胡曉波，李夢圓，劉詠*，王軍輝,2

1(合肥工業(yè)大學(xué) 食品與生物工程學(xué)院，安徽 合肥，230009) 2(功能性復(fù)合調(diào)味品安徽省重點實驗室，安徽 界首，236500)

我國是柑橘類的主要原產(chǎn)地，其中橙子是重要品種之一[1]。橙皮是橙類罐頭生產(chǎn)的主要副產(chǎn)物，富含果膠，很多商業(yè)果膠是從橙皮中提取出來的。食品加工常需要使用適合的乳化劑或表面穩(wěn)定劑來穩(wěn)定油-水和/或空氣-水界面[2]。有研究證明柑橘果膠和甜菜果膠可以降低乳液中油相和水相之間的界面張力[3]。天然果膠代替乳化劑用于食品加工，是人們對健康的追求。果膠的乳化性能由其內(nèi)在性質(zhì)(甲基化程度、乙?；头肿恿?和外在因素(果膠濃度、pH和離子強度)決定，而內(nèi)在性質(zhì)往往取決于果膠的提取方法。

為了獲得乳化性好的果膠，很多學(xué)者做了大量的研究。劉佳等[4]采用熱水提取法獲得了5種橙皮果膠，發(fā)現(xiàn)橙皮果膠屬于高酯果膠，其果膠溶液表現(xiàn)出很好的黏度特性和蛋白質(zhì)穩(wěn)定性。CHEN等[5]利用鹽酸提取橙皮，獲得了酸性和堿性果膠，研究表明，酸性果膠含有較高濃度的半乳糖醛酸，具有很高的黏度，而堿性果膠呈高度支鏈化，可用作增稠劑和乳化劑。工業(yè)中常使用無機酸對原料進行加熱從而提取商業(yè)果膠，雖然生產(chǎn)成本較低，但會破壞果膠的中性糖鏈，并且會對生產(chǎn)器皿內(nèi)壁造成腐蝕。為了獲得乳化穩(wěn)定性高的橙皮果膠，本文擬利用順序提取法從橙皮中提取果膠，并與酸提法、酶提法進行比較，研究各果膠片段的乳化特性，同時考慮外在條件如橙皮果膠濃度、pH、溫度、Ca2+濃度對其溶液行為的影響，為橙皮果膠在食品工業(yè)的應(yīng)用提供研究基礎(chǔ)。

1 材料與方法

1.1 材料與試劑

新鮮的橙子購于當?shù)爻小Ｊ謩兂绕び盟磧艉?，放入溫度?0 ℃的烘箱中烘干至恒重，然后置于超微粉碎機中粉碎，過40目篩。在常溫下將橙皮粉末用體積分數(shù)70%乙醇浸泡1 h，將過濾后的濾渣置于V(氯仿)∶V(甲醇)=1∶1的混合溶液中，攪拌以脫色，濾渣用丙酮洗滌并干燥。將脫色脫脂的粉末樣品用密封袋收集，放于干燥處儲存?zhèn)溆?。使用的化學(xué)試劑均是分析純并購買于國藥集團。

1.2 橙皮果膠的提取

采用SENGKHAMPARN等[6]順序提取秋葵多糖的方法。稱取20 g橙皮粉末，在70 ℃用0.05 mol/L NaAc溶液(pH 5.2)萃取30 min，用4層紗布過濾，收集濾渣用于下一步提取，濾液在9 000 r/min的轉(zhuǎn)速下離心20 min，獲得熱緩沖液可溶性橙皮果膠(HBOP)。將濾渣在70 ℃用0.05 mol/L EDTA、0.05 mol/L NaAc和0.05 mol/L Na2C2O4的混合溶液(pH 5.2)中萃取30 min，4層紗布過濾后，將濾液在9 000 r/min的轉(zhuǎn)速下離心20 min，獲得螯合劑可溶性橙皮果膠(CHOP)。將第二步的濾渣在4 ℃用20 mmol/L NaBH4和0.05 mol/L NaOH混合溶液萃取30 min后，立即用乙酸中和，過濾并離心，得到稀堿可溶性橙皮果膠(DAOP)。第三步的濾渣在4 ℃用20 mmol/L NaBH4和6 mol/L NaOH混合溶液繼續(xù)萃取30 min，乙酸中和后過濾離心，得到濃堿可溶性橙皮果膠(CAOP)。將各個組分置于8 500 Da透析袋中，用蒸餾水透析3 d，流動水透析2 d，然后真空冷凍干燥并儲存。

