李敏，張倩芳，栗紅瑜，孟晶巖

（山西農(nóng)業(yè)大學山西功能食品研究院，特色農(nóng)產(chǎn)品加工山西省重點實驗室，山西 太原 030031）

藜麥（Chenopodium quinoa）屬覓科藜亞科藜屬，雙子葉植物[1]，距今已有近7000年的歷史，最早發(fā)現(xiàn)于南美洲安第斯山脈。藜麥米的形狀與小米相似，呈扁圓狀，顏色分黑、白、紅3大類。20世紀80年代，藜麥開始在我國種植，近年來，我國的藜麥產(chǎn)量不斷增加，特別是甘肅、青海和山西等地[2]。藜麥對氣候和土壤條件有極高的抗性，由于生長地區(qū)的海拔和降雨量差異顯著，因此培育出了眾多不同的藜麥品種，部分品種甚至能夠承受海水的鹽度[3]。藜麥營養(yǎng)豐富且不含麩質，是麩質過敏者理想的膳食選擇。藜麥具有優(yōu)質完全蛋白，蛋白含量高于大麥、大米和玉米[4]，與牛肉相當，賴氨酸含量幾乎是小麥和玉米的2倍[5]，膳食纖維、礦物質和維生素等比例均衡，是一種可以滿足人體基本營養(yǎng)需求的單體植物，享有“營養(yǎng)黃金”和“超級谷物”的美譽[6-8]。藜麥不飽和脂肪酸占脂肪總量83%以上，脂肪酸種類多且配比平衡，含有人體無法合成的亞油酸（ω-6）和α-亞麻酸（ω-3），其含量分別可以達到48.2%～56.0%和3.8%～8.3%[9-10]，有維持細胞膜流動性和提高機體記憶力等功效。

藜麥淀粉含量低于水稻和玉米[11]，主要分布在外胚乳中，以單獨或球形聚合物形式存在，其晶體特性、溶解性、膨脹能力和凍融穩(wěn)定性等理化特性對藜麥相關食品的加工至關重要。研究開發(fā)實用、高效的藜麥淀粉提取方法，對于提高藜麥的經(jīng)濟效益和社會效益具有重要意義。目前，國內(nèi)外學者對藜麥淀粉的研究主要集中于分離、提取、純化、特性研究及物化改性等方面[12-14]，本研究采用水磨法、堿法及酶法工藝提取藜麥淀粉，并對其性質進行詳細地對比分析，分析不同工藝來源的淀粉性質差異，為藜麥淀粉的實際應用提供一定的理論依據(jù)。

1 材料與方法

1.1 材料與試劑

藜麥：靜樂田園生態(tài)農(nóng)業(yè)綜合開發(fā)有限公司；蛋白酶（200 000 U/g）：北京索萊寶科技有限公司；碘、碘化鉀、無水乙醇、氫氧化鈉（均為分析純）：天津化工有限公司。

1.2 儀器與設備

HK-8603KW五谷雜糧磨粉機：鄭州旭眾機械設備有限公司；JS31-300多功能攪拌機：浙江紹興蘇泊爾電器有限公司；TG1850-WS離心機：上海盧湘儀離心機儀器有限公司；Whiteness Checker NW-1色差儀：日本電色工業(yè)株式會社；T6新世紀紫外可見分光光度計：北京普析通用儀器有限責任公司；DGH-9140A鼓風干燥箱：上海一恒科學儀器有限公司；BCD-238S電冰箱：青島海爾股份有限公司；HH數(shù)顯恒溫水浴鍋：江蘇金壇市金城國勝實驗儀器廠；JSM-7001F場發(fā)射掃描電子顯微鏡：日本電子株式會社（JEOL）；D8 ADVANCE A25型X-射線粉末衍射儀：德國布魯克AXS GmbH公司。

