楊濱宇 甘 玲 梅宏遠(yuǎn)
(西南大學(xué)榮昌校區(qū)動物醫(yī)學(xué)系,重慶 402460)
microRNA(miRNA)是一種功能上相對保守且由17~25個核苷酸(nt)組成的具有調(diào)控功能的非編碼RNA,其表達(dá)模式具有分化的時序性及位相性[1]。研究發(fā)現(xiàn),miRNA參與了生物機體中一系列重要的生物學(xué)過程,如細(xì)胞發(fā)育分化、肌肉發(fā)育、脂肪代謝、激素分泌和病毒感染等。對miRNA的挖掘鑒定及其功能的研究已成為科學(xué)關(guān)注的焦點。近幾年的研究中,以豬作為模型動物的相關(guān)研究備受關(guān)注,且得到了廣泛認(rèn)可。豬miRNAs的研究相對較晚,但隨著豬全基因組的不斷完善以及大數(shù)據(jù)時代的來臨,豬miRNAs的鑒定極大地促進(jìn)了miRNA功能的研究。
miRNA的鑒定是其功能研究的前提。最早發(fā)現(xiàn)的miRNA(lin-4)是通過正向遺傳學(xué)篩選得到的,這種方法準(zhǔn)確性高但是會遺漏一些不具有表型差異的miRNA。隨著科學(xué)技術(shù)在不同領(lǐng)域的延伸和發(fā)展,更多的miRNA隨之被發(fā)現(xiàn),這些技術(shù)相應(yīng)地被應(yīng)用于豬miRNA的鑒定上來。
基因克隆技術(shù)需構(gòu)建miRNA的cDNA文庫,然后對擴增產(chǎn)物進(jìn)行克隆、測序并與基因組數(shù)據(jù)庫基于局部比對算法的搜索工具(BLAST)比對,排除非miRNA后,利用Northern印跡法最終確認(rèn)。Alavala等[2]通過基因測序構(gòu)建了豬心臟、肝臟和胸腺miRNA的cDNA文庫并通過克隆技術(shù)共確定了120個具有保守性的同源miRNA基因。Cho等[3]在豬骨骼肌和脂肪的cDNA文庫中共確定了15個新miRNA。常規(guī)的基因克隆技術(shù)在建立cDNA文庫時需要幾百微克RNA,操作繁瑣,工作量大。因此,研究者們對該方法進(jìn)行了改進(jìn),他們利用flashPAGE分餾器和預(yù)制凝膠在10 μg總RNA中提取了40 nt的miRNA,然后通過組合式PCR并利用多聯(lián)基因克隆技術(shù)確定了豬空腸、回腸、脾以及31日齡仔豬腎中的10個新的miRNA[4]。
克隆技術(shù)可以準(zhǔn)確地確定每一個miRNA,但是分離miRNA的步驟繁瑣且一些低豐度表達(dá)的miRNA很難被檢測到。另外,由于miRNA表達(dá)具有組織特異性和階段性,通過建立cDNA文庫尋找一些暫時表達(dá)或具有組織特異性的miRNA具有一定的局限性[5]。
1.2.1 Northern 雜交技術(shù)
Sawera等[6]采集豬的小腦、大腦皮層、海馬、腎以及仔豬肝臟并提取RNA,對提取的RNA利用ɑ-32P三磷酸脫氧尿苷和T7核糖核酸聚合酶進(jìn)行體外轉(zhuǎn)錄,通過閃爍計數(shù)器測定標(biāo)記了放射物的核苷酸濃度從而完成了miRNA的探針設(shè)計,最后利用Northern印跡雜交技術(shù)所得到的數(shù)據(jù)確定了miR17-92 基因簇中的 miR-17、miR-18、miR-19a、miR-20、miR-19b、miR-91 和 miR-92 在豬組織中表達(dá),這也是最早被確認(rèn)的豬miRNA。Northern雜交是鑒定miRNA的經(jīng)典方法,但因操作復(fù)雜,影響了檢測效率,不適合用于高通量分析。另外,盡管無放射性探針代替放射性探針的標(biāo)記方法已經(jīng)被廣泛使用,但因常規(guī)的Northern方法特異性和靈敏度不高,研究者們便利用鎖核酸(LNA)來代替核苷酸作為探針修飾的方法以提高其特異性和靈敏度。當(dāng)前,在豬miRNAs檢測中基于LNA的檢測技術(shù)已被廣泛使用。