酸法提取橙皮果膠，根據(jù)VENZON等[7]的方法并稍作修改。將2 g脫色脫脂后的橙皮粉末倒入250 mL的三角燒瓶中，加入30 mL蒸餾水后用檸檬酸緩沖液將溶液pH調(diào)至3.3，在水浴鍋中提取大約57min。然后離心取懸浮液，蒸發(fā)濃縮后用8 500 Da的透析袋透析，冷凍干燥后得酸法提取的橙皮果膠(AEOP)。

酶法提取橙皮果膠，稱取20 g脫色脫脂后的橙皮粉末于三角燒瓶中，加入800 mL蒸餾水和560 mg半纖維素酶，在40 ℃和自然pH下酶解，再以檸檬酸調(diào)至pH 2，在90 ℃下水浴并攪拌提取30 min，在4 000 r/min離心10 min，洗滌殘渣2次，合并上清液后蒸發(fā)濃縮。最后冷凍干燥獲得酶法提取的橙皮果膠(EEOP)[8]。

1.3 橙皮果膠乳化液的制備

稱取橙皮果膠粉末，溶于蒸餾水配制成不同濃度的果膠溶液。取1 mL溶液，加入3倍體積的植物油。用高速均質(zhì)機在10 000 r/min均質(zhì)5 min，再用高壓均質(zhì)機于40 MPa下均質(zhì)2次，制得橙皮果膠乳化液。

1.4 橙皮果膠的乳化特性

1.4.1 果膠濃度對橙皮果膠乳化液乳化特性的影響

稱取6種橙皮果膠粉末，分別制備質(zhì)量濃度為4、6、8、10 g/L的橙皮果膠乳化液，測定不同果膠濃度對乳化液乳化特性的影響。

1.4.2 pH對橙皮果膠乳化液乳化特性的影響

先使用Na2HPO4和NaH2PO4溶液將pH值調(diào)至4～9，然后分別用HCl和NaOH溶液調(diào)pH值至3、5、7、9，用上述4種溶液分別配制果膠質(zhì)量濃度為4 g/L的橙皮果膠乳化液，并在常溫下測定各乳化液的乳化性質(zhì)。

1.4.3 Ca2+濃度對橙皮果膠乳化液乳化特性的影響

先制備0、0.2、0.4和0.8 mol/L的Ca2+溶液，用上述4種溶液分別配制果膠質(zhì)量濃度為4 g/L的橙皮果膠乳化液，并將乳化液pH值調(diào)至3，然后在常溫下測定Ca2+濃度對乳化液的乳化性質(zhì)的影響。

1.4.4 溫度對橙皮果膠乳化液乳化特性的影響

為了研究冷藏、常溫、加熱條件下橙皮果膠乳化特性，將橙皮果膠乳化液的pH調(diào)節(jié)至5，然后分別置于0、20和100 ℃，20 min后測定溫度對其乳化特性的影響。

1.5 乳化特性的測量指標

1.5.1 乳化活力和乳化穩(wěn)定性測定

將100 μL橙皮果膠乳化液用質(zhì)量分數(shù)為0.1% SDS溶液稀釋250倍。以質(zhì)量分數(shù)為0.1% SDS溶液為空白對照，測定在500 nm波長下0 min時的吸光值(A0)，再測定10 min后的吸光值(A10)，其中乳化活力(emulsifying activity, EAI)用A0表示，乳化穩(wěn)定性(emulsion stability, ESI)按照公式(1)計算[9]：

(1)

式中：A0,0 min時測得的樣品吸光值；ΔT,2次測定的時間間隔，本次實驗中取10 min；A10,10 min后測得樣品吸光度值。

1.5.2 乳化液滴尺寸的測定

用激光粒度分析儀測定乳化液液滴尺寸，取1 mL橙皮果膠乳化液，以水為分散介質(zhì)，測出乳狀液油滴體積加權(quán)平均直徑(D[4,3])[10]。體積加權(quán)平均直徑按照公式(2)測定：

