劉玉彪 許馨 曹山虎 孫紹光

（河北醫(yī)科大學基礎醫(yī)學院生物化學與分子生物學教研室，石家莊 050017）

技術與方法

基因編輯技術最新研究進展

劉玉彪 許馨 曹山虎 孫紹光

（河北醫(yī)科大學基礎醫(yī)學院生物化學與分子生物學教研室，石家莊 050017）

基因編輯是一種對基因組及其轉(zhuǎn)錄產(chǎn)物進行定點修飾、定向敲除或插入目的基因的基因編輯技術。近年來，基因編輯技術發(fā)展日新月異，不僅極大的推動了基因功能研究進程，同時為人類遺傳疾病的治療帶來了曙光。綜述了CRISPR/Cas9、CRISPR/Cpf1、Ago/gDNA和SGN等技術的作用原理、優(yōu)缺點、應用等，以期為相關領域的研究提供參考。

基因編輯；CRISPR/Cas9；CRISPR/Cpf1；Ago/gDNA；Structure-guided Nuclease

基因編輯技術是一種可以對基因組或轉(zhuǎn)錄產(chǎn)物進行精確修飾的技術，可完成基因定點突變、片段的敲除或敲入等。在后基因組時代，基因編輯技術已成為生命科學領域的重要研究內(nèi)容。傳統(tǒng)的基因編輯技術以胚胎干細胞和基因重組為基礎進行生物基因組定向修飾，但是該技術存在打靶效率低，實驗周期長及應用范圍窄等缺點［1，2］。隨著基因編輯技術的不斷發(fā)展，人工核酸酶介導的基因編輯技術開始被廣泛應用，該技術通過特異性地識別并裂解靶DNA雙鏈，激發(fā)細胞內(nèi)源性的修復機制實現(xiàn)基因定向改造，與傳統(tǒng)基因編輯技術相比，基因編輯新技術打靶效率高、構建成本低、應用范圍廣，極大地促進了生命科學和醫(yī)學領域的研究進程［3，4］。目前基因組編輯新技術主要包括以下幾種：人工核酶介導的鋅指核酸酶（Zinc finger nucleases，ZFN）技術［5，6］、類轉(zhuǎn)錄激活因子效應物核酸酶（Transcription activator-like effectors nuclease，TALEN） 技 術［7］、成簇規(guī)律的間隔短回文重復相關蛋白9核酸酶（Clustered regularly interspaced short palindromic repeats-associated protein-9 nuclease，CRISPR/Cas9）技術、CRISPR/Cpf1技術、Ago/gDNA技術以及結(jié)構引導的核酸酶（Structure-guided nuclease，SGN）技術?，F(xiàn)對上述幾種新型技術的作用原理、優(yōu)缺點、應用等進行比較分析。

1 CRISPR/Cas9

CRISPR/Cas9從對真菌和古菌宿主免疫防御研究的基礎上發(fā)展而來，屬于CRISPR/Cas蛋白家族中的Ⅱ型，該系統(tǒng)結(jié)構簡單，僅由Cas9蛋白、tracrRNA、crRNA及RNaseⅢ 4種成分組成［8］。其中Cas9蛋白本身既具有核酸內(nèi)切酶活性，又能與tracrRNA：crRNA復合物結(jié)合，該蛋白含有兩個獨特的活性位點，分別是位于氨基末端的RuvC和蛋白中部的HNH，這兩個位點在crRNA的成熟及雙鏈DNA的剪切過程中發(fā)揮重要作用。反式激活crRNA（Trans-activating crRNA，tracrRNA）與pre-crRNA的重復序列互補，在pre-crRNA轉(zhuǎn)錄的同時轉(zhuǎn)錄出來，且促使Cas9利用其活性位點對pre-crRNA進行加工。另外，RNaseⅢ核酸酶也參與pre-crRNA的加工剪切過程。加工得到的crRNA與tracrRNA形成tracrRNA：crRNA復合物并結(jié)合于Cas9蛋白組成CRISPR/Cas9系統(tǒng)，tracrRNA：crRNA復合物引導Cas9識別靶序列DNA的PAM序列，隨后crRNA與互補鏈結(jié)合形成RNA：DNA雜合鏈；另一條非互補DNA鏈游離，最后由Cas9蛋白的RuvC和HNH位點分別切割互補鏈和非互補鏈進而引入DNA雙鏈斷裂，然后通過體內(nèi)的DNA修復機制將DNA雙鏈修復完整，目前的CRISPR/Cas9通常將用人工設計的sgRNA替換tracrRNA：crRNA復合物（圖1-A）。盡管Cas9蛋白分子量較大且長短不一，但都是用Ruvc核酸酶結(jié)構域和HNH核酸酶結(jié)構域行使切割靶序列的功能，使靶DNA雙鏈斷裂［9，10］，這樣大大降低了CRISPR/Cas9系統(tǒng)的設計難度。

