屈平平,李 濤,胡士林,田文儒
(1.山東畜牧獸醫(yī)職業(yè)學(xué)院,山東 濰坊 261061; 2.青島農(nóng)業(yè)大學(xué),山東 青島 266109)
目前,熱應(yīng)激抑制早期胚胎發(fā)育的作用機(jī)理還不是很清楚。研究表明這可能是由以下兩方面引起的,一方面熱應(yīng)激本身作為細(xì)胞損傷因子對(duì)細(xì)胞產(chǎn)生直接的細(xì)胞毒效應(yīng),如破壞DNA分子的完整性[1,2]、改變蛋白質(zhì)圖譜[3,4]、促進(jìn)自由基的產(chǎn)生[4]、干擾細(xì)胞有絲分裂[5]、誘導(dǎo)細(xì)胞凋亡[6]等;另一方面胚胎抵抗熱應(yīng)激的防御系統(tǒng)不夠完善,如缺乏抵抗氧化應(yīng)激、保護(hù)蛋白質(zhì)正確組裝及降解變性蛋白的能力、不能有效的抵抗或修復(fù)熱應(yīng)激對(duì)胚胎的損傷。正常的細(xì)胞器結(jié)構(gòu)是細(xì)胞器發(fā)揮生理功能的基礎(chǔ)和保證。因此,通過透射電子顯微鏡觀察熱應(yīng)激后胚胎線粒體超微結(jié)構(gòu)的變化,為判斷熱應(yīng)激對(duì)胚胎發(fā)育能力的影響提供更為準(zhǔn)確的依據(jù),并為探索熱應(yīng)激抑制哺乳動(dòng)物早期胚胎發(fā)育的作用機(jī)理提供依據(jù)。
1.1 試驗(yàn)動(dòng)物
試驗(yàn)動(dòng)物為8~9周齡性成熟昆明種(KM)小鼠,體重25±5 g,購(gòu)于山東大學(xué)實(shí)驗(yàn)動(dòng)物中心。飼喂實(shí)驗(yàn)動(dòng)物標(biāo)準(zhǔn)飼料(購(gòu)于康大飼料有限公司),自由飲水,并進(jìn)行光照控制(6:00~18:00光照,18:00~6:00黑暗);溫度控制在18~25℃。適應(yīng)飼養(yǎng)一周后,用于超數(shù)排卵。
1.2 試驗(yàn)藥品
NaCl、KCl、NaHCO3、KH2PO4、MgSO4、CaCl2、EDTA、HEPES、BSA、谷氨酰胺、乳酸鈉、丙酮酸鈉、青霉素、硫酸鏈霉素、瓊脂糖等均購(gòu)自Sigma公司;PMSG和hCG購(gòu)自寧波三生藥業(yè);25%戊二醛、鋨酸(0.5 g包裝)、Epon-812樹脂包埋試劑盒均購(gòu)自SPI公司;30%、50%、70%、80%、90%、100%丙酮;0.01 mol/L PBS等。
1.3 試驗(yàn)器材
體視顯微鏡(SZX-12,日本OLYMPUS公司);
超純水系統(tǒng)(Synyhes,法國(guó)Milli-Q公司);
CO2培養(yǎng)箱(Galaxy B,德國(guó) MMM 公司);
透明加熱板(PW-1,日本富士平公司);
超薄切片機(jī)(LKB-V,瑞典);
透射電子顯微鏡(JEM-1200EX,日本)。
2.1 小鼠胚胎體外培養(yǎng)
2.1.1 小鼠超數(shù)排卵 將雌性小鼠于16:00腹腔內(nèi)注射PMSG(10IU/只),48 h后腹腔注射hCG(10IU/只),雌鼠注射hCG后立即與成熟雄鼠1:1合籠。所用雄鼠必須是至少在5d內(nèi)沒交配過的健康雄鼠。次日8:00檢查陰道栓,有陰栓者備用
