebjerg R, Sundstr?m E, Gustafson U, Bj?rnholm M, Krook A, Frystyk J, Zierath JR, Andersson L. The ZBED6-IGF2 axis has a major effect on growth of skeletal muscle and internal organs in placental mammals, 2018, 115(9): E2048–E2057.

[26] Xiang GH, Ren JL, Hai T, Fu R, Yu DW, Wang J, Li W, Wang HY, Zhou Q. Editing porcine IGF2 regulatory element improved meat production in Chinese Bama pigs, 2018, 75(24): 4619–4628.

[27] Liu XF, Liu HB, Wang M, Li RQ, Zeng JH, Mo DL, Cong PQ, Liu XH, Chen YS, He ZY. Disruption of the ZBED6 binding site in intron 3 of IGF2 by CRISPR/Cas9 leads to enhanced muscle development in Liang Guang Small Spotted pigs, 2019, 28(1): 141–150.

[28] Ye JW, Zhang Y, Xu JL, Zhang Q, Zhu DH. FBXO40, a gene encoding a novel muscle-specific F-box protein, is upregulated in denervation-related muscle atrophy, 2007, 404(1–2): 53–60.

[29] Shi J, Luo LQ, Eash J, Ibebunjo C, Glass DJ. The SCF-Fbxo40 complex induces IRS1 ubiquitination in skeletal muscle, limiting IGF1 signaling, 2011, 21(5): 835–847.

[30] Zou YL, Li ZY, Zou YJ, Hao HY, Li N, Li QY. An FBXO40 knockout generated by CRISPR/Cas9 causes muscle hypertrophy in pigs without detectable pathological effects, 2018, 498(4): 940–945.

[31] Kopecky J, Clarke G, Enerb?ck S, Spiegelman B, Kozak LP. Expression of the mitochondrial uncoupling protein gene from the aP2 gene promoter prevents genetic obesity, 1995, 96(6): 2914–2923.

[32] Zheng QT, Lin J, Huang JJ, Zhang HY, Zhang R, Zhang XY, Cao CW, Hambly C, Qin GS, Yao J, Song RG, Jia QT, Wang X, Li YS, Zhang N, Piao ZY, Ye RC, Speakman JR, Wang HM, Zhou Q, Wang YF, Jin WZ, Zhao JG. Reconstitution of UCP1 using CRISPR/Cas9 in the white adipose tissue of pigs decreases fat deposition and improves thermogenic capacity, 2017, 114(45): E9474–E9482.

[33] Wensvoort G, Terpstra C, Pol JM, ter Laak EA, Bloemraad M, de Kluyver EP, Kragten C, van Buiten L, den Besten A, Wagenaar F, Broekhuijsen JM, Moonen PLJM, Zetstra T, de Boer EA, Tibben HJ, de Jong MF, van't Veld P, Greenland GJR, van Gennep JA, Voets MT, Verheijden JHM, Braamskamp J. Mystery swine disease in The Netherlands: the isolation of Lelystad virus, 1991, 13(3): 121–130.

[34] Neumann EJ, Kliebenstein JB, Johnson CD, Mabry JW, Bush EJ, Seitzinger AH, Green AL, Zimmerman JJ. Assessment of the economic impact of porcine reproductive and respiratory syndrome on swine production in the United States, 2005, 227(3): 385–392.

[35] Murtaugh MP, Elam MR, Kakach LT. Comparison of the structural protein coding sequences of the VR-2332 and Lelystad virus strains of the PRRS virus, 1995, 140(8): 1451–1460.

[36] Tian KG, Yu XL, Zhao TZ, Feng YJ, Cao Z, Wang CB, Hu Y, Chen XZ, Hu DM, Tian XS, Liu D, Zhang S, Deng XY, Ding YQ, Yang L, Zhang YX, Xiao HX, Qiao MM, Wang B, Hou LL, Wang XY, Yang XY, Kang LP, Sun M, Jin P, Wang SJ, Kitamura Y, Yan JH, Gao GF. Emergence of fatal PRRSV variants: unparalleled outbreaks of atypical PRRS in China and molecular dissection of the unique hallmark, 2007, 2(6): e526.

[37] Calvert JG, Slade DE, Shields SL, Jolie R, Mannan RM, Ankenbauer RG, Welch SKW. CD163 expression confers susceptibility to porcine reproductive and respiratory syndrome viruses, 2007, 81(14): 7371–7379.

[38] Whitworth KM, Lee K, Benne JA, Beaton BP, Spate LD, Murphy SL, Samuel MS, Mao JD, O'Gorman C, Walters EM, Murphy CN, Driver J, Mileham A, McLaren D, Wells KD, Prather RS. Use of the CRISPR/Cas9 system to produce genetically engineered pigs from- derived oocytes and embryos, 2014, 91(3): 78.

[39] Whitworth KM, Rowland RRR, Ewen CL, Trible BR, Kerrigan MA, Cino-Ozuna AG, Samuel MS, Lightner JE, McLaren DG, Mileham AJ, Wells KD, Prather RS. Gene-edited pigs are protected from porcine reproductive and respiratory syndrome virus, 2016, 34(1): 20–22.

[40] Yang HQ, Zhang J, Zhang XW, Shi JS, Pan YF, Zhou R, Li GL, Li ZC, Cai GY, Wu ZF. CD163 knockout pigs are fully resistant to highly pathogenic porcine reproductive and respiratory syndrome virus, 2018, 151: 63–70.

[41] Burkard C, Lillico SG, Reid E, Jackson B, Mileham AJ, Ait-Ali T, Whitelaw CBA, Archibald AL. Precision engineering for PRRSV resistance in pigs: Macrophages from genome edited pigs lacking CD163 SRCR5 domain are fully resistant to both PRRSV genotypes while maintaining biological function, 2017, 13(2): e1006206.