(2)

式中：di和ni分別為液滴直徑和液滴數(shù)量，每次測量重復(fù)3次。

1.5.3 絮凝指數(shù)測定

參考陳益春等[11]所描述的方法測定絮凝指數(shù)。以質(zhì)量分數(shù)為1% SDS溶液為分散介質(zhì)，測定乳化液液滴體積加權(quán)平均直徑D[4,3～1% SDS]。乳化液中油滴體積的絮凝指數(shù)(flocculation index, FI)的計算公式如公式(3)所示：

(3)

式中：D[4,3]是以水為分散介質(zhì)時乳化液液滴體積加權(quán)平均直徑；D[4,3～1% SDS]是以質(zhì)量分數(shù)為1% SDS溶液為分散介質(zhì)時乳化液液滴體積加權(quán)平均直徑。

1.5.4 Zeta電位的測定

利用激光粒度儀測定乳化液的Zeta電位，將乳化液稀釋10倍后，吸取1 mL于樣品槽中，在20 ℃下測定Zeta電位。

2 結(jié)果與討論

2.1 橙皮果膠不同方法的提取結(jié)果

HBOP的提取率是(2.54±0.09)%，CHOP的提取率是(10.60±1.62)%，DAOP的提取率是(12.09±1.06)%，CAOP的提取率是(2.70±0.1)%，順序提取過程中提取液極性的增加，使得橙皮中的果膠得到了充分的提取，CAOP的提取率降低表明了在前面的提取過程中大部分橙皮果膠已被提取出來。AEOP的提取率達到了(13.84±0.39)%，EEOP的提取率高達(17.14±0.36)%。

2.2 橙皮果膠乳化液的乳化活力和乳化穩(wěn)定性

2.2.1 果膠濃度對橙皮果膠乳化液乳化活力和乳化穩(wěn)定性的影響

如圖1-A所示，6種乳化液的乳化活力都隨著多糖濃度的增加而增加，但上升的速率有所不同，這可能是由于通過不同提取方法獲得的橙皮果膠的性質(zhì)不同。其中，CHOP的乳化活力最大，HBOP次之。CAOP的乳化活力在前期隨濃度的變化較小，當質(zhì)量濃度大于6 g/L時，乳化液的乳化活力增加的較快。DAOP的乳化活力最差，乳化活力隨果膠濃度的增加基本不變。

圖1 果膠質(zhì)量濃度對乳化活力(A)和乳化穩(wěn)定性(B)的影響Fig.1 Effects of pectin concentration on emulsifyingactivity (A) and emulsion stability (B)

乳化穩(wěn)定性可用來評定體系保持乳狀液分散而不沉淀的能力。從圖1-B中可見，除了EEOP的乳化活力在果膠質(zhì)量濃度大于8 g/L時略有下降，其他組分都處于上升的趨勢。AEOP的乳化穩(wěn)定性最高，而DAOP的乳化穩(wěn)定性幾乎沒有變化。黃曉德等[12]認為乳化活力與多糖分子含有的羥基數(shù)量有關(guān)，羥基使得乳化液具有分子極性，可以使多糖分子通過范德華力結(jié)合在油-水界面上，促使乳滴表面形成膠體薄膜，防止乳滴聚集。乳化特性與多糖-蛋白質(zhì)復(fù)合物分子量也有關(guān)系，大分子量有利于空間結(jié)構(gòu)的穩(wěn)定，能有效抑制油滴的聚集。

2.2.2 pH對橙皮果膠乳化液乳化活力和乳化穩(wěn)定性的影響

如圖2-A所示，6種乳化液的變化趨勢均有明顯差別。HBOP、DAOP、AEOP、EEOP的乳化活力呈現(xiàn)出先上升后下降的變化。其中HBOP在pH 5時達到最大值，pH 7之后乳化活力的變化趨于平緩，與其他3組相比，變化幅度最大，可能是低pH時果膠的溶解度低，形成了較大的乳化液滴，pH的持續(xù)提高會使乳化液滴表面的電荷增加，增強表面疏水性，但是堿性過強可能會引起立體化學(xué)反應(yīng)，改變?nèi)榛旱墓倌軋F和結(jié)構(gòu)[13]。CHOP的乳化活力在低pH值下呈現(xiàn)非常高的乳化活力，并隨著pH的增加而降低。這可能是因為在強酸條件下，橙皮果膠具有高溶解性和高表面電荷，從而表現(xiàn)出更好的乳化性能。CAOP在pH 5時乳化活力較小，此時果膠中蛋白質(zhì)組分在處于等電點附近，表面所帶凈電荷幾乎為零，親水性降低，導(dǎo)致吸附在油-水界面的蛋白質(zhì)含量減少，乳化活力最低。