2.1.2 CZB培養(yǎng)液的配制 試驗(yàn)以CZB系列培養(yǎng)液進(jìn)行小鼠胚胎體外培養(yǎng)。CZB系列培養(yǎng)液的配方見附錄7。Hepes-CZB用來(lái)沖胚和清洗胚胎。透明質(zhì)酸酶溶液的配制是在Hepes-CZB配方中不添加牛血清白蛋白(Bovine Aerum Albumin,BSA)的基礎(chǔ)上,按照0.1~0.3 mg/mL添加透明質(zhì)酸酶,用來(lái)除去受精卵周圍的卵丘細(xì)胞。胚胎培養(yǎng)液分為CZB和葡萄糖-CZB(G-CZB)兩種。G-CZB是在CZB培養(yǎng)液中添加1 mg/mL葡萄糖配制而成。4-細(xì)胞期前胚胎在CZB培養(yǎng)液培養(yǎng),以免引起2-細(xì)胞期胚胎發(fā)育阻滯。4-細(xì)胞期以后的胚胎在G-CZB培養(yǎng)液中培養(yǎng)。
2.1.3 小鼠原核胚收集及體外培養(yǎng) 在檢出陰栓當(dāng)天19:00左右,用脫臼法處死雌鼠,取出輸卵管和部分子宮角,在體視顯微鏡下,用1 mL注射器針頭將輸卵管壺腹部撕破,原核期胚胎連同顆粒細(xì)胞一起逸出。再將細(xì)胞團(tuán)轉(zhuǎn)移至透明質(zhì)酸酶中,反復(fù)吹打,去除原核胚周圍的顆粒細(xì)胞。將形態(tài)完好的原核胚在Hepes-CZB中沖洗5次后,轉(zhuǎn)移至50μL預(yù)平衡6~12 h的CZB培養(yǎng)液微滴中,每個(gè)液滴放置30枚胚胎,置于37℃、5%CO2、100%RH的CO2培養(yǎng)箱中進(jìn)行培養(yǎng)。當(dāng)胚胎發(fā)育至4-細(xì)胞期時(shí),將胚胎轉(zhuǎn)移至G-CZB培養(yǎng)液中繼續(xù)培養(yǎng)至早期囊胚,用于后續(xù)試驗(yàn)。
2.1.4 小鼠囊胚分期 根據(jù)囊胚的擴(kuò)張和孵出程度將囊胚分成1~6級(jí):
1級(jí):早期囊胚(Early blastocysts),囊胚腔體積小于囊胚總體積的一半;
2級(jí):囊胚(Blastocysts),囊胚腔體積大于囊胚總體積的一半;
3級(jí):完全擴(kuò)張囊胚(Full blastocysts),囊胚腔占據(jù)整個(gè)囊胚;
4級(jí):擴(kuò)張后囊胚(Expanded blastocysts),囊胚腔體積較早期囊胚明顯擴(kuò)大,透明帶變?。?/p>
5級(jí):正在孵化的囊胚(Hatching blastocysts),囊胚正在從透明帶破裂口孵出;
6級(jí):孵化出的囊胚(Hatched blastocysts),囊胚完全從透明帶中脫出。
2.2 熱應(yīng)激處理
將小鼠早期囊胚分別處以39℃、5.5%CO2和41℃、6%CO2熱應(yīng)激處理2 h。分別于熱應(yīng)激結(jié)束后立即收集胚胎和經(jīng)37℃、5%CO2恢復(fù)2 h時(shí)收集胚胎,制備透射電鏡樣品。對(duì)照組小鼠早期囊胚在37℃、5%CO2下培養(yǎng)。胚胎處理同熱應(yīng)激組。
2.3 制備透射電鏡樣品藥品配制
2.3.1 0.2mol/L pH7.4磷酸緩沖液(PB) 稱取53.65 g磷酸氫二鈉(Na2HPO4·7H2O),溶解于雙蒸水,然后定容至1 000 mL,配制成0.2 mol/L 磷酸氫二鈉貯備液(A液)。再稱取27.60 g磷酸二氫鈉(NaH2PO4·H2O),溶解于雙蒸水,然后定容至1 000 mL,配制成0.2 mol/L 磷酸二氫鈉貯備液(B液)。分別量取40.5 mL A液和9.5 mL B液,充分混和后即得到0.2 mol/L pH7.4 PB。