1.2.2 微陣列芯片技術(shù)
微陣列芯片技術(shù)是一種可以實現(xiàn)高通量分析的檢測方法,將大量miRNA序列互補寡核苷酸分子同時固定于支持物上,然后與標(biāo)記過的樣本RNA進(jìn)行雜交,最后通過信號強弱檢測進(jìn)而判斷樣品中靶分子的數(shù)量。Zhou等[7]利用微陣列芯片技術(shù)在豬骨骼肌組織中共檢測到16個新發(fā)現(xiàn)的miRNA和31個已知的miRNA,為進(jìn)一步的研究提供了重要的分子信息。
核苷酸分子和樣本分子間產(chǎn)生交叉反應(yīng)是常規(guī)微陣列技術(shù)的弊端,這將導(dǎo)致檢測結(jié)果準(zhǔn)確率低且重復(fù)性差[8],研究者們便對這種方法進(jìn)行了很多改進(jìn)。Soroush等[9]利用了微液相miRNA技術(shù)檢測了豬小腸中已被發(fā)現(xiàn)的332種腸道m(xù)iRNA,并新發(fā)現(xiàn)一個miRNA且表明其前體位于第1、3號染色體。豬的 miR-135a-135b基因簇則是利用LNA miRNA芯片技術(shù)發(fā)現(xiàn)的[10],此類鑒定為進(jìn)一步確定該基因簇的功能奠定了基礎(chǔ)。
miRNA芯片技術(shù)利用大規(guī)模微陣列對已知的miRNA進(jìn)行檢測,大大地提高了篩選的速度和通量,與以上方法相比較,miRNA芯片技術(shù)優(yōu)點突出,是一種快速有效的miRNA檢測方法。
該方法可以對表達(dá)量低、無法直接克隆的miRNA進(jìn)行預(yù)測[11]。但生物信息學(xué)方法預(yù)測得到的miRNA需要通過試驗進(jìn)行驗證。Xie等[12]對不同階段長白豬的背最長肌、心、肝、脾、肺、腎、骨骼肌、胃和小腸中的miRNA進(jìn)行生物信息學(xué)分析,在分析的57個miRNA中發(fā)現(xiàn)2種新miRNA且有39個miRNA在豬上未見報道。通過熒光定量PCR方法進(jìn)行驗證,數(shù)據(jù)結(jié)果表明在所采樣組織中 miR-181b 和 let-7e 均 有 表 達(dá),let-7、cmiR-125b、miR-new1 和 miR-new2 僅在幾種組織中表達(dá),而miR-122和miR-206分別在肝臟和肌肉中特異性表達(dá)。檢測通量大、速度快是生物信息學(xué)預(yù)測的特點。隨著各物種全基因序列測序工作的完成,生物信息學(xué)方法逐漸成為鑒定miRNA的有效方法。
高通量測序技術(shù)集合了以上幾種方法的優(yōu)點,并可以一次性對幾百萬條DNA分子進(jìn)行序列測定,在檢測和鑒定miRNA上具有極大優(yōu)勢。豬miRNA的鑒定工作在不同種類的高通量測序技術(shù)的支持下得到了巨大的發(fā)展。例如:Li等[13]通過Solexa測序確定了榮昌豬背部皮下脂肪中227個保守的miRNA,其中有59個是新發(fā)現(xiàn)的miRNA;Li等[14]采集了第210天的藏豬卵巢和睪丸的樣本,利用Illumina測序技術(shù)檢測了732個miRNA,其中新發(fā)現(xiàn)78個 miRNA;Oriol等[15]利用 Roche/454 FLX技術(shù)在歐洲伊比亞品種、歐洲野豬、長白、大白、皮蘭特、梅山豬和越南豬的腎臟組織中的229個miRNA中發(fā)現(xiàn)了110個新miRNA;Bai等[16]利用SOLID測序技術(shù)檢測了閹割與非閹割的皮蘭特和長白二元雜豬在第161天的背部皮下脂肪中的 366個 miRNA,其中新發(fā)現(xiàn) 192個miRNA。高通量測序技術(shù)的高準(zhǔn)確性、高通量和高靈敏度等突出優(yōu)勢,對挖掘和鑒定豬新miRNA做出了突出貢獻(xiàn)。