1.3 試驗方法

1.3.1 淀粉化學成分測定

水分：參照GB 5509.3—2016《食品安全國家標準食品中水分的測定》中直接干燥法進行測定。

蛋白質：參照GB 5009.5—2016《食品安全國家標準食品中蛋白質的測定》中凱氏定氮法進行測定。

灰分：參照GB 5009.4—2016《食品安全國家標準食品中灰分的測定》中方法進行測定。

脂肪：參照GB 5009.6—2016《食品安全國家標準食品中脂肪的測定》中索氏抽提法進行測定。

淀粉：參照GB 5009.9—2016《食品安全國家標準食品中淀粉的測定》中酸水解法進行測定。

1.3.2 提取工藝流程

1.3.2.1 水磨法

藜麥→浸泡 5 h→磨漿[料水比 1∶5（g/mL）]→120 目篩過濾得濾液→離心→去雜→反復清洗離心3次→低溫烘干→水磨法提取的藜麥淀粉（quinoa starch extracted by water grinding，WQS）

1.3.2.2 堿法

藜麥→粉碎過篩→堿液浸泡5h[料水比1∶5（g/mL）、NaOH濃度0.2%]→120目篩過濾得濾液→離心→去雜→反復清洗離心3次→低溫烘干→堿法提取的藜麥淀粉（quinoa starch extracted by alkali soaking，AQS）

1.3.2.3 酶法

藜麥→粉碎過篩→加蛋白酶酶解[料水比1∶5（g/mL）、加酶量0.5%、酶解時間30 min、溫度45℃]→120目篩過濾得濾液→離心→去雜→反復清洗離心3次→低溫烘干→酶法提取的藜麥淀粉（quinoa starch extracted by enzymolysis method，EQS）

1.3.3 凝沉性測定

分別準確稱取3種淀粉各1 g，配制成質量分數(shù)為1%的淀粉乳，沸水浴20 min，其間不斷攪拌，糊化結束后冷卻至室溫25℃，將3種淀粉糊分別轉入25 mL帶刻度的試管中，于室溫（25℃）下靜置，以淀粉糊上層清液析出率表示淀粉的凝沉性，上層清液析出率計算公式如下。

1.3.4 溶解度及膨脹度的測定

參照LI等[15]的方法，分別稱取3種淀粉配制成質量分數(shù)為 2%的淀粉乳，在 60、65、70、75、80、85、90 ℃的水浴鍋中，用玻璃棒不斷攪拌加熱30 min后將淀粉乳離心，分別稱取沉淀和上清液中干物質的質量，根據(jù)以下公式計算溶解度及膨脹度。

1.3.5 透光度測定

將3種淀粉分別配制成1%的淀粉乳，在沸水中加熱30min成淀粉糊，其間不斷攪拌，冷卻至室溫25℃后，以蒸餾水做空白，在波長為650 nm處測定其透光度，之后將淀粉糊置于4℃冰箱冷藏，每隔24 h測定一次透光度。

1.3.6 白度的測定

參照張正茂等[16]的方法，采用色差儀測量，以白板為參照標準，得出 L（明暗度）、a（紅綠色）、b（黃藍色）值，并按如下公式計算白度W。

1.3.7 淀粉-碘復合物可見光譜分析

分別準確稱取3種淀粉各1 g，配制成質量分數(shù)為1%的淀粉乳；再分別取3種淀粉乳各2.5 mL，加80 mL蒸餾水加熱糊化，冷卻至室溫25℃后加入0.5 mL碘液顯色，定容至100 mL，充分搖勻后備用。利用分光光度計在波長420 nm～800 nm對待測溶液進行掃描，即得淀粉-碘復合物的可見光譜。

1.3.8 凍融穩(wěn)定性的測定

將3種淀粉分別配制成5%的淀粉乳，于95℃水浴加熱30 min得淀粉糊，不斷攪拌后分裝到離心管中，經(jīng)快速冷卻后，將淀粉糊在-20℃條件下冷凍，每隔24 h取出，在30℃水浴條件下解凍2 h，離心棄上清液，稱取沉淀物質量，按以下公式計算析水率。