2.3.2 0.01 mol/L pH7.4磷酸鹽緩沖生理鹽水(PBS) 稱取8.5~9 g NaCl,溶解于50 mL 0.2 mol/L PB中,然后加重蒸水,定容至1 000 mL。充分搖勻即可得到0.01 mol/L pH7.4 PBS。
2.3.3 2.5%戊二醛 量取10 mL 25%戊二醛溶液與50 m; 0.2 M PB(pH7.4)充分混和,然后再加蒸餾水定容至100 mL,即得到2.5%戊二醛固定液。
2.3.4 1%OsO4先用自來(lái)水洗去OsO4安瓿瓶上的標(biāo)簽,再用濃洗液浸泡4~8 h,用自來(lái)水清洗后再用蒸餾水清洗,然后用砂輪在安瓿瓶上劃痕,洗凈后再放入瓶中,蓋好瓶塞,用力撞擊安瓿,或者用清潔的玻璃棒敲碎安瓿。待其破后用25 mL重蒸水稀釋。將原液瓶封密,用黑紙包好于通風(fēng)櫥或者冰箱中待其完全溶解,即為2%OsO4儲(chǔ)存液。在通風(fēng)櫥中,取5 mL 2%OsO4儲(chǔ)存液和5 mL 0.2mol/L PB( pH7.4),充分混和后,用黑紙包好于4℃冰箱中保存。
2.3.5 Epon-812包埋劑 先量取10 mL Epon-812,在磁力攪拌的攪拌下,緩慢加入16 mL DDSA,待充分混勻,得到A液;再量取10 mL Epon-812,在磁力攪拌的攪拌下,緩慢加入8.9 mL MNA,待充分混勻,得到B液;A液和B液按比例混合,(冬天1:4;夏天1:9),待上述二液混勻后再按1.5%~2%的體積比,在充分?jǐn)嚢柚械渭覦NP-30。
2.3.6 硼砂甲苯胺藍(lán)染液 稱取1 g硼砂(四硼酸鈉),用100 mL雙蒸水加熱溶解,再加入1 g甲苯胺藍(lán),待全部溶解過濾,濾液即為甲苯胺藍(lán)染色液。
2.3.7 醋酸鈾染色液(飽和液) 稱取2 g醋酸鈾,溶解于100 mL 50%~70%乙醇,即得到pH4.2的醋酸鈾飽和液。
2.3.8 檸檬酸鉛染色液 分別稱取1.33 g硝酸鉛和1.76 g檸檬酸鈉,再加入30 mL雙蒸水,用力振蕩30 min,待化學(xué)反應(yīng)生成檸檬酸鉛,溶液呈現(xiàn)為乳白色的檸檬酸鉛混懸液,然后加入1 N氫氧化鈉8 mL,使檸檬酸鉛溶解,變成無(wú)色透明狀,最后再加雙蒸水至50 mL,此時(shí)溶液的pH為12。
2.3.9 2%瓊脂 稱取1 g瓊脂溶于50 mL的0.01 mol/L pH7.4的PBS中,加熱溶解,高壓滅菌,冷卻后儲(chǔ)存于4℃?zhèn)溆谩?/p>
2.4 胚胎超薄切片制備
2.4.1 前固定 將預(yù)冷的2.5%戊二醛,在3.5 cm的塑料培養(yǎng)皿中作2個(gè)100μL的小液滴。在體視鏡下,用吸胚針將胚胎從培養(yǎng)液中轉(zhuǎn)移到固定液中,每個(gè)液滴中放置50枚胚胎。待固定10 min后再將胚胎在轉(zhuǎn)移到新鮮的固定液中,放4℃冰箱中再固定2 h。
2.4.2 清洗 同樣在3.5 cm的塑料培養(yǎng)皿中作3個(gè)100 μL的0.01 mol/L PBS小液滴,于體視鏡下,用吸胚針將胚胎從固定液中轉(zhuǎn)移至0.01 mol/L PBS中,室溫下清洗三次,每次10~15 min。
2.4.3 后固定 同樣做2個(gè)50~100 μL的1%鋨酸小液滴,將胚胎轉(zhuǎn)移到其中,室溫避光固定1.5 h。
2.4.4 清洗 同樣在3.5 cm的塑料培養(yǎng)皿中作3個(gè)100 μL的0.01 mol/L PBS小液滴,于體視鏡下,利用吸胚針將胚胎從固定液中轉(zhuǎn)移至0.01 mol/L PBS中,室溫下清洗三次,每次10~15 min。