由于CRISPR/Cas9系統(tǒng)構建簡單、成本低廉，現(xiàn)已廣泛應用于細胞和動物模型的快速制備、轉(zhuǎn)錄調(diào)控及遺傳性疾病的治療等。Niu等［11］利用CRISPR/Cas9系統(tǒng)成功對食蟹猴進行了精確的基因編輯，在該項研究中，實驗人員以食蟹猴胚胎中的Nr0b1、Ppar-r和Rag1等基因作為靶位點進行實驗，結(jié)果發(fā)現(xiàn)Ppar-r和Rag1出現(xiàn)突變，隨后經(jīng)代孕生出的子代孿生猴也被證實存在Ppar-r和Rag1基因突變。Liang等［12］利用CRISPR/Cas9成功編輯人類三核受精卵中的地中海貧血相關基因HBB，這也是首次發(fā)表有關人類基因編輯的研究。研究選取了54個三核受精卵（其發(fā)育止步于囊胚階段無法發(fā)育為人類胚胎）樣本作為實驗對象，其中28個樣本中的HBB基因被成功編輯，同時也發(fā)現(xiàn)某些樣本出現(xiàn)了脫靶突變。Kang等［13］利用CRISPR/Cas9對人類三核受精卵引入CCR5 23基因突變，以期建立受試樣本對HIV的免疫力。結(jié)果表明，26個胚胎中的4個成功獲得改造，同時也發(fā)現(xiàn)脫靶現(xiàn)象。Zhu等［14］利用配對導向RNA（Paired-guided RNA，pgRNA）和CRISPR/Cas9，在全基因組范圍內(nèi)對人源肝癌細胞中的近700個疾病相關長鏈非編碼RNA（long non-coding RNA，lncRNA）進行基因敲除研究。Lu等首次將CRISPR/Cas9用于臨床人體試驗，研究人員利用CRISPR/Cas9對從肺癌患者血液中分離出的免疫細胞進行基因編輯，靶向失活其PD-1蛋白，隨后又將編輯過的免疫細胞重新注入患者體內(nèi)用來觀察人體對免疫細胞的反應［15］。目前該研究尚處于初步階段，后續(xù)的研究還將陸續(xù)展開。