以往的很多研究已證明miRNA參與了豬的肌肉發(fā)育、脂肪代謝等多個與生產(chǎn)性能相關(guān)的生物學(xué)過程。下面主要概述近年來miRNA與豬生產(chǎn)性能的相關(guān)研究。
在豬的肌肉發(fā)育方面,相關(guān)研究表明miR-1和miR-206在長白杜洛克雜交豬老齡化肌源干細(xì)胞中表達(dá)量降低,而miR-24的表達(dá)量增多。同時指出miR-24表達(dá)量升高可能與維持肌源干細(xì)胞靜止從而避免衰老有關(guān)[17]。Yang 等[18]研究了桐城豬和長白豬在產(chǎn)前和產(chǎn)后肌肉中miR-127的動態(tài)表達(dá),結(jié)果表明,桐城豬在胚胎期第45~85天時的miR-127表達(dá)量高于長白豬;仔豬在出生后的第20~160天,桐城豬的miR-127表達(dá)量普遍高于長白豬,但差異不顯著。由此表明miR-127在桐城豬(肥胖型豬)胚胎肌肉發(fā)育中后期發(fā)揮的作用比長白豬(瘦肉型豬)大。此外相關(guān)研究表明在去勢豬的背最長肌中 miR-1、miR-133b 和 miR-133a 的表達(dá)量明顯下降,miR-206表達(dá)量增加且可以促進(jìn)骨骼肌再生,同時還表明let-7c和let-7a與去勢豬的脂肪沉積有關(guān)[19]。
在豬脂肪代謝方面,Li等[20]研究了 miR-181a與脂肪生成因子腫瘤壞死因子-α(TNF-α)之間的關(guān)系。結(jié)果表明,miR-181a可以加速脂滴的積累,增加甘油三酯的含量,并抑制TNF-α蛋白質(zhì)的表達(dá);此外,miR-181a也可以抑制脂肪合成相關(guān)基因以及脂解基因的表達(dá)。此暗示miR-181a可能作為抗肥胖藥物治療的新靶點。此外,Jeong等[21]研究表明miR-302a表達(dá)量與脂肪細(xì)胞基因脂肪酸結(jié)合蛋白(AP2)和過氧化物酶體增殖物激活受體γ(PPARγ)的表達(dá)呈負(fù)相關(guān)。
在母豬生產(chǎn)性能方面已有證據(jù)表明外來體miRNA可以通過母乳傳遞給仔豬,母乳中免疫相關(guān)miRNA可以通過消化道轉(zhuǎn)移到仔豬體內(nèi)[22-23],但是相關(guān)研究報道較少。伴隨通過哺乳所傳遞的miRNA在仔豬的免疫系統(tǒng)發(fā)育中的分子機制研究的深入,必將為提高仔豬存活率等生產(chǎn)指標(biāo)提供新思路。此外還有研究表明miR-92a可以抑制卵巢顆粒細(xì)胞凋亡和卵泡閉鎖,這有利于母豬排卵和提高產(chǎn)子數(shù)量[24]。
目前,對于豬生產(chǎn)性能相關(guān)miRNA的研究,一方面在繼續(xù)進(jìn)行深度挖掘鑒定及相關(guān)作用機理的解釋;另一方面對于miRNA的研究也逐漸趨向于多樣化,動態(tài)化及細(xì)致化。
目前,miRNA參與豬腦垂體激素調(diào)控的研究相對較少,但其研究意義不可忽視。Ye等[25]研究豬腦垂體中miRNA的差異表達(dá)與卵泡刺激素(FSH)之間的關(guān)系時,構(gòu)建了豬腦垂體細(xì)胞模型,并發(fā)現(xiàn)促性腺激素釋放激素(GnRH)可以促進(jìn)miRNA的轉(zhuǎn)錄和FSH的分泌。