2.4.5 瓊脂糖預(yù)包埋 將清洗好的胚胎用吸胚針小心的轉(zhuǎn)移到PCR反應(yīng)管,再加50 μL的PBS,2 000 r/min離心1~2 min。用小量程移液器小心吸棄PBS,慢慢加入100 μL 40℃左右的2%的瓊脂糖溶液,立即以2 000 r/min離心1~2 min。待瓊脂糖凝固后用牙簽將胚胎團(tuán)取出,然后切割成1~2 mm3的小瓊脂糖塊。
2.4.6 脫水 將瓊脂糖塊在青霉素小瓶中按照以下程序進(jìn)行脫水:先用30%丙酮4℃脫水15 min,再用50%丙酮4℃脫水15 min,然后在70%丙酮中4℃過夜;次日在80%丙酮中室溫脫水15 min,90%丙酮室溫脫水10 min,再經(jīng)100%丙酮室溫脫水2次,每次10 min。
2.4.7 滲透 將瓊脂糖塊先在Epon-812包埋劑與丙酮1:2(V/V)混和液中室溫滲透2 h,再在Epon-812包埋劑與丙酮2:1(V/V)混和液中室溫滲透4~6 h,然后在37℃干燥箱中,純Epon-812包埋劑中滲透4~6 h。浸透過程均在干燥器中進(jìn)行。
2.4.8 包埋 將Epon-812倒入平板包埋板中,用牙簽將瓊脂糖塊放入包埋劑中,37℃過夜,于次日早晨將瓊脂糖塊位置擺正。
2.4.9 聚合 將干燥箱調(diào)至45℃,聚合12 h, 然后在60℃聚合24 h~36 h。聚合完畢,關(guān)閉溫箱。待自然冷卻后,取出包埋塊,保存于干燥器中。
2.4.10 半薄切片和染色 用單面刀片修整聚合良好的胚胎團(tuán)頂端,直至胚胎團(tuán)表面成梯形,四邊修整成約45℃斜面,整個(gè)包埋塊類似于一個(gè)平頂?shù)乃?。用超薄切片機(jī)切出0.5μm的切片,用撈片鑷撈起切片,放在載玻片上,玻片置于酒精燈上加熱烘干(時(shí)間大約為1 min)。然后滴1滴1%甲苯胺藍(lán)染色液,繼續(xù)烘烤數(shù)秒鐘后冷卻1~2 min,再用自來(lái)水將玻片表面染液沖洗徹底后,濾紙吸干水分,自然干燥,光鏡下觀察,定位于形態(tài)完好的囊胚上。
2.4.11 超薄切片及染色 根據(jù)半薄切片提示,將胚胎團(tuán)頂端平面修整為長(zhǎng)2 mm、寬1 mm的長(zhǎng)方形,用超薄切片機(jī)切出50~100 nm超薄切片,再用直徑3 mm、200目銅網(wǎng)撈起,濾紙吸干后用蠟盤進(jìn)行醋酸雙氧鈾和檸檬酸鉛雙重染色,蒸餾水沖洗后在透射電子顯微鏡下觀察。
2.5 圖片處理
所有圖片采用Adobe Photoshop 7.0 軟件處理。
在37℃、5%CO2條件下正常培養(yǎng)的小鼠早期囊胚細(xì)胞中,可見到大量的線粒體分布于胞質(zhì)中,圍繞細(xì)胞核排列(見圖A)。大部分線粒體為呈圓形或帽狀的不成熟線粒體,線粒體基質(zhì)密度較大,在線粒體的邊緣具有不發(fā)達(dá)的弓形嵴;少數(shù)線粒體為橢圓形或棒狀的成熟線粒體,具發(fā)達(dá)的橫嵴,基質(zhì)較淺;還有一些線粒體為不成熟線粒體狀態(tài)和成熟線粒體的過渡態(tài),線粒體開始變大,拉長(zhǎng),并有橫嵴出現(xiàn)。39℃熱應(yīng)激組小鼠早期囊胚細(xì)胞內(nèi)線粒體發(fā)生輕微腫脹,還有少量線粒體發(fā)生空泡化(見圖B、C);熱應(yīng)激結(jié)束后胚胎經(jīng)37℃再培養(yǎng)2 h,腫脹的線粒體能夠恢復(fù)到正常。41℃熱應(yīng)激組小鼠早期囊胚細(xì)胞內(nèi)線粒體的數(shù)目減少,線粒體嚴(yán)重變形和腫脹(見圖D);腫脹的線粒體變大變圓,基質(zhì)變淺呈透明形態(tài)、嵴變短變少甚至消失(見圖E);有的線粒體嵴排列紊亂不清晰見圖F)。熱應(yīng)激結(jié)束后胚胎經(jīng)37℃再培養(yǎng)2 h,線粒體變形和腫脹現(xiàn)象沒有得到緩解。