[42] Wang HT, Shen LC, Chen JY, Liu XJ, Tan T, Hu YQ, Bai XF, Li YX, Tian KG, Li N, Hu XX. Deletion of CD163 exon 7 confers resistance to highly pathogenic porcine reproductive and respiratory viruses on pigs, 2019, 15(9): 1993–2005.

[43] Burkard C, Opriessnig T, Mileham AJ, Stadejek T, Ait-Ali T, Lillico SG, Whitelaw CBA, Archibald AL. Pigs lacking the scavenger receptor cysteine-rich domain 5 of CD163 are resistant to porcine reproductive and respiratory syndrome virus 1 infection, 2018, 92(16): e00415–e00418.

[44] Wells KD, Bardot R, Whitworth KM, Trible BR, Fang Y, Mileham A, Kerrigan MA, Samuel MS, Prather RS, Rowland RRR. Replacement of porcine CD163 scavenger receptor cysteine-rich domain 5 with a CD163-like homolog confers resistance of pigs to genotype 1 but not genotype 2 porcine reproductive and respiratory syndrome virus, 2017, 91(2): e01521–16.

[45] Chen JY, Wang HT, Bai JH, Liu WJ, Liu XJ, Yu DW, Feng T, Sun ZL, Zhang LL, Ma LY, Hu YQ, Zou YL, Tan T, Zhong J, Hu M, Bai XF, Pan DK, Xing YM, Zhao YF, Tian KG, Hu XX, Li N. Generation of pigs resistant to highly pathogenic-porcine reproductive and respiratory syndrome virus through gene editing of CD163, 2019, 15(2): 481–492.

[46] Chen L, Lin YL, Peng GQ, Li F. Structural basis for multifunctional roles of mammalian aminopeptidase N, 2012, 109(44): 17966–17971.

[47] Luo L, Wang SH, Zhu L, Fan BC, Liu T, Wang LF, Zhao PP, Dang YN, Sun P, Chen JW, Zhang YH, Chang XJ, Yu ZY, Wang HN, Guo RL, Li B, Zhang K. Aminopeptidase N-null neonatal piglets are protected from transmissible gastroenteritis virus but not porcine epidemic diarrhea virus, 2019, 9(1): 13186.

[48] Zhang J, Wu ZF, Yang HQ. Aminopeptidase N knockout pigs are not resistant to porcine epidemic diarrhea virus infection, 2019, 34(5): 592–595.

[49] Whitworth KM, Rowland RRR, Petrovan V, Sheahan M, Cino-Ozuna AG, Fang Y, Hesse R, Mileham A, Samuel MS, Wells KD, Prather RS. Resistance to coronavirus infection in amino peptidase N-deficient pigs, 2019, 28(1): 21–32.

[50] Stoian A, Rowland RRR, Petrovan V, Sheahan M, Samuel MS, Whitworth KM, Wells KD, Zhang JQ, Beaton B, Cigan M, Prather RS. The use of cells from ANPEP knockout pigs to evaluate the role of aminopeptidase N (APN) as a receptor for porcine deltacoronavirus (PDCoV), 2020, 541: 136– 140.

[51] Xu K, Zhou YR, Mu YL, Liu ZG, Hou SH, Xiong YJ, Fang LR, Ge CL, Wei YH, Zhang XL, Xu CJ, Che JJ, Fan ZY, Xiang GM, Guo JK, Shang HT, Li H, Xiao SB, Li JL, Li K. CD163 and pAPN double-knockout pigs are resistant to PRRSV and TGEV and exhibit decreased susceptibility to PDCoV while maintaining normal production performance, 2020, 9: e57132.

[52] Wang X, Li YF, Li LF, Shen L, Zhang LK, Yu JH, Luo YZ, Sun Y, Li S, Qiu HJ. RNA interference screening of interferon-stimulated genes with antiviral activities against classical swine fever virus using a reporter virus, 2016, 128: 49–56.

[53] Xie ZC, Pang DX, Yuan HM, Jiao HP, Lu C, Wang KK, Yang QB, Li MJ, Chen X, Yu TT, Chen XR, Dai Z, Peng YN, Tang XC, Li ZJ, Wang TD, Guo HC, Li L, Tu CC, Lai LX, Ouyang HS. Genetically modified pigs are protected from classical swine fever virus, 2018, 14(12): e1007193.

[54] Lu C, Pang DX, Li MJ, Yuan HM, Yu TT, Huang PX, Li JN, Chen X, Jiao HP, Xie ZC, Ouyang HS. CRISPR/ Cas9-mediated hitchhike expression of functional shRNAs at the porcine miR-17-92 cluster, 2019, 8(2): 113.

[55] Wang N, Zhao DM, Wang JL, Zhang YL, Wang M, Gao Y, Li F, Wang JF, Bu ZG, Rao ZH, Wang XX. Architecture of African swine fever virus and implications for viral assembly, 2019, 366(6465): 640–644.

[56] Sánchez-Torres C, Gómez-Puertas P, Gómez-del-Moral M, Alonso F, Escribano JM, Ezquerra A, Dominguez J. Expression of porcine CD163 on monocytes/ macrophages correlates with permissiveness to African swine fever infection, 2003, 148(12): 2307–2323.

[57] Popescu L, Gaudreault NN, Whitworth KM, Murgia MV, Nietfeld JC, Mileham A, Samuel M, Wells KD, Prather RS, Rowland RRR. Genetically edited pigs lacking CD163 show no resistance following infection with the African swine fever virus isolate, Georgia 2007/1, 2017, 501: 102–106.