由圖2-B可以看出，除了pH 3時HBOP的乳化穩(wěn)定性低于CHOP，pH在5～7范圍，均大于其他橙皮果膠。DAOP的乳化穩(wěn)定性在pH 5～9范圍內(nèi)最小。但總體上隨著pH的升高，6種橙皮果膠乳化液的乳化穩(wěn)定性均呈現(xiàn)先上升后下降的變化，并都在pH 5時達到最大值。這是因為乳化液在接近等電點時，乳化液內(nèi)部不存在靜電排斥力，分子在油-水界面的重排能夠促進高黏彈性薄膜的形成，抑制了油滴聚集和上浮，進而提高了乳化穩(wěn)定性[14]。

圖2 pH對乳化活力(A)和乳化穩(wěn)定性(B)的影響Fig.2 Effects of pH on emulsifying activity (A) andemulsion stability (B)

2.2.3 Ca2+濃度對橙皮果膠乳化液乳化活力和乳化穩(wěn)定性的影響

從圖3-A可見，Ca2+濃度對不同橙皮果膠乳化液乳化活性的影響有所不同。加入Ca2+后，CHOP和DAOP的乳化活力顯著下降，隨著Ca2+濃度的增加其乳化活力有所回升。CLARK等[15]認為由于屏蔽效應(yīng)，高離子強度會降低蛋白質(zhì)與所帶電荷相反的聚合物之間的靜電吸引作用，因此在pH 3時，高濃度Ca2+會降低乳化液中蛋白質(zhì)和多糖之間相互作用的程度，有利于蛋白質(zhì)在界面的吸附，因此隨著Ca2+濃度的增加呈現(xiàn)出一定的上升趨勢。但是AEOP、EEOP和CAOP的乳化活力持續(xù)上升可能是由于提取方法的差異性。由圖3-B可知，6種橙皮果膠乳化液的乳化穩(wěn)定性隨著Ca2+濃度增加而下降，其中AEOP和EEOP的乳化穩(wěn)定性下降最快。這可能歸因于Ca2+的存在降低了果膠的溶解度，增加了其自由活化能，從而降低了乳化穩(wěn)定性。郭慶等[16]在研究甘薯蛋白的乳化特性時發(fā)現(xiàn)，界面吸附的蛋白質(zhì)與Ca2+可通過S—S鍵形成高分子聚合物，這種高聚物也會存在于乳化顆粒之間，最終降低乳化液的乳化穩(wěn)定性。

圖3 Ca2+濃度對乳化活力(A)和乳化穩(wěn)定性(B)的影響Fig.3 Effects of Ca2+ concentration on emulsifyingactivity (A) and emulsion stability (B)

2.2.4 溫度對橙皮果膠乳化液乳化活力和乳化穩(wěn)定性的影響

圖4-A表明在室溫條件下，6種果膠都具有較好的乳化活性，溫度過高或過低都會降低乳化活力，但AEOP和EEOP在加熱之后乳化活力反而增加，DAOP乳化活力仍是最小，這可能是因為提取緩沖液和方法影響了果膠的結(jié)構(gòu)，導(dǎo)致最終乳化特性不同。從圖4-B可以看到，除了HBOP、CHOP和DAOP組分外，其他橙皮乳化液乳化穩(wěn)定性均呈現(xiàn)出先升高后降低的現(xiàn)象。CAOP的乳化活力和乳化穩(wěn)定性都在常溫時達到最大值，這是由于適當?shù)纳郎乜梢源偈构z解離和提高結(jié)構(gòu)的伸展性，使果膠更好地吸附在乳化界面上。但是溫度的進一步升高會破壞果膠中蛋白質(zhì)的結(jié)構(gòu)，造成變性，降低蛋白質(zhì)的溶解度和黏度，蛋白質(zhì)的水合能力也降低，從而導(dǎo)致乳化活力和乳化穩(wěn)定性的降低[17]。