圖A-F 不同強(qiáng)度熱應(yīng)激后小鼠早期囊胚線粒體的形態(tài)變化注:A:37℃正常培養(yǎng)組胚胎;B-C:39℃熱應(yīng)激組胚胎;D-F:41℃熱應(yīng)激組。其中:M為線粒體,SM為腫脹線粒體,N為細(xì)胞核,Nu為核仁,Ly為溶酶體,RER為粗面內(nèi)質(zhì)網(wǎng),LD為脂滴。
熱應(yīng)激誘導(dǎo)細(xì)胞超微結(jié)構(gòu)改變而導(dǎo)致胚胎發(fā)育阻滯的機(jī)制還不清楚。當(dāng)其他細(xì)胞遭受熱應(yīng)激時(shí),會(huì)發(fā)生線粒體腫脹、畸形、活力低下、膜電位降低[7-9]、骨架重排[10,11,12]、蛋白質(zhì)集聚[13]、細(xì)胞器重排或崩解[14]、膜結(jié)構(gòu)和通透性變化[15,16]等變化。熱應(yīng)激所導(dǎo)致的各種細(xì)胞器形態(tài)、數(shù)量、位置的變化,既是熱應(yīng)激損傷胚胎細(xì)胞器的一種表現(xiàn),也是胚胎對(duì)抗熱應(yīng)激的一種保護(hù)性反應(yīng)。熱應(yīng)激損傷和胚胎自我保護(hù)之間的相互對(duì)抗決定著細(xì)胞的存亡。
線粒體是對(duì)細(xì)胞內(nèi)外環(huán)境應(yīng)激最為敏感的細(xì)胞器之一。在熱應(yīng)激刺激下,線粒體內(nèi)膜上PTP開啟,由于線粒體基質(zhì)內(nèi)的高滲透壓,細(xì)胞內(nèi)容物無(wú)選擇性內(nèi)流,以致線粒體基質(zhì)發(fā)生腫脹。PTP的開啟還會(huì)導(dǎo)致線粒體內(nèi)外H+梯度消失,呼吸鏈脫偶聯(lián),ATP合成受阻,能量供應(yīng)不足。另外,線粒體上PTP孔道開放,使膜間隙中與凋亡相關(guān)的活性物質(zhì),如細(xì)胞色素C、AIF、Smac/DIABLO等釋放,誘導(dǎo)細(xì)胞凋亡[17-19]。在本研究中, 39℃ 2 h熱應(yīng)激僅導(dǎo)致小鼠早期囊胚的線粒體輕微腫脹和少數(shù)線粒體發(fā)生空泡化,熱應(yīng)激后胚胎在37℃再培養(yǎng)2 h后,線粒體形態(tài)基本上恢復(fù)到正常。而41℃ 2 h熱應(yīng)激導(dǎo)致小鼠早期囊胚的線粒體嚴(yán)重變形,高度腫脹;損傷的線粒體被溶酶體吞噬、消化,最后在溶酶體中形成嗜鋨小體或髓樣小體。熱應(yīng)激胚胎經(jīng)37℃再培養(yǎng)2 h后,線粒體異常仍舊非常嚴(yán)重。說明41℃熱應(yīng)激2 h對(duì)線粒體損傷程度遠(yuǎn)遠(yuǎn)超過了線粒體的自我修復(fù)能力,這可能是41℃熱應(yīng)激2 h導(dǎo)致小鼠早期囊胚后續(xù)發(fā)育力下降的主要原因之一。
參考文獻(xiàn):
[1] Yin Y, Hawkins KL, DeWolf WC, et al. Heat Stress Causes Testicular Germ Cell Apoptosis in Adult Mice[J]. Journal of Andrology, 1997, 18 (2 ): 159-165.