[58] Song RG, Wang Y, Zheng QT, Yao J, Cao CW, Wang YF, Zhao JG. One-step base editing in multiple genes by direct embryo injection for pig trait improvement, 2022, 65(4): 739–752.

[59] Lunney JK. Advances in swine biomedical model genomics, 2007, 3(3): 179–184.

[60] Walters EM, Wolf E, Whyte JJ, Mao JD, Renner S, Nagashima H, Kobayashi E, Zhao JG, Wells KD, Critser JK, Riley LK, Prather RS. Completion of the swine genome will simplify the production of swine as a large animal biomedical model, 2012, 5: 55.

[61] Bailey AM, Mendicino M, Au P. An FDA perspective on preclinical development of cell-based regenerative medicine products, 2014, 32(8): 721–723.

[62] Warr A, Affara N, Aken B, Beiki H, Bickhart DM, Billis K, Chow W, Eory L, Finlayson HA, Flicek P, Girón CG, Griffin DK, Hall R, Hannum G, Hourlier T, Howe K, Hume DA, Izuogu O, Kim K, Koren S, Liu HB, Manchanda N, Martin FJ, Nonneman DJ, O'Connor RE, Phillippy AM, Rohrer GA, Rosen BD, Rund LA, Sargent CA, Schook LB, Schroeder SG, Schwartz AS, Skinner BM, Talbot R, Tseng E, Tuggle CK, Watson M, Smith TPL, Archibald AL. An improved pig reference genome sequence to enable pig genetics and genomics research, 2020, 9(6): giaa051.

[63] Wang HY, Wu S, Capecchi MR, Jaenisch R. A brief review of genome editing technology for generating animal models, 2020, 7(2): 123–128.

[64] Karch CM, Cruchaga C, Goate AM. Alzheimer's disease genetics: from the bench to the clinic, 2014, 83(1): 11–26.

[65] Kragh PM, Nielsen AL, Li J, Du YT, Lin L, Schmidt M, B?gh IB, Holm IE, Jakobsen JE, Johansen MG, Purup S, Bolund L, Vajta G, J?rgensen AL. Hemizygous minipigs produced by random gene insertion and handmade cloning express the Alzheimer's disease-causing dominant mutation APPsw, 2009, 18(4): 545–558.

[66] Jakobsen JE, Johansen MG, Schmidt M, Dagn?s- Hansen F, Dam K, Gunnarsson A, Liu Y, Kragh PM, Li R, Holm IE, Callesen H, Mikkelsen JG, Nielsen AL, J?rgensen AL. Generation of minipigs with targeted transgene insertion by recombinase-mediated cassette exchange (RMCE) and somatic cell nuclear transfer (SCNT), 2013, 22(4): 709–723.

[67] Jakobsen JE, Johansen MG, Schmidt M, Liu Y, Li R, Callesen H, Melnikova M, Habekost M, Matrone C, Bouter Y, Bayer TA, Nielsen AL, Duthie M, Fraser PE, Holm IE, J?rgensen AL. Expression of the Alzheimer's disease mutationsandin double-transgenic gottingen minipigs, 2016, 53(4): 1617–1630.

[68] Lee SE, Hyun H, Park MR, Choi Y, Son YJ, Park YG, Jeong SG, Shin MY, Ha HJ, Hong HS, Choi MK, Im GS, Park EW, Kim YH, Park C, Kim EY, Park SP. Production of transgenic pig as an Alzheimer's disease model using a multi-cistronic vector system, 2017, 12(6): e0177933.

[69] Yang DS, Wang CE, Zhao BT, Li W, Ouyang Z, Liu ZM, Yang HQ, Fan P, O'Neill A, Gu WW, Yi H, Li SH, Lai LX, Li XJ. Expression of Huntington's disease protein results in apoptotic neurons in the brains of cloned transgenic pigs, 2010, 19(20): 3983– 3994.

[70] Yan S, Tu ZC, Liu ZM, Fan NN, Yang HM, Yang S, Yang WL, Zhao Y, Ouyang Z, Lai CD, Yang HQ, Li L, Liu QS, Shi H, Xu GQ, Zhao H, Wei HJ, Pei Z, Li SH, Lai LX, Li XJ. A huntingtin knockin pig model recapitulates features of selective neurodegeneration in Huntington's disease, 2018, 173(4): 989–1002.e13.

[71] Yao J, Huang JJ, Hai T, Wang XL, Qin GS, Zhang HY, Wu R, Cao CW, Xi JJ, Yuan ZQ, Zhao JG. Efficient bi-allelic gene knockout and site-specific knock-in mediated by TALENs in pigs, 2014, 4: 6926.

[72] Wang XL, Cao CW, Huang JJ, Yao J, Hai T, Zheng QT, Wang X, Zhang HY, Qin GS, Cheng JB, Wang YF, Yuan ZQ, Zhou Q, Wang HM, Zhao JG. One-step generation of triple gene-targeted pigs using CRISPR/Cas9 system, 2016, 6: 20620.

[73] Zhou XQ, Xin JG, Fan NN, Zou QJ, Huang J, Ouyang Z, Zhao Y, Zhao BT, Liu ZM, Lai SS, Yi XL, Guo L, Esteban MA, Zeng YZ, Yang HQ, Lai LX. Generation of CRISPR/Cas9-mediated gene-targeted pigs via somatic cell nuclear transfer, 2015, 72(6): 1175–1184.

[74] Zhu XX, Zhong YZ, Ge YW, Lu KH, Lu SS. CRISPR/ Cas9-mediated generation of Guangxi Bama minipigs harboring three mutations in α-synuclein causing Parkinson's disease, 2018, 8(1): 12420.