圖4 溫度對乳化活力(A)和乳化穩(wěn)定性(B)的影響Fig.4 Effects of temperature on emulsifying activity (A)and emulsion stability (B)

2.3 絮凝指數(shù)分析

2.3.1 果膠濃度對橙皮果膠乳化液絮凝指數(shù)的影響

絮凝會影響貯存時乳狀液的穩(wěn)定性，絮凝指數(shù)越大，乳狀液越容易發(fā)生絮凝。如圖5所示，除了CHOP，其他果膠隨著濃度的升高乳化液的絮凝指數(shù)均有所下降，表明較高的果膠濃度有利于抑制乳化液產(chǎn)生絮凝。乳化液濃度的增加會使液滴表面覆蓋水膠體膜，可以提高乳化液的乳化穩(wěn)定性，CHOP絮凝指數(shù)的增加可能是因為多糖分子的相互作用不夠迅速，水膠體分子覆蓋之前可能就已經(jīng)發(fā)生絮凝。DICKINSON[18]認為在低果膠濃度時乳化液易發(fā)生絮凝，高濃度時則表現(xiàn)出較好的抗絮凝現(xiàn)象，可能是因為果膠分子從水-油界面上釋放出來要消耗大量的能量，這種絮凝穩(wěn)定性可歸咎于果膠分子緊密地的吸附在油-水界面上。油-水界面液滴的空間位阻、乳狀液與界面之間的網(wǎng)狀結(jié)構(gòu)也對抗絮凝起了一定的促進作用。

圖5 果膠質(zhì)量濃度對絮凝指數(shù)的影響Fig.5 Effect of pectin concentration on the flocculation index

2.3.2 pH對橙皮果膠乳化液絮凝指數(shù)的影響

從圖6可以看出，在接近等電點時，橙皮果膠乳化液的絮凝指數(shù)較大，強酸或堿性條件下，都有一定程度的降低，其中以DAOP的絮凝指數(shù)變化幅度最大。因為在酸性或堿性條件下，乳化液滴表面帶有電荷，液滴之間通過靜電相互作用而彼此排斥，阻止了液滴相互靠近，從而抑制了聚集形成大顆粒。在中性pH時，液滴表面的凈電荷幾乎為零，斥力減弱，易發(fā)生聚集沉淀。HBOP、CAOP、AEOP和EEOP的絮凝指數(shù)相近且都比較低，但是這4種橙皮果膠乳化性的乳化穩(wěn)定性有高有低，說明乳化液的絮凝指數(shù)和乳化穩(wěn)定性有所不同，測量這2個指標有助于更全面地討論乳化液的性質(zhì)。

圖6 pH對絮凝指數(shù)的影響Fig.6 Effect of pH on the flocculation index

2.3.3 Ca2+濃度對橙皮果膠乳化液絮凝指數(shù)的影響

從圖7可以看出，添加Ca2+后，6種橙皮果膠乳化液的絮凝指數(shù)增加，雖然DAOP的絮凝指數(shù)在Ca2+濃度大于0.4 mg/mL時出現(xiàn)了大幅度降低，但仍然比不加Ca2+的絮凝指數(shù)高。HBOP的絮凝指數(shù)次之，其他提取方式得到的橙皮果膠乳化液的絮凝指數(shù)差異不大。這種現(xiàn)象產(chǎn)生的原因可能是由于Ca2+的加入使乳化液含有大量正電荷，它會中和液滴表面的負電荷液，從而產(chǎn)生靜電屏蔽，液滴間發(fā)生聚集，導(dǎo)致乳化液絮凝[19]。還有乳化液滴之間存在橋連作用，Ca2+與多糖-蛋白質(zhì)復(fù)合物會通過這一橋連作用，使細小的液滴絮凝形成更大的液滴，增加了絮凝指數(shù)。其他提取方式得到的橙皮果膠乳化液的絮凝指數(shù)差異不大。

圖7 Ca2+摩爾濃度對絮凝指數(shù)的影響Fig.7 Effect of Ca2+ concentration on the flocculationindex