[2] Banks S, King SA, Irvine DS, et al.Impact of a mild scrotal heat stress on DNA integrity in murine spermatozoa[J]. Reproduction, 2005, 129(4): 505-514.
[3] Edwards JL, Hansen PJ. Elevated temperature increases heat shock protein 70 synthesis in bovine two-cell embryos and compromises function of maturing oocytes[J]. Biology of Reproduction, 1996, 55(2): 340-346.
[4] Zhu B, Maddocks S. The effect of paternal heat stress on protein profiles of pre-implantation embryos in the mouse[J]. International Journal of Andrology, 2005, 28(3): 128-136.
[5] Hut HM, Hampinqa HH, Sibon CM. Hsp70 Protects Mitotic Cells against Heat-induced.Centrosome Damage and Division Abnormalities[J]. Molecular Biology of the Cell.Vol, 2005, 16(8): 3776-3785.
[6] Paula-Lopes FF, Hansen PJ. Heat-shock induced apoptosis in bovine pre-implantation embryos is a developmentally-regulated phenomenon[J]. Biol Reprod, 2002, 66(4): 1169-1177.
[7] Gannes FM, Leducq N, Diolez P, et al. Mitochondrial impairment and recovery after heat shock treatment in a human microglial cell line[J]. Neurochem Int, 2000, 36(3): 233-241.
[8] Dimopoulou K, Thomopoulos GN. Ultrastructural studies on the effect of heat shock treatment on larval salivary gland cells of Drosophila auraria[J]. J Submicrosc Cytol Pathol, 2000,32(4): 573-584.
[9] Kim WK, Mirkes PE. Alterations in mitochondrial morphology are associated with hyperthermia -induced apoptosis in early postimplantation mouse embryos[J]. Birth Defects Res And Clin Mol Teratol, 2003, 67(11): 929-40.
[10] Shyy TT, Asch BB, Asch HL. Concurrent collapse of keratin filaments, aggregation of organelles, and inhibition of protein synthesis during heat shock response in mammary epithelial cells[J]. J Cell Biol, 1989, 108(3): 997-1008.
[11] Coss RA, Alden ME, Phyllis R, et al. Response of the microtubular cytoskeleton following hyperthermia as a prognostic indicator of survival of Chinese hamster ovary cells[J]. Int J Rad Oncology Biol Phys, 1996, 34(2): 403-410.
[12] Welch WJ, Suhuan JP. Morphological study of the mammalian stress response: characterization of changes in cytoplasmic organelles, cytoskeleton, and nucleoli, and appearance of intranuclear actin filaments in rat fibroblasts after heat-shock treatment[J]. J Cell Biol, 1985, 101(4): 1198-1211.
[13] Wachsberger PR, Coss RA. Alterations in nuclear matrix ultrastructure of G1 mammalian cells following heat shock: resinless section electron microscopy, biochemical, and immunofluorescence studies[J]. J Cell Physiol,1993, 155(3): 615-34.
[14] Rivera RM, Kelley KL, Erdos GW, et al. Alterations in ultrastructural morphology of two-cell bovine embryos produced in vitro and in vivo following a physiologically-relevant heat shock[J]. Biol Reprod, 2003, 69(6): 2068-2077.
[15] Coakley WT. Hyperthermia effects on the cytoskeleton and on cell morphology[J]. Symp Soc Exp Biol, 1987, 41: 187-211.
[16] Lepock JR. Involvement of membranes in cellular responses to hyperthermia[J]. Radiat Res, 1982, 92(3): 433-438.
[17] Mirkes PE, Little SA. Cytochrome C release from mitochondria of early postimplantation murine embryos exposed to 4-hydroperoxycyclophosphamide, heat shock, and staurosporine[J]. Toxicol Appl Pharmacol, 2000, 162(3): 197-206.
[18] Susin SA, Zamzami N, Kroemer G. Mitochondria as regulators of apoptosis: doubt no more[J]. Biochim Biophys Acta, 1998, 1366(1-2): 151-165.
[19] Padmanabhan R, Tariq S, Musaed N. Mitochondrial dysmorphology in the neuroepithelium of rat embryos following a single dose of maternal hyperthermia during gestation[J]. Exp Brain Res, 2006, 173(2): 298-308.