2 CRISPR/Cpf1

CRISPR/Cas9系統(tǒng)的發(fā)現(xiàn)無疑為整個基因編輯領域帶來了一場技術革命，然而張鋒團隊并不滿足于CRISPR/Cas9系統(tǒng)尚不完美的現(xiàn)狀，繼續(xù)在CRISPR家族內(nèi)尋找更加完善的基因編輯工具酶，最終發(fā)現(xiàn)了基因編輯效率較高的Cpf1蛋白，它屬于CRISPR/Cas蛋白家族的Ⅴ型［16］。CRISPR/Cpf1系統(tǒng)中的Cpf1蛋白為三角形單體［17］，具有結(jié)合crRNA和切割靶序列的能力。與CRISPR/Cas9系統(tǒng)不同，CRISPR/Cpf1系統(tǒng)中crRNA的形成不需要tracrRNA和RNaseⅢ核酸酶的參與。成熟的crRNA一部分形成發(fā)卡結(jié)構緊密結(jié)合于Cpf1蛋白的核酸結(jié)合結(jié)構域，發(fā)卡結(jié)構對于靶序列的切割過程具有重要意義；另一部分通過堿基互補的方式結(jié)合靶序列從而引導Cpf1到達靶序列并進行切割。CRISPR/Cpf1系統(tǒng)識別靶序列DNA的過程同樣需要PAM序列的存在，切割靶序列后留下長度為5 nt的黏性末端，最終通過細胞內(nèi)的DNA修復途徑進行修復［16］（圖1-B）。

CRISPR/Cpf1系統(tǒng)與CRISPR/Cas9系統(tǒng)的差別主要體現(xiàn)在：（1）天然的CRISPR/ Cpf1系統(tǒng)在組成上更加簡單，僅僅包含一條42 nt的crRNA，另外Cpf1蛋白比Cas9蛋白要小，使其更易于被設計和輸送至細胞內(nèi)；（2）CRISPR/Cpf1系統(tǒng)以一種不同的方式切割靶DNA。CRISPR/Cas9系統(tǒng)切割靶DNA雙鏈后留下的“平末端”在修復時容易發(fā)生突變，因此嚴格來講，CRISPR/Cas9系統(tǒng)對靶基因?qū)嵭械氖瞧茐亩皇蔷庉?，CRISPR/Cpf1系統(tǒng)則在切割靶DNA后留下“黏性末端”，這可能有助于外源DNA片段的精確整合，從而實現(xiàn)真正意義上的基因組編輯；（3）與CRISPR/Cas9系統(tǒng)類似，CRISPR/ Cpf1系統(tǒng)對靶DNA的識別同樣依賴PAM序列的存在［18］，不過Cas9系統(tǒng)識別的是前間隔序列3'端的NGG PAM序列，而Cpf1系統(tǒng)識別前間隔序列5'端TTN PAM序列；（4）CRISPR/ Cpf1系統(tǒng)會在距離識別位點較遠的位置進行切割，這為研究人員提供了更多的編輯位點。同時，已有研究證明CRISPR/ Cpf1系統(tǒng)的脫靶率遠遠低于CRISPR/ Cas9系統(tǒng)［19］。

圖1 CRISPR/Cas9［8］、CRISPR/Cpf1［16］、Ago/gDNA［24，25］和SGN［37］作用原理

3 Ago/gDNA

Argonaute（Ago）是一個高度保守的蛋白家族，廣泛存在于幾乎所有物種體內(nèi)，作為RNA誘導的沉默復合體（RNA-induced silenceing complex，RISC）的主要成分，在如RNA干擾、microRNA及piRNA介導的轉(zhuǎn)錄后沉默等過程中發(fā)揮至關重要的作用［20-22］。研究發(fā)現(xiàn)，某些原核生物Ago，如 TtAgo和PfAgo［20-25］，可以通過小干擾核酸gDNA介導外源基因（外源性質(zhì)?；蚴删w）的表達抑制。TtAgo以長度13-25 nt，5'P-gDNA為向?qū)?，靶向切割外源性單鏈DNA或雙鏈DNA；PfAgo通過結(jié)合長度15-31 nt，5'P-gDNA引起外源性基因靶向突變（圖1-C）。但無論TtAgo還是PfAgo都只在65℃才能進行反應，無法在哺乳動物細胞中發(fā)揮作用［24，25］。