2.3.4 溫度對橙皮果膠乳化液絮凝指數(shù)的影響

從圖8可以看出，在常溫條件下HBOP、CAOP和AEOP的絮凝指數(shù)最低，說明其在常溫下較為穩(wěn)定，且CAOP和AEOP的絮凝指數(shù)都比較低且受溫度的影響較小。在所有溫度條件下，DAOP的絮凝指數(shù)都最高，這可能是提取方法的不同引起的，弱堿提取環(huán)境中DAOP既進行了脫脂作用，也發(fā)生了β-消去反應(yīng)，但降脂反應(yīng)會逐漸減弱，持續(xù)的β-消去反應(yīng)破壞了果膠分子結(jié)構(gòu)，導(dǎo)致乳化液體系對外界因素較為敏感[20]，溫度的升高使果膠的結(jié)構(gòu)發(fā)生部分改變，隱藏在內(nèi)部的極性側(cè)鏈和疏水性位點暴露出來，疏水作用力的增加，從而導(dǎo)致絮凝指數(shù)增加。

圖8 溫度對絮凝指數(shù)的影響Fig.8 Effect of temperature on the flocculation index

2.4 液滴尺寸和Zeta電位的測定

2.4.1 果膠濃度對橙皮果膠乳化液液滴尺寸和Zeta電位的影響

從圖9-A可以看出，果膠濃度對橙皮果膠乳化液液滴尺寸的影響主要分為3種情況。第1種是隨著果膠濃度增加乳化液的液滴尺寸下降，如DAOP；第2種是隨著果膠濃度增加，乳化液的液滴尺寸變化較小，如HBOP、CAOP、AEOP、EEOP；第3種是隨著果膠濃度增加，乳化液的液滴尺寸增加，如CHOP，這表明CHOP在低果膠濃度時已在界面吸附完全，隨著濃度增加，沒有吸附的CHOP會由于消耗機理從而聚凝，因此導(dǎo)致測得的乳化液液滴尺寸增加，在均質(zhì)過程中，乳化劑可以迅速吸附到油-水界面上，有效地阻止絮凝[21]。

乳化液Zeta電位能有效反映液滴間的靜電相互作用的程度，表面所帶凈電荷越多，液滴之間靜電斥力越強，乳化液也就越穩(wěn)定。如圖9-B所示，所有乳化液液滴都帶著負電荷，隨著濃度的增加，不同提取方法得到的橙皮果膠的Zeta電位變化情況也有所不同。隨著果膠濃度增加，DAOP保持著較大的Zeta電位。然而根據(jù)圖1-B和圖9-A可知,濃度增加DAOP乳化穩(wěn)定性較差。這也說明了Zeta電位并不能決定乳化液的穩(wěn)定性，也不能決定乳化液液滴尺寸大小，這是因為當Zeta電位值差異較小，還需要考慮界面張力和乳化液黏度等多個方面。

圖9 果膠質(zhì)量濃度對液滴尺寸(A)和Zeta電位(B)的影響Fig.9 Effects of pectin concentration on droplet size (A)and Zeta potential (B)

2.4.2 pH對橙皮果膠乳化液液滴尺寸和Zeta電位的影響

如圖10-A所示，HBOP、CAOP、AEOP和EEOP的液滴尺寸隨著pH增大而減小。pH增大，CHOP的液滴尺寸先增大后減小。梅新等[22]發(fā)現(xiàn)pH會影響甘薯果膠的電離程度，低pH抑制果膠中半乳糖醛酸的電離，乳化顆粒所帶的電荷減少，因排斥作用減弱而易發(fā)生聚集，液滴粒徑增大。pH緩慢增加促進了果膠電離，液滴表面的凈電荷增加，靜電排斥力增強，液滴尺寸減小。

乳化液是一種熱力學(xué)不穩(wěn)定體系，Zeta電位不僅取決于原材料，還取決于乳化體系中pH值和離子強度。圖10-B顯示當pH增加，6種橙皮果膠乳化液的Zeta電位絕對值出現(xiàn)上升，這可能是由于pH增加，OH-變多，乳化液滴表面負電荷增多，導(dǎo)致分子間斥力增大從而使Zeta電位絕對值上升，促進乳化液的穩(wěn)定性。