1.3.9 外貌形態(tài)觀察

分別取0.2 g淀粉樣品于100 mL燒杯中，加入20 mL無水乙醇進行超聲波分散，超聲功率為100 W，時間為1 min，用滴管吸取少量超聲波處理過的樣品分別滴于電鏡硅片上，待乙醇揮發(fā)后將承載硅片的平皿放于50℃烘箱內(nèi)烘干，得到分散度較好的掃描電鏡樣品，對電鏡樣品噴金處理，利用掃描電子顯微鏡放大到適當倍數(shù)觀察淀粉顆粒形態(tài)。

1.3.10 晶體特性測定

利用D8 ADVANCE A25型X-射線粉末衍射儀檢測，測定條件為電壓 40 kV，電流 200 mA，衍射角（2θ）的旋轉范圍為 5 °～40 °，步長 0.02 °。

1.4 數(shù)據(jù)處理

采用Origin 9軟件作圖，SPSS 24.0進行數(shù)據(jù)分析，結果以平均值±標準偏差表示。

2 結果與討論

2.1 藜麥淀粉化學成分

3種提取方法得到的藜麥淀粉化學成分如表1所示。

表1 藜麥淀粉化學成分Table 1 Chemical composition of quinoa starch %

由表1可知，提取方法對藜麥淀粉的提取率影響顯著，AQS提取率最高，為88.76%，WQS提取率最低，為67.89%。3種淀粉干基純度都達到了98%以上。不同提取方法提取出的淀粉之間水分、灰分含量差異不顯著，脂肪含量差異顯著（P＜0.05）。因堿性溶液會破壞蛋白質分子中的氫鍵，使一部分蛋白質分子溶解在堿溶液中，提高蛋白質和淀粉的分離效果，所以AQS中蛋白質含量最低，為 0.46%，與 WQS、EQS差異顯著（P＜0.05）。

2.2 凝沉性

提取方法對藜麥淀粉凝沉性的影響見圖1。

圖1 不同提取方法對藜麥淀粉凝沉性的影響Fig.1 Effects of different extraction methods on starch settability of quinoa

由圖1可知，提取方法對藜麥淀粉凝沉性的影響差異較大，3種方法提取的淀粉隨著時間的延長上清液析出率都逐漸增大。WQS在靜置6 h～48 h，上清液析出率迅速增大，淀粉糊沉降較快，60 h時上清液析出率達到23.73%，AQS和EQS靜置48 h后，上清液析出率幾乎不再增加，靜置60 h時，上清液析出率分別達到11.63%、4.43%。凝沉是與糊化相反的一種現(xiàn)象，淀粉在一定水分環(huán)境中加熱糊化形成淀粉糊，在低溫環(huán)境中靜置一段時間后，淀粉分子自動重排，葡萄糖分子間的羥基不斷締合，分子集聚形成致密的淀粉微晶束，從而沉淀析出[17]，析出水分越多，凝沉性越差。在實際應用中，淀粉類食品的凝沉可能是淀粉凝沉、蛋白質交聯(lián)及水分遷移共同作用的結果[18]，試驗結果得出，EQS凝沉性最佳，AQS次之，WQS最差。

2.3 溶解度及膨脹度

提取方法對藜麥淀粉膨脹度和溶解度的影響見圖2。

圖2 不同提取方法對藜麥淀粉溶解度及膨脹度的影響Fig.2 Effects of different extraction methods on starch solubility and expansion degree of quinoa

由圖2可知，3種方法提取的藜麥淀粉膨脹度與溶解度隨溫度升高均呈現(xiàn)上升趨勢，與焦夢悅[19]的研究一致。溶解度結果顯示，在60℃～70℃，溶解度快速增大，70℃之后增勢不明顯，WQS、AQS在60℃～70℃溶解度不超過3%，90℃時分別達到3.54%、3.82%；EQS溶解度明顯高于前兩者，70℃時已超過5%，90℃時達到5.95%，溫度對EQS溶解度的影響相對于WQS與AQS更明顯。