[75] Crociara P, Chieppa MN, Vallino Costassa E, Berrone E, Gallo M, Lo Faro M, Pintore MD, Iulini B, D'Angelo A, Perona G, Botter A, Formicola D, Rainoldi A, Paulis M, Vezzoni P, Meli F, Peverali FA, Bendotti C, Trolese MC, Pasetto L, Bonetto V, Lazzari G, Duchi R, Perota A, Lagutina I, Quadalti C, Gennero MS, Dezzutto D, Desiato R, Boido M, Ghibaudi M, Valentini MC, Caramelli M, Galli C, Casalone C, Corona C. Motor neuron degeneration, severe myopathy and TDP-43 increase in a transgenic pig model of SOD1-linked familiar ALS, 2019, 124: 263–275.

[76] Stoltz DA, Rokhlina T, Ernst SE, Pezzulo AA, Ostedgaard LS, Karp PH, Samuel MS, Reznikov LR, Rector MV, Gansemer ND, Bouzek DC, Abou Alaiwa MH, Hoegger MJ, Ludwig PS, Taft PJ, Wallen TJ, Wohlford-Lenane C, McMenimen JD, Chen JH, Bogan KL, Adam RJ, Hornick EE, Nelson GA, Hoffman EA, Chang EH, Zabner J, McCray PB, Prather RS, Meyerholz DK, Welsh MJ. Intestinal CFTR expression alleviates meconium ileus in cystic fibrosis pigs, 2013, 123(6): 2685–2693.

[77] Ostedgaard LS, Meyerholz DK, Chen JH, Pezzulo AA, Karp PH, Rokhlina T, Ernst SE, Hanfland RA, Reznikov LR, Ludwig PS, Rogan MP, Davis GJ, Dohrn CL, Wohlford-Lenane C, Taft PJ, Rector MV, Hornick E, Nassar BS, Samuel M, Zhang YP, Richter SS, Uc A, Shilyansky J, Prather RS, McCray PB, Zabner J, Welsh MJ, Stoltz DA. The ΔF508 mutation causes CFTR misprocessing and cystic fibrosis-like disease in pigs, 2011, 3(74): 74ra24.

[78] Rogers CS, Abraham WM, Brogden KA, Engelhardt JF, Fisher JT, McCray PB, McLennan G, Meyerholz DK, Namati E, Ostedgaard LS, Prather RS, Sabater JR, Stoltz DA, Zabner J, Welsh MJ. The porcine lung as a potential model for cystic fibrosis, 2008, 295(2): L240–L263.

[79] Rogers CS, Hao YH, Rokhlina T, Samuel M, Stoltz DA, Li YH, Petroff E, Vermeer DW, Kabel AC, Yan ZY, Spate L, Wax D, Murphy CN, Rieke A, Whitworth K, Linville ML, Korte SW, Engelhardt JF, Welsh MJ, Prather RS. Production of CFTR-null and CFTR- DeltaF508 heterozygous pigs by adeno-associated virus-mediated gene targeting and somatic cell nuclear transfer, 2008, 118(4): 1571–1577.

[80] Klymiuk N, Blutke A, Graf A, Krause S, Burkhardt K, Wuensch A, Krebs S, Kessler B, Zakhartchenko V, Kurome M, Kemter E, Nagashima H, Schoser B, Herbach N, Blum H, Wanke R, Aartsma-Rus A, Thirion C, Lochmüller H, Walter MC, Wolf E. Dystrophin- deficient pigs provide new insights into the hierarchy of physiological derangements of dystrophic muscle, 2013, 22(21): 4368–4382.

[81] Yu HH, Zhao H, Qing YB, Pan WR, Jia BY, Zhao HY, Huang XX, Wei HJ. Porcine zygote injection with Cas9/sgRNA results in DMD-modified pig with muscle dystrophy, 2016, 17(10): 1668.

[82] Dorado B, Pl?en GG, Barettino A, Macías A, Gonzalo P, Andrés-Manzano MJ, González-Gómez C, Galán-Arriola C, Alfonso JM, Lobo M, López-Martín GJ, Molina A, Sánchez-Sánchez R, Gadea J, Sánchez-González J, Liu Y, Callesen H, Filgueiras-Rama D, Ibá?ez B, S?rensen CB, Andrés V. Generation and characterization of a novel knockin minipig model of Hutchinson-Gilford progeria syndrome, 2019, 5: 16.

[83] Hickey RD, Mao SA, Glorioso J, Lillegard JB, Fisher JE, Amiot B, Rinaldo P, Harding CO, Marler R, Finegold MJ, Grompe M, Nyberg SL. Fumarylacetoacetate hydrolase deficient pigs are a novel large animal model of metabolic liver disease, 2014, 13(1): 144–153.

[84] Koppes EA, Redel BK, Johnson MA, Skvorak KJ, Ghaloul-Gonzalez L, Yates ME, Lewis DW, Gollin SM, Wu YL, Christ SE, Yerle M, Leshinski A, Spate LD, Benne JA, Murphy SL, Samuel MS, Walters EM, Hansen SA, Wells KD, Lichter-Konecki U, Wagner RA, Newsome JT, Dobrowolski SF, Vockley J, Prather RS, Nicholls RD. A porcine model of phenylketonuria generated by CRISPR/Cas9 genome editing, 2020, 5(20): e141523.

[85] Chen JH, An BY, Yu B, Peng XH, Yuan HM, Yang QB, Chen X, Yu TT, Wang LY, Zhang XW, Wang H, Zou XD, Pang DX, Ouyang HS, Tang XC. CRISPR/Cas9- mediated knockin of human factor IX into swine factor IX locus effectively alleviates bleeding in hemophilia B pigs, 2021, 106(3): 829–837.