Gao等［26］發(fā) 現(xiàn) Natronobacterium gregoryi 中的Ago蛋白（NgAgo）與TtAgo和PfAgo同源性較高，并用實驗證明NgAg/gDNA能夠在人類細胞中發(fā)揮DNA編輯功能。不過，Qi等［27］研究表明，利用NgAgo/gDNA技術的確能夠降低靶基因fabp11a表達水平，進而影響斑馬魚眼睛的正常發(fā)育。但測序結(jié)果表明，fabp11a基因并未發(fā)生改變，而只是其mRNA的表達量下降。同樣，對斑馬魚的ta、kdrl、lamal和flt1等基因進行檢測，發(fā)現(xiàn)NgAgo/gDNA帶來的表型改變均與基因編輯無關?；谝陨蠑?shù)據(jù)，研究人員推測NgAgo/gDNA可能通過基因敲減而非基因編輯發(fā)揮其調(diào)控作用。與此同時，Burgess等［28］20余名科學家聯(lián)名發(fā)文聲稱，按照Gao等論文中的實驗步驟進行操作，未能發(fā)現(xiàn)NgAgo的基因編輯作用。Lee 等［29］3個研究團隊也同樣表示，無法在Hela、HEK293T及U20S等人類細胞系中檢測到NgAgo/gDNA的基因編輯現(xiàn)象。

4 SGN

在過去幾年中，以ZFN和TALEN為代表的序列特異性核酸酶技術以其能夠高效率地進行定點基因組編輯，在基礎研究、遺傳改良和基因治療等方面展示出巨大的潛力。不過，由于鄰近序列效應的存在［30-32］，導致ZFN技術脫靶現(xiàn)象較為嚴重；而TALEN技術中類轉(zhuǎn)錄激活因子效應物與堿基一一對應的關系在一定程度上降低了脫靶率，但由于TALEN的組裝與模塊化設計過程繁瑣，極大的限制了其推廣應用。ZFN與TALEN都依賴FokⅠ核酸內(nèi)切酶的存在，F(xiàn)okⅠ是一種存在于細菌Flavobacterium okeanokoites體內(nèi)的ⅡS型限制性核酸內(nèi)切酶，含有一個DNA結(jié)合區(qū)和一個DNA切割區(qū)。其中ZFN技術利用鋅指蛋白（Zinc finger protein，ZFP）可以通過DNA-蛋白質(zhì)的原理特異性識別DNA序列的特點，研究人員將鋅指DNA結(jié)合區(qū)與限制性核酸內(nèi)切酶FokⅠ的切割區(qū)進行融合，鋅指DNA結(jié)合區(qū)負責特異性識別靶序列，F(xiàn)okⅠ則負責對靶序列進行切割；在TALEN技術中，負責切割靶序列DNA的功能元件仍是FokⅠ核酸酶的切割區(qū)，只不過將特異性識別靶序列的定位元件替換成了一段人造的TALE［9，33］。片狀核酸內(nèi)切酶1（Flap endonulease Ⅰ，F(xiàn)ENⅠ）是擁有5'片狀核酸內(nèi)切酶、缺口依賴性核酸內(nèi)切酶及核酸外切酶三種酶切活性，可以對DNA復制和修復途徑中的多種中間產(chǎn)物進行加工，在岡崎片段成熟長片段堿基切除修復和端粒維持中發(fā)揮重要作用［34-36］。

最近，研究人員通過連接子將FokⅠ和FENⅠ進行組裝，設計出了一種新型的基因組DNA編輯工具SGN，并成功將其應用于斑馬魚的基因組DNA編輯［37］。SGN的作用原理如下：設計gDNA與靶序列DNA鏈雜化并形成3'片瓣狀結(jié)構，隨后SGN的靶向部分FENⅠ特異性識別這一特殊結(jié)構，引導SGN與靶序列的切割位點（距離gDNA 3'端9-10 nt）結(jié)合進而對靶序列實施切割，最后通過DNA修復機制對斷裂的雙鏈進行修復（圖1-D）。研究人員利用SGN成功突變了斑馬魚的Znf703和Cyp26b1 基因，其中Znf703的突變率為1.04%，被切割的片段為754 bp，另外下游序列還有11 bp被刪除；Cyp26b1的突變率為10.3%，被刪除的堿基片段則多達2 610 bp。與上述幾種基因編輯技術顯著不同，SGN對靶序列的切割是大段的，原因可能是：SGN識別切割靶DNA序列后產(chǎn)生缺口，而SGN中的FENⅠ能夠識別缺口結(jié)構，引導SGN對含有缺口結(jié)構的DNA鏈進行持續(xù)切割，最終產(chǎn)生大片段的序列缺失。