膨脹度可以反映淀粉分子與水的結合力，隨著溫度升高，水的勢能增大，首先進入淀粉非結晶區(qū)域，淀粉在一定程度內(nèi)膨脹，溫度繼續(xù)升高，水分子可進入淀粉結晶區(qū)，與淀粉分子結合，體積繼續(xù)快速膨脹，形成凝膠狀，達到較高的膨脹度。從膨脹曲線可以看出，藜麥淀粉屬于限制性膨脹淀粉，隨溫度的升高分為初期膨脹期和迅速膨脹期。在70℃時上升趨勢出現(xiàn)了明顯的轉折點，60℃升高到90℃時，WQS膨脹度從7.77%增長到13.39%，該結果與JAN等[20]的研究結果（12.53%）接近，AQS初始階段膨脹度較低為4.27%，溫度大于80℃時，與WQS接近，90℃時增長到13.30%，EQS膨脹度較前兩者低，從3.82%增長到10.90%。綜上所述，藜麥淀粉溶解度對比為EQS＞AQS＞W(wǎng)QS，膨脹度對比為 WQS＞AQS＞EQS。

2.4 透光度

透光度是研究淀粉外在特征的重要指標。淀粉乳吸熱糊化過程中，微晶體吸水解體，分子間締合作用減弱，有序的分子結構變成無序排列，光線從糊化淀粉乳中穿過，晶體的散射與反射現(xiàn)象消失，光的透過性增大，體現(xiàn)為淀粉糊的透光度增大。隨著放置時間的增加，糊化淀粉分子重新排列，發(fā)生老化，透光度減弱。透光度對比如圖3所示。

圖3 不同提取方法對藜麥淀粉透光度的影響Fig.3 Effects of different extraction methods on starch transmittance of quinoa

由圖3可知，3種提取方法得到的藜麥淀粉在放置一段時間后透光度都明顯減弱，且在放置24 h后，減弱趨勢漸緩，WQS＞AQS＞EQS，EQS 透光度低于 AQS和WQS，與孔露等[21]、翟婭菲等[22]的研究結果接近，分析其原因可能是酶解過程中產(chǎn)生了有色素的小分子物質，附著在淀粉上影響了淀粉透光度。

2.5 白度

提取方法對藜麥淀粉白度的影響見圖4。

圖4 不同提取方法對藜麥淀粉白度的影響Fig.4 Effects of different extraction methods on starch whiteness of quinoa

由圖4可知，3種方法提取的藜麥淀粉白度都達到85以上，均符合GB 31637—2016《食品安全國家標準食用淀粉》感官要求。AQS最高，為88.65，EQS白度略低，在酶解過程中有深色的酶解物吸附在藜麥淀粉分子上，常規(guī)的清洗沒有完全使其脫離下來，導致酶法得到的藜麥淀粉白度偏低[23]。

2.6 淀粉-碘復合物可見光譜分析

提取方法對藜麥淀粉-碘復合物可見光譜的影響見圖5。

圖5 不同提取方法對藜麥淀粉淀粉-碘復合物吸光度的影響Fig.5 Effects of different extraction methods on starch-iodine visible light absorption of quinoa starch

淀粉-碘復合物的吸光度可以反映淀粉直鏈淀粉的含量，碘藍值較大者直鏈淀粉含量較高[24]。由圖5可以看出，3種方法提取的藜麥淀粉-碘復合物可見光譜圖類似于正態(tài)分布曲線，形狀非常相似，3條曲線都有最高點且都出現(xiàn)在620 nm處，說明藜麥淀粉的紫外可見光最大吸收波長在620 nm左右，提取方法對藜麥淀粉-碘復合物吸光度的影響差異不大，陳子月等[24]對不同工藝提取的大米淀粉-碘復合物的光譜圖分析也得出了相似的結論。

2.7 凍融穩(wěn)定性

提取方法對藜麥淀粉凍融穩(wěn)定性的影響見表2。

表2 不同提取方法對藜麥淀粉凍融穩(wěn)定性的影響Table 2 Effects of different extraction methods on freeze-thaw stability of quinoa starch