[86] Hai T, Teng F, Guo RF, Li W, Zhou Q. One-step generation of knockout pigs by zygote injection of CRISPR/Cas system, 2014, 24(3): 372–375.

[87] Davis PB, Drumm M, Konstan MW. Cystic fibrosis, 1996, 154(5): 1229–1256.

[88] Grubb BR, Boucher RC. Pathophysiology of gene-targeted mouse models for cystic fibrosis, 1999, 79(1 Suppl): S193–S214.

[89] Dalkilic I, Kunkel LM. Muscular dystrophies: genes to pathogenesis, 2003, 13(3): 231– 238.

[90] Wells DJ. Tracking progress: an update on animal models for Duchenne muscular dystrophy, 2018, 11(6): dmm035774.

[91] Perleberg C, Kind A, Schnieke A. Genetically engineered pigs as models for human disease, 2018, 11(1): dmm030783.

[92] Moretti A, Fonteyne L, Giesert F, Hoppmann P, Meier AB, Bozoglu T, Baehr A, Schneider CM, Sinnecker D, Klett K, Fr?hlich T, Rahman FA, Haufe T, Sun S, Jurisch V, Kessler B, Hinkel R, Dirschinger R, Martens E, Jilek C, Graf A, Krebs S, Santamaria G, Kurome M, Zakhartchenko V, Campbell B, Voelse K, Wolf A, Ziegler T, Reichert S, Lee S, Flenkenthaler F, Dorn T, Jeremias I, Blum H, Dendorfer A, Schnieke A, Krause S, Walter MC, Klymiuk N, Laugwitz KL, Wolf E, Wurst W, Kupatt C. Somatic gene editing ameliorates skeletal and cardiac muscle failure in pig and human models of Duchenne muscular dystrophy, 2020, 26(2): 207–214.

[93] Hickey RD, Lillegard JB, Fisher JE, McKenzie TJ, Hofherr SE, Finegold MJ, Nyberg SL, Grompe M. Efficient production of Fah-null heterozygote pigs by chimeric adeno-associated virus-mediated gene knockout and somatic cell nuclear transfer, 2011, 54(4): 1351–1359.

[94] Watson AL, Carlson DF, Largaespada DA, Hackett PB, Fahrenkrug SC. Engineered swine models of cancer, 2016, 7: 78.

[95] Luo YL, Li J, Liu Y, Lin L, Du YT, Li ST, Yang HM, Vajta G, Callesen H, Bolund L, S?rensen CB. High efficiency of BRCA1 knockout using rAAV-mediated gene targeting: developing a pig model for breast cancer, 2011, 20(5): 975–988.

[96] Flisikowska T, Merkl C, Landmann M, Eser S, Rezaei N, Cui XX, Kurome M, Zakhartchenko V, Kessler B, Wieland H, Rottmann O, Schmid RM, Schneider G, Kind A, Wolf E, Saur D, Schnieke A. A porcine model of familial adenomatous polyposis, 2012, 143(5): 1173–1175.e7.

[97] Kang JT, Ryu J, Cho B, Lee EJ, Yun YJ, Ahn S, Lee J, Ji DY, Lee K, Park KW. Generation of RUNX3 knockout pigs using CRISPR/Cas9-mediated gene targeting, 2016, 51(6): 970–978.

[98] Wang KP, Jin Q, Ruan DG, Yang Y, Liu QS, Wu H, Zhou ZW, Ouyang Z, Liu ZM, Zhao Y, Zhao BT, Zhang QJ, Peng JY, Lai CD, Fan NN, Liang YH, Lan T, Li N, Wang XS, Wang XL, Fan Y, Doevendans PA, Sluijter JPG, Liu PT, Li XP, Lai LX. Cre-dependent Cas9-expressing pigs enable efficientgenome editing, 2017, 27(12): 2061–2071.

[99] Saalfrank A, Janssen KP, Ravon M, Flisikowski K, Eser S, Steiger K, Flisikowska T, Müller-Fliedner P, Schulze é, Br?nner C, Gnann A, Kappe E, B?hm B, Schade B, Certa U, Saur D, Esposito I, Kind A, Schnieke A. A porcine model of osteosarcoma, 2016, 5(3): e210.

[100] Schook LB, Collares TV, Hu WP, Liang Y, Rodrigues FM, Rund LA, Schachtschneider KM, Seixas FK, Singh K, Wells KD, Walters EM, Prather RS, Counter CM. A genetic porcine model of cancer, 2015, 10(7): e0128864.

[101] Sieren JC, Meyerholz DK, Wang XJ, Davis BT, Newell JD, Hammond E, Rohret JA, Rohret FA, Struzynski JT, Goeken JA, Naumann PW, Leidinger MR, Taghiyev A, Van Rheeden R, Hagen J, Darbro BW, Quelle DE, Rogers CS. Development and translational imaging of a TP53 porcine tumorigenesis model, 2014, 124(9): 4052–4066.

[102] Renner S, Braun-Reichhart C, Blutke A, Herbach N, Emrich D, Streckel E, Wünsch A, Kessler B, Kurome M, B?hr A, Klymiuk N, Krebs S, Puk O, Nagashima H, Graw J, Blum H, Wanke R, Wolf E. Permanent neonatal diabetes in INS(C94Y) transgenic pigs, 2013, 62(5): 1505–1511.

[103] Cho B, Kim SJ, Lee EJ, Ahn SM, Lee JS, Ji DY, Lee K, Kang JT. Generation of insulin-deficient piglets by disrupting INS gene using CRISPR/Cas9 system, 2018, 27(3): 289–300.