5 展望

表1 CRISPR/Cas9、CRISPR/Cpf、Ago/sgDNA和SGN的比較［38］

表1匯總比較了CRISPR/Cas9、CRISPR/Cpf、Ago/gDNA和SGN等4種技術的特點。CRISPR/Cas9作為基因編輯工具，一經(jīng)問世便受到了基因編輯領域科研工作者的追捧，短短幾年時間就已經(jīng)發(fā)展得相當成熟，現(xiàn)已廣泛應用到多個物種體內(nèi)并取得了相當可觀的成就，而且人類已經(jīng)邁出了將CRISPR/ Cas9應用于臨床治療的第一步。為了克服脫靶效應獲得更高的基因編輯效率，科研人員對CRISPR/Cas9的研究和改進工作仍在進行中。CRISPR/Cpf1被認為是CRISPR/Cas9的升級版，在結(jié)構組成上及切割方式上的優(yōu)勢使其具有很大的潛在應用價值。SGN沿用了第一、二代基因編輯技術的功能元件FokⅠ，但在靶向元件設計方面獨具匠心，選用了識別特異性結(jié)構的FENⅠ。不過就目前的研究來看，SGN的基因編輯效率較低，而且其裂解靶序列后留下的大片段缺失會造成后續(xù)DNA修復困難，脫靶效應是否存在還有待考證。目前的研究表明，Ago/gDNA系統(tǒng)還無法用于哺乳動物細胞的基因編輯，建議繼續(xù)進行以下嘗試：可以對TtAgo和PfAgo的結(jié)構進行改造，使其可以在37℃下工作。另外，可以繼續(xù)從非嗜熱菌中發(fā)掘可以進行基因編輯的Ago蛋白?；蚓庉嫾夹g極大地推動了整個生命科學領域的研究。隨著對各種基因編輯工具的不斷改進，人們對生命奧秘的研究也更加深入，不過想要真正將其應用于臨床治療造福人類還需做出更多的努力。

［1］Plump AS, Smith JD, Hayek T, et al. Severe hypercholesterolemia and atherosclerosis in apolipoprotein E deficient mice created by homologous recombination in ES cells［J］. Cell, 1992, 71（2）：343-353.

［2］ Capecchi MR. Altering the genome by homologous recombination［J］. Science, 1989, 244（4910）：1288-1292.

［3］Wood AJ, Lo TW, Zeitler B, et al. Targeted genome editing across species using ZFNs and TALENs［J］. Science, 2011, 333（6040）：307-307.

［4］Lo TW, Pickle CS, Lin S, et al. Precise and heritable genome editing in evolutionarily diverse nematodes using TALENs and CRISPR/ Cas9 to engineer insertions and deletions［J］. Genetics, 2013, 195（2）：331-348.

［5］Urnov FD, Miller JC, Lee YL, et al. Highly efficient endogenous human gene correction using designed zinc-finger nucleases［J］. Nature, 2005, 435（7042）：646-651.

［6］Miller JC, Holmes MC, Wang J, et al. An improved zinc-finger nuclease architecture for highly specific genome editing［J］. Nat Biotechnol, 2007, 25（7）：778-785.

［7］Boch J, Scholze H, Schornack S, et al. Breaking the code of DNA binding specificity of TAL-type Ⅲ effectors［J］. Science, 2009, 326（5959）：1509-1512.