凍融穩(wěn)定性是考察淀粉是否適用于冷凍食品的重要指標，淀粉糊在反復凍結和融化之后析出的水分越少，說明凍融穩(wěn)定性越好，反之，直鏈淀粉與支鏈淀粉分子聚集發(fā)生脫水縮合，淀粉膠體結構被破壞，水分析出，會影響食品質構與貨架期。淀粉的顆粒大小也會影響凍融穩(wěn)定性，WQS受到的機械損傷較小，淀粉破損程度低，淀粉顆粒較大，而藜麥在干法制粉過程中會使破損淀粉比例增大，因此AQS和EQS析水率較接近，可能與原料加工方式有關。由表2可知，3種方法提取的藜麥淀粉析水率均不超過50%，EQS最低，為32.55%，WQS最高，為42.04%，資料顯示馬鈴薯、綠豆、藕粉和小麥淀粉析水率均高于50%[25]，所以藜麥淀粉更適合冷凍食品的開發(fā)，此結果與于躍等[26]、LI等[27]的研究結論一致。

2.8 掃描電鏡結果

利用掃描電鏡觀察3種藜麥淀粉顆粒的表面形態(tài)特征，結果如圖6所示。

圖6 藜麥淀粉掃描電子顯微鏡圖Fig.6 Scanning electron microscope of quinoa starch

由圖6可知，藜麥淀粉顆粒形狀為不規(guī)則的多邊形，WQS與EQS的表面較為光滑，無明顯孔洞，AQS有少量明顯的刻蝕孔洞，說明堿法提取工藝對藜麥淀粉有一定程度破壞。WQS的顆粒大小較為均勻，粒徑范圍為 1.21 μm～1.97 μm，而 AQS、EQS 中存在少量小顆粒淀粉，分析其原因可能是在樣品制備時，通過磨粉機干法研磨，破壞了淀粉原本的形態(tài)，出現(xiàn)少量破損淀粉，兩者粒徑范圍較大，為 0.75 μm～1.89 μm。通過掃描電鏡圖分析，提取方法對藜麥淀粉的表觀形態(tài)存在一定的影響。

2.9 藜麥淀粉的晶體特性

對3種淀粉的晶體結構進行測定，結果如圖7所示。

圖7 藜麥淀粉X-射線衍射圖Fig.7 X-ray diffraction spectrogram of quinoa starch

由圖 7 可知，3 種淀粉在 15°、17°、18°和 23°附近均有強的衍射峰，其中17°和18°附近的衍射峰為相連的雙峰，證明藜麥淀粉的晶體結構是A-型[28]，峰值出現(xiàn)的位置相同，說明提取方法未對藜麥淀粉的晶體結構造成明顯改變。經(jīng)計算得出WQS、AQS、EQS的結晶度分別為38.32%、39.18%、37.53%，三者數(shù)值雖有區(qū)別但相近，說明提取方法對淀粉結晶層的結晶區(qū)和半結晶層的無定形區(qū)有微弱影響。

3 結論

本研究采用水磨法、堿法及酶法工藝提取藜麥淀粉，并對其性質進行對比分析，得出不同方法提取的淀粉理化性質存在差異。3種方法的提取率分別為67.89%、88.76%、81.53%。提取方法對藜麥淀粉凝沉性差異影響較大，3種淀粉的溶解度與膨脹度隨溫度變化規(guī)律不一。藜麥淀粉糊透光度較其他谷物低，提取方法對淀粉-碘復合物可見光吸光度影響差異不大，三者的光譜圖形狀類似，白度都達到85以上。藜麥淀粉的凍融穩(wěn)定性較好，可用于冷凍食品開發(fā)，經(jīng)凍融后，EQS的析水率最低為32.55%。掃描電鏡顯示藜麥淀粉粒徑小于2 μm，堿法提取工藝對淀粉有一定破壞作用，酶法和堿法提取方法會增大破損淀粉比例。通過X-射線衍射圖譜得出藜麥淀粉晶體為A型，結晶度分別為38.32%、39.18%、37.53%，提取方法未改變淀粉晶型。研究提取方法對藜麥淀粉性質的影響，對藜麥淀粉及淀粉類食品的開發(fā)應用有積極的促進作用，在實際應用中，可根據(jù)對淀粉不同理化性質的需求選擇相應的提取方法制備藜麥淀粉。