[104] Umeyama K, Watanabe M, Saito H, Kurome M, Tohi S, Matsunari H, Miki K, Nagashima H. Dominant-negative mutant hepatocyte nuclear factor 1alpha induces diabetes in transgenic-cloned pigs, 2009, 18(5): 697–706.

[105] Renner S, Fehlings C, Herbach N, Hofmann A, von Waldthausen DC, Kessler B, Ulrichs K, Chodnevskaja I, Moskalenko V, Amselgruber W, G?ke B, Pfeifer A, Wanke R, Wolf E. Glucose intolerance and reduced proliferation of pancreatic beta-cells in transgenic pigs with impaired glucose-dependent insulinotropic polypeptide function, 2010, 59(5): 1228–1238.

[106] Zou XD, Ouyang HS, Yu TT, Chen X, Pang DX, Tang XC, Chen CZ. Preparation of a new type 2 diabetic miniature pig model via the CRISPR/Cas9 system, 2019, 10(11): 823.

[107] Kong SY, Ruan JX, Xin LL, Fan JH, Xia JH, Liu ZG, Mu YL, Yang SL, Li K. Multi-transgenic minipig models exhibiting potential for hepatic insulin resistance and pancreatic apoptosis, 2016, 13(1): 669–680.

[108] Zhang KY, Tao C, Xu JP, Ruan JX, Xia JH, Zhu WJ, Xin LL, Ye HQ, Xie N, Xia BC, Li CX, Wu TW, Wang YF, Schroyen M, Xiao XH, Fan JG, Yang SL. CD8(+) T cells involved in metabolic inflammation in visceral adipose tissue and liver of transgenic pigs, 2021, 12: 690069.

[109] Wei JY, Ouyang HS, Wang YH, Pang DX, Cong NX, Wang TD, Leng BF, Li D, Li XP, Wu R, Ding Y, Gao F, Deng YH, Liu B, Li ZY, Lai LX, Feng HH, Liu G, Deng XM. Characterization of a hypertriglyceridemic transgenic miniature pig model expressing human apolipoprotein CIII, 2012, 279(1): 91–99.

[110] Al-Mashhadi RH, S?rensen CB, Kragh PM, Christoffersen C, Mortensen MB, Tolbod LP, Thim T, Du YT, Li J, Liu Y, Moldt B, Schmidt M, Vajta G, Larsen T, Purup S, Bolund L, Nielsen LB, Callesen H, Falk E, Mikkelsen JG, Bentzon JF. Familial hypercholesterolemia and atherosclerosis in cloned minipigs created by DNA transposition of a human PCSK9 gain-of-function mutant, 2013, 5(166): 166ra1.

[111] Fang B, Ren XY, Wang Y, Li Z, Zhao LH, Zhang ML, Li C, Zhang ZW, Chen L, Li XX, Liu JY, Xiong Q, Zhang LN, Jin Y, Liu XR, Li L, Wei H, Yang HY, Li RF, Dai YF. Apolipoprotein E deficiency accelerates athero-sclerosis development in miniature pigs, 2018, 11(10): dmm036632.

[112] Davis BT, Wang XJ, Rohret JA, Struzynski JT, Merricks EP, Bellinger DA, Rohret FA, Nichols TC, Rogers CS. Targeted disruption of LDLR causes hypercho-leste-rolemia and atherosclerosis in Yucatan miniature pigs, 2014, 9(4): e93457.

[113] Huang L, Hua ZD, Xiao HW, Cheng Y, Xu K, Gao Q, Xia Y, Liu Y, Zhang X, Zheng XM, Mu YL, Li K. CRISPR/Cas9-mediated ApoE-/- and LDLR-/- double gene knockout in pigs elevates serum LDL-C and TC levels, 2017, 8(23): 37751–37760.

[114] Wang Y, Du YN, Shen B, Zhou XY, Li J, Liu Y, Wang JY, Zhou JK, Hu B, Kang NN, Gao JM, Yu LQ, Huang XX, Wei H. Efficient generation of gene-modified pigs via injection of zygote with Cas9/sgRNA, 2015, 5: 8256.

[115] Lu HX, Liu J, Feng T, Guo ZH, Yin YJ, Gao F, Cao GS, Du XG, Wu S. A HIT-trapping strategy for rapid generation of reversible and conditional alleles using a universal donor, 2021, 31(5): 900–909.

[116] Tang WD, Wang YC, Qi XL, Gu FX, Li KL, Han HT, Du XG, Zhu ZX, Wu S, Zhao YF, Zheng HX. A genome-scale screen reveals ANTXR1, Heparan sulfate and Neu5Gc as host factors mediating seneca valley virus entry into porcine cells. 2022.06.14.496051

[117] Lu TY, Yang BC, Wang RL, Qin C. Xenotransplantation: current status in preclinical research, 2020, 10: 3060.

[118] Perkel JM. Xenotransplantation makes a comeback, 2016, 34(1): 3–4.

[119] Iwase H, Kobayashi T. Current status of pig kidney xenotransplantation, 2015, 23(Pt B): 229–233.

[120] Ezzelarab M, Garcia B, Azimzadeh A, Sun HT, Lin CC, Hara H, Kelishadi S, Zhang TS, Lin YJ, Tai HC, Wagner R, Thacker J, Murase N, McCurry K, Barth RN, Ayares D, Pierson RN, Cooper DKC. The innate immune response and activation of coagulation in alpha1,3- galactosyltransferase gene-knockout xenograft reci-pients, 2009, 87(6): 805–812.