［8］Jinek M, Chylinski K, Fonfara I, et al. A programmable dual-RNA-guided DNA endonuclease in adaptive bacterial immunity［J］. Science, 2012, 337（6069）：816-821.

［9］Hsu PD, Lander ES, Zhang F. Development and applications of crispr-cas9 for genome engineering［J］. Cell, 2014, 157（6）：1262-1278.

［10］Chylinski K, Le Rhun A, Charpentier E. The tracrRNA and Cas9 families of type Ⅱ CRISPR/Cas immunity systems［J］. RNA Biol, 2013, 10（5）：726-737.

［11］Niu Y, Shen B, Cui Y, et al. Generation of gene-modified cynomolgus monkey via Cas9/RNA-mediated gene targeting in onecell embryos［J］. Cell, 2014, 156（4）：836-843.

［12］Liang P, Xu Y, Zhang X, et al. CRISPR/Cas9-mediated gene editing in human tripronuclear zygotes［J］. Protein Cell, 2015, 6（5）：363-372.

［13］Kang X, He W, Huang Y, et al. Introducing precise genetic modifications into human 3PN embryos by CRISPR/Cas-mediated genome editing［J］. J Assist Reprod Gen, 2016, 33（5）：581-588.

［14］Zhu S, Li W, Liu J, et al. Genome-scale deletion screening of human long non-coding RNAs using a paired-guide RNA CRISPRCas9 library［J］. Nat Biotechnol, 2016, 34（12）：1279-1286.

［15］Cyranoski D. CRISPR gene-editing tested in a person for the first time［J］. Nature, 2016, 539（7630）：479.

［16］Zetsche B, Gootenberg JS, Abudayyeh OO, et al. Cpf1 is a single RNA-guided endonuclease of a class 2 CRISPR-Cas system［J］. Cell, 2015, 163（3）：759-771.

［17］Dong D, Ren K, Qiu X, et al. The crystal structure of Cpf1 in complex with CRISPR RNA［J］. Nature, 2016, 532（7600）：522-526.

［18］Mali P, Aach J, Stranges PB, et al. CAS9 transcriptional activators for target specificity screening and paried nickases for cooperative genome engineering［J］. Nat Biotechnol, 2013, 31（9）：833-838.

［19］Kim D, Kim J, Hur JK, et al. Genome-wide analysis revealsspecificities of Cpf1 endonucleases in human cells［J］. Nat Biotechnol, 2016, 34（8）：863-868.

［20］Song JJ, Smith KK, Hannon GJ, et al. Crystal structure of Argonaute and its implications for RISC slicer activity［J］. Science, 2004, 305（5689）：1434-1437.

［21］Yuan YR, Pei Y, Ma JB, et al. Crystal structure of A. aeolicus argonaute, a site-specific DNA-guided endoribonuclease, provides insights into RISC- mediated MRNA cleavage［J］. Mol Cell, 2005, 19（3）：405-419.

［22］Junho KH, Ivan O, Alexei AA. Prokaryotic Argonautes defend genomes against invasive DNA［J］. Trend Biochem Sci, 2014, 39（6）：257-259.

［23］Meister G. Argonaute protein：Functinal insights and emerging roles［J］. Nat Rev Genet, 2013, 14（7）：447-459.

［24］Swarts DC, Jore MM, Westra ER, et al. DNA-guided DNA interference by a prokaryotic Argonaute［J］. Nature, 2014, 507（7491）：258-261.

［25］Daan CS, Jorrit WH, Ismael H, et al. Argonaute of the archaeon Pyrococcus furiosus is a DNA-guided nuclease that targets cognate DNA［J］. Nucleic Acids Res, 2015, 43（10）：5120-5129.

［26］Gao F, Shen XZ, Jiang F, et al. DNA-guided genome editing using the Natronobacterium gregoryi Argonaute［J］. Nat Biotechnol, 2016, 34（7）：768-773.