圖10 pH對液滴尺寸(A)和Zeta電位(B)的影響Fig.10 Effects of pH on droplet size (A) and Zetapotential (B)

2.4.3 Ca2+濃度對橙皮果膠乳化液液滴尺寸和Zeta電位的影響

從圖11-A可以看出，HBOP、CHOP和CAOP對Ca2+濃度比較敏感。鈣鹽對乳化液液滴尺寸的影響主要有兩種形式，一種是由于Ca2+帶來的靜電篩選產(chǎn)生靜電屏蔽從而使分子間靜電排斥增加，因此有助于分子鏈擴散。另一種是隨著正離子的加入分子間斥力可能會減少從而導(dǎo)致液滴聚集[23]。出現(xiàn)不同的變化趨勢主要看哪一種影響占優(yōu)勢，第1種反應(yīng)占優(yōu)勢則液滴尺寸下降，第2種反應(yīng)占優(yōu)勢則液滴尺寸增加。

從圖11-B看出，Ca2+濃度的增加使得Zeta電位的絕對值出現(xiàn)了不同程度的降低，Ca2+濃度大于0.4 mol/L后逐漸趨于平緩。這與NAKAUMA等[24]在研究鹽類型對甜菜果膠乳化特性的影響時觀察到的現(xiàn)象相同。鹽的加入引起油滴之間發(fā)生絮凝作用，通過靜電斥力的篩選和氫鍵或配位鍵的橋接作用，導(dǎo)致Zeta電位絕對值降低。此外，他們認為Ca2+可以增強配位鍵的橋接效果，相較于Na+更易降低乳液穩(wěn)定性。

圖11 Ca2+濃度對液滴尺寸(A)和Zeta電位(B)的影響Fig.11 Effects of Ca2+ concentration on dropletsize (A) and Zeta potential (B)

2.4.4 溫度對橙皮果膠乳化液液滴尺寸和Zeta電位的影響

如圖12-A所示，DAOP的粒徑大小總是大于其他組分，傾向于沉淀。HBOP、CAOP和AEOP在室溫下的液滴尺寸最小，在冷凍和加熱后液滴尺寸均顯著增加。這可能因為溫度過高或過低對橙皮果膠的結(jié)構(gòu)影響很大，其中蛋白質(zhì)的機構(gòu)展開，疏水性位點暴露出來，疏水相互作用增強導(dǎo)致液滴之間相互聚集，發(fā)生絮凝，所以粒徑增大。

從圖12-B可見，HBOP、CHOP和DAOP的Zeta電位受溫度的影響較大，其中，CHOP的Zeta電位在6個組分中是最大的，且0 ℃時達到最高。CAOP、AEOP和EEOP的Zeta電位雖有稍微波動，但受溫度的影響較小。隨著提取方式的改變，獲得果膠的結(jié)構(gòu)和組成成分的差異性很大，所以各種乳化液Zeta電位的數(shù)值差異可能是由提取方法的不同導(dǎo)致。

圖12 溫度對液滴尺寸(A)和Zeta電位(B)的影響Fig.12 Effects of temperature on droplet size (A) andZeta potential (B)

3 結(jié)論

6種橙皮果膠的乳化活力和乳化穩(wěn)定性均隨果膠濃度的增加呈現(xiàn)上升的趨勢，并在10 g/L時達到最大值。其中CAOP的乳化活力僅次于HBOP和CHOP，并且除DAOP外，其他果膠都具有較低的液滴尺寸。6種橙皮果膠在pH 5時乳化穩(wěn)定性最好，但CAOP在其他pH下仍可以保持較好的乳化活力和穩(wěn)定性，以及較小的液滴粒徑。盡管Ca2+濃度對6種橙皮果膠的Zeta電位影響明顯，但CAOP依然具有很好的乳化穩(wěn)定性和最小的絮凝指數(shù)。6種橙皮果膠在常溫下均呈現(xiàn)出較好的乳化活力和乳化穩(wěn)定性，但相較于其他果膠，CAOP具有更小的絮凝指數(shù)和粒徑大小。因此CAOP在不同的影響因素下都能表現(xiàn)出很好的乳化性質(zhì)，很適合作為理想的食品乳化劑。