[121] Montgomery RA, Stern JM, Lonze BE, Tatapudi VS, Mangiola M, Wu M, Weldon E, Lawson N, Deterville C, Dieter RA, Sullivan B, Boulton G, Parent B, Piper G, Sommer P, Cawthon S, Duggan E, Ayares D, Dandro A, Fazio-Kroll A, Kokkinaki M, Burdorf L, Lorber M, Boeke JD, Pass H, Keating B, Griesemer A, Ali NM, Mehta SA, Stewart ZA. Results of two cases of pig-to-human kidney xenotransplantation, 2022, 386(20): 1889–1898.

[122] Porrett PM, Orandi BJ, Kumar V, Houp J, Anderson D, Cozette Killian A, Hauptfeld-Dolejsek V, Martin DE, Macedon S, Budd N, Stegner KL, Dandro A, Kokkinaki M, Kuravi KV, Reed RD, Fatima H, Killian JT, Baker G, Perry J, Wright ED, Cheung MD, Erman EN, Kraebber K, Gamblin T, Guy L, George JF, Ayares D, Locke JE. First clinical-grade porcine kidney xenotransplant using a human decedent model, 2022, 22(4): 1037–1053.

[123] Nellore A, Fishman JA. Donor-derived infections and infectious risk in xenotransplantation and allotransplantation, 2018, 25(4): e12423.

[124] Adams AB, Lovasik BP, Faber DA, Burlak C, Breeden C, Estrada JL, Reyes LM, Vianna RM, Tector MF, Tector AJ. Anti-C5 antibody tesidolumab reduces early antibody-mediated rejection and prolongs survival in renal xenotransplantation, 2021, 274(3): 473–480.

[125] Wang LR, Cooper DKC, Burdorf L, Wang Y, Iwase H. Overcoming coagulation dysregulation in pig solid organ transplantation in nonhuman primates: recent progress, 2018, 102(7): 1050–1058.

[126] Cooper DKC, Hara H, Iwase H, Yamamoto T, Jagdale A, Kumar V, Mannon RB, Hanaway MJ, Anderson DJ, Eckhoff DE. Clinical pig kidney xenotransplantation: how close are we?, 2020, 31(1): 12–21.

[127] Phelps CJ, Koike C, Vaught TD, Boone J, Wells KD, Chen SH, Ball S, Specht SM, Polejaeva IA, Monahan JA, Jobst PM, Sharma SB, Lamborn AE, Garst AS, Moore M, Demetris AJ, Rudert WA, Bottino R, Bertera S, Trucco M, Starzl TE, Dai YF, Ayares DL. Production of alpha 1,3-galactosyltransferase-deficient pigs, 2003, 299(5605): 411–414.

[128] Lai LX, Kolber-Simonds D, Park KW, Cheong HT, Greenstein JL, Im GS, Samuel M, Bonk A, Rieke A, Day BN, Murphy CN, Carter DB, Hawley RJ, Prather RS. Production of alpha-1,3-galactosyltransferase knockout pigs by nuclear transfer cloning, 2002, 295(5557): 1089–1092.

[129] Byrne G, Ahmad-Villiers S, Du ZJ, McGregor C. B4GALNT2 and xenotransplantation: a newly app-reciated xenogeneic antigen, 2018, 25(5): e12394.

[130] Tector AJ, Mosser M, Tector M, Bach JM. The possible role of anti-Neu5Gc as an obstacle in xenotrans-plan-tation, 2020, 11: 622.

[131] Li P, Walsh JR, Lopez K, Isidan A, Zhang WJ, Chen AM, Goggins WC, Higgins NG, Liu JY, Brutkiewicz RR, Smith LJ, Hara H, Cooper DKC, Ekser B. Genetic engineering of porcine endothelial cell lines for evaluation of human-to-pig xenoreactive immune responses, 2021, 11(1): 13131.

[132] Jagdale A, Nguyen H, Li J, Burnette K, Ayares D, Cooper DKC, Hara H. Does expression of a human complement-regulatory protein on xenograft cells protect them from systemic complement activation?, 2020, 83: 184–188.

[133] Mohiuddin MM, Singh AK, Corcoran PC, Hoyt RF, Thomas ML, Lewis BGT, Eckhaus M, Dabkowski NL, Belli AJ, Reimann KA, Ayares D, Horvath KA. Role of anti-CD40 antibody-mediated costimulation blockade on non-Gal antibody production and heterotopic cardiac xenograft survival in a GTKO.hCD46Tg pig-to-baboon model, 2014, 21(1): 35–45.

[134] Martínez-Alarcón L, Liarte S, Quereda JJ, Sáez-Acosta A, de Torre-Minguela C, Mendon?a L, Abellaneda JM, Majado MJ, Ríos A, Ramírez P, Mu?oz A, Ramis G. Profiling human CD55 transgene performance assist in selecting best suited specimens and tissues for swine organ xenotransplantation, 2021, 10(8): 747.

[135] Iwase H, Ekser B, Hara H, Phelps C, Ayares D, Cooper DKC, Ezzelarab MB. Regulation of human platelet aggregation by genetically modified pig endothelial cells and thrombin inhibition, 2014, 21(1): 72–83.

[136] Ji HC, Li X, Yue SQ, Li JJ, Chen H, Zhang ZC, Ma B, Wang J, Pu M, Zhou L, Feng C, Wang DS, Duan JL, Pan DK, Tao KS, Dou KF. Pig BMSCs transfected with human TFPI combat species incompatibility and regulate the human TF pathwayand in a rodent model, 2015, 36(1): 233–249.

[137] Iwase H, Ezzelarab MB, Ekser B, Cooper DKC. The role of platelets in coagulation dysfunction in xeno-transplantation, and therapeutic options, 2014, 21(3): 201–220.