［27］Qi J, Dong Z, Shi Y, et al. NgAgo-based fabp11a gene knockdown causes eye developmental defects in zebrafish［J］. Cell Res, 2016, 26（12）：1349-1352.

［28］Burgess S, Cheng L, Gu F, et al. Questions about NgAgo［J］. Protein Cell, 2016, 7（12）：913-915.

［29］Lee SH, Turchiano G, Ata H, et al. Failure to detect DNA-guided genome editing using Natronobacterium gregoryi Argonaute［J］. Nat Biotechnol, 2016, 35（1）：17-18.

［30］Imanishi M, Nakamura A, Morisaki T, et al. Positive and negative cooperativity of modularly assembled zinc fingers［J］. Biochem Bioph Res Co, 2009, 387（3）： 440-443.

［31］Maeder ML, Thibodeau-Beganny S, Osiak A, et al. Rapid “opensource” engineering of customized zinc-finger nucleases for highly efficient gene modification［J］. Mol Cell, 2008, 31（2）：294-301.

［32］Juillerat A, Dubois G, Valton J, et al. Comprehensive analysis of the specificity of transcription activator-like effector nucleases［J］. Nucleic Acids Res, 2014, 42（8）：5390-5402.

［33］Smith J, Grizot S, Arnould S, et al. A combinatorial approach to create artificial homing endonucleases cleaving chosen sequences［J］. Nucleic Acids Res, 2006, 34（22）：e149.

［34］Harrington JJ, Lieber MR. The characterization of a mammalian DNA structure-specific endonuclease［J］. EMBO J, 1994, 13（5）：1235-1246.

［35］Kaiser MW, Lyamicheva N, Ma W, et al. A comparison of eubacterial and archaeal structure-specific 5'-exonucleases［J］. J Biol Chem, 1999, 274（30）：21387-21394.

［36］Kao HI, Henricksen LA, Liu Y, et al. Cleavage specificity of Saccharomyces cerevisiae flap endonuclease 1 suggests a doubleflap structure as the cellular substrate［J］. J Biol Chem, 2002, 277（17）：14379-14389.

［37］Xu S, Cao S, Zou B, et al. An alternative novel tool for DNA editing without target sequence limitation：the structure-guided nuclease［J］. Genome Biol, 2016, 17（1）：186.

［38］Isabella Wolcott. Could the CRISPR-Cas9 genome editing system be replaced by the NgAgo-gDNA system？ ［J］. Express Biology, 2016, 1（1）：10-15.

（責任編輯 狄艷紅）

Research Progresses in Gene Editing Techniques

LIU Yu-biao XU Xin CAO Shan-hu SUN Shao-guang
（Department of Biochemistry and Molecular Biology，Basic Medicine College，Hebei Medical University，Shijiazhuang 050017）

Gene editing is a powerful set of techniques for site-directed modification and knockout or insertion of the genes on genome or its transcripts. Recently，gene editing techniques have been greatly developed，which not only significantly promotes the process of gene function investigation，but also shows the potential applications for human genetic disease treatments. Here，we summarized the principles，advantages，disadvantages，and applications of gene editing methods including CRISPR/Cas9，CRISPR/Cpf1，Ago/gDNA and SGN in order to provide necessary informations on gene editing for the relevant scientific research.

Gene editing；CRISPR/Cas9；CRISPR/Cpf1；Ago/gDNA；Structure-guided Nuclease

10.13560/j.cnki.biotech.bull.1985.2017-1168

2016-12-27

國家自然科學基金項目（81670273，81200215），河北省高等學?？茖W技術研究優(yōu)秀青年基金項目（YQ2013023），河北省高層次人才資助項目（A2016002073），河北醫(yī)科大學大學生創(chuàng)新性實驗計劃項目（USIP2016026）

劉玉彪，男，學士，研究方向：臨床醫(yī)學；E-mail：937380903@qq.com

孫紹光，男，博士，研究方向：分子生物學；E-mail：sunshaoguang00@163.com