[138] Navarro-Alvarez N, Yang YG. CD47: a new player in phagocytosis and xenograft rejection, 2011, 8(4): 285–288.

[139] Forte P, Baumann BC, Weiss EH, Seebach JD. HLA-E expression on porcine cells: protection from human NK cytotoxicity depends on peptide loading, 2005, 5(9): 2085–2093.

[140] Niu D, Wei HJ, Lin L, George H, Wang T, Lee IH, Zhao HY, Wang Y, Kan YN, Shrock E, Lesha E, Wang G, Luo YL, Qing YB, Jiao DL, Zhao H, Zhou XY, Wang SQ, Wei H, Güell M, Church GM, Yang LH. Inactivation of porcine endogenous retrovirus in pigs using CRISPR-Cas9, 2017, 357(6357): 1303–1307.

[141] Cooper DKC. The 2021 IXA Keith Reemtsma Lecture: moving xenotransplantation to the clinic, 2022, 29(2): e12723.

Advances and applications of genetically modified pig models in biomedical and agricultural field

Fei Gao1, Yu Wang2, Jiaxiang Du3, Xuguang Du1, Jianguo Zhao2, Dengke Pan4, Sen Wu1, Yaofeng Zhao1

Compared with rodents, pigs are closer to humans in terms of anatomy, metabolism and physiology, so they are ideal animal models of human diseases and xenotransplantation donors. In addition, as one of the most important livestock in China, pigs are closely related to our lives in terms of breeding improvement, disease prevention and animal welfare. In this review, we mainly summarize the research progress and future application of genetically modified pig models in the fields of xenotransplantation, molecular breeding and human disease models. We wish to take this opportunity to raise the awareness of researchers in related fields on cutting-edge technologies such as gene editing and understand the significance of genetically modified pig models in life science research.

genetically modified pig models; molecular breeding; disease models; xenotransplantation

趙要風(fēng)，教授，博士生導(dǎo)師，國(guó)家杰出青年科學(xué)基金獲得者，科技部重點(diǎn)領(lǐng)域創(chuàng)新團(tuán)隊(duì)負(fù)責(zé)人，“萬(wàn)人計(jì)劃”科技創(chuàng)新領(lǐng)軍人才入選者，國(guó)家“模式動(dòng)物(豬)表型與遺傳研究設(shè)施”副首席科學(xué)家。目前擔(dān)任中國(guó)農(nóng)業(yè)生物技術(shù)學(xué)會(huì)動(dòng)物生物技術(shù)分會(huì)理事長(zhǎng)，農(nóng)業(yè)生物技術(shù)國(guó)家重點(diǎn)實(shí)驗(yàn)室主任。先后承擔(dān)863計(jì)劃、973計(jì)劃、轉(zhuǎn)基因重大專項(xiàng)、國(guó)家自然科學(xué)基金等國(guó)家級(jí)項(xiàng)目10余項(xiàng)。趙要風(fēng)課題組主要研究方向?yàn)閯?dòng)物免疫遺傳學(xué)。近5年圍繞家養(yǎng)動(dòng)物重要免疫相關(guān)基因開(kāi)展了一系列研究工作：建立了豬口蹄疫、藍(lán)耳病等病毒性疾病抗病基因高通量篩選平臺(tái)，為通過(guò)基因編輯進(jìn)行分子抗病育種奠定了基礎(chǔ)；深入研究了家養(yǎng)動(dòng)物免疫球蛋白(抗體)和其他重要免疫基因的表達(dá)和轉(zhuǎn)運(yùn)機(jī)制，探討了這些基因在疾病抗性中的可能功能；建立了動(dòng)物納米抗體及家養(yǎng)動(dòng)物單克隆抗體創(chuàng)制平臺(tái)，深入研究了抗體在家養(yǎng)動(dòng)物疾病防控中的可能途徑。相關(guān)研究成果發(fā)表在、、等期刊上。

2022-10-08;

2022-11-26;

2022-12-28

國(guó)家重點(diǎn)研發(fā)計(jì)劃(編號(hào)：2021YFA0805900)和海南省崖州灣種子實(shí)驗(yàn)室“揭榜掛帥”項(xiàng)目(編號(hào)：B21HJ0103)資助[Supported by the National Key Research and Development Program of China (No. 2021YFA0805900) and Hainan Yazhou Bay Seed Laboratory (No. B21HJ0103)]

高菲，博士，工程師，研究方向：畜禽干細(xì)胞與胚胎工程。E-mail: gaofei2020019@cau.edu.cn

王煜，在讀博士研究生，研究方向：大動(dòng)物遺傳修飾。E-mail: wangyu950306@163.com

杜嘉祥，碩士，研究方向：異種器官移植。E-mail: jxdu@clonorgan.com

高菲、王煜和杜嘉祥并列第一作者。

杜旭光，博士，副教授，研究方向：動(dòng)物克隆與基因組編輯。E-mail: xuguangdu@cau.edu.cn

趙建國(guó)，博士，研究員，研究方向：豬基因編輯與功能基因組。E-mail: zhaojg@ioz.ac.cn

潘登科，博士，研究員，研究方向：異種器官移植。E-mail: pandengke2002@163.com

吳森，博士，教授，研究方向：畜禽基因編輯技術(shù)開(kāi)發(fā)及應(yīng)用。E-mail: swu@cau.edu.cn

趙要風(fēng)，博士，教授，研究方向：豬基因編輯基礎(chǔ)及應(yīng)用。E-mail: yaofengzhao@cau.edu.cn

10.16288/j.yczz.22-313

(責(zé)任編委: 李明洲)