在GnRH作用下,通過微陣列技術(shù)和 qPCR結(jié)果分析表明,ssc-let-7c、ssc-miR-361-5p、ssc-423-3p、ssc-miR-425-3p 和ssc-miR-45 表 達(dá) 量 上 調(diào),而 ssc-miR-30e-3p、sscmiR-320、ssc-miR-324 和 ssc-miR-361-3p 表達(dá)量下調(diào);差異表達(dá)的miRNA進(jìn)行途徑影響試驗的研究表明,miRNA可能與GnRH調(diào)控途徑有關(guān)。其中已證實miR-361-3p靶標(biāo)位置是 GnRH的信號“開關(guān)”基因。最重要的是,功能研究結(jié)果表明miR-361-3p參與了FSH分泌的調(diào)節(jié)。在之后的研究中Qi等[26]又指出 ssc-let-7c 參與促生長素(GH) 的分泌調(diào)節(jié),過量表達(dá)的ssc-let-7c可以抑制豬垂體前葉細(xì)胞分泌GH。
miRNA參與了豬疾病發(fā)生機制。研究表明miRNA在豬繁殖與呼吸綜合征病毒(PRRSV)感染過程中扮演著不同的角色。miRNA可以抑制PRRSV的復(fù)制,但其作用機理各不相同。miR-181家族中的miR-181c對PRRSV的復(fù)制最為強烈,它主要通過靶標(biāo)作用于PRRSSV基因組從而抑制其復(fù)制[27],隨后研究者對豬的其他部位進(jìn)行PRRSV病毒含量檢測,結(jié)果發(fā)現(xiàn) miR-106、miR-140-3p、miR-18、miR-181、miR-338 和 miR-93 表達(dá)量出現(xiàn)差異,暗示了這些miRNAs與抑制PRRSV復(fù)制有關(guān)。需指出的是 miR-181和 miR-338特定地在腦中表達(dá),這表明這些組織特異性miRNA可能影響相應(yīng)組織中PRRSV的感染。miR-125b并不直接靶向作用于PRRSV的基因組,而是通過抑制核轉(zhuǎn)錄因子-κB(NF-κB)的活化而達(dá)到抑制PRRSV復(fù)制的效果[28]。miR-26家族均對 PRRSV的復(fù)制具有強烈抑制作用,其中miR-26a在PRRSV感染過程中可以作用于Ⅰ型干擾素和干擾素刺激基因MX1和ISG15,從而抑制1型和2型PRRSV毒株的復(fù) 制[29]。此 外 miR-23、miR-378、miR-505 和miR-506 對 PRRSV 復(fù) 制 也 有 抑 制 作 用[30-31]。miRNA還可受PRRSV的調(diào)節(jié)而改變其表達(dá)。Hicks等[32]研究了PRRSV感染豬后巨噬細(xì)胞的miRNA 組表征,研究發(fā)現(xiàn) miR-30a-3p、miR-132、miR-27b、miR-29b、miR-146a 和 miR-9-2 在巨噬細(xì)胞中表達(dá)量發(fā)生改變,而在巨噬細(xì)胞中被高度抑制表達(dá)的miR-147與PRRSV之間的關(guān)系尚需進(jìn)一步考證。
miRNA在豬疾病中還扮演著基因調(diào)節(jié)劑的作用。Hoeke等[33]在仔豬感染沙門氏菌的回腸中發(fā)現(xiàn)miRNA主要調(diào)控細(xì)胞的焦點粘連以及肌動蛋白細(xì)胞骨架的通路。研究表明,miR-29a可以介導(dǎo)腸上皮細(xì)胞繁殖導(dǎo)致Cdc42表達(dá)量下調(diào)和介導(dǎo)Caveolin-2調(diào)節(jié)。Caveolin-2參與許多致病性細(xì)菌和病毒的內(nèi)吞過程,而Cdc42可以調(diào)節(jié)細(xì)胞骨架結(jié)構(gòu)、細(xì)胞生長、細(xì)胞極性以及細(xì)胞內(nèi)運輸?shù)?。此項研究提出了一種可以通過miRNA調(diào)節(jié)細(xì)胞攝取病原體數(shù)量來替代常規(guī)治療策略的假設(shè)。此外,還有研究表明miR-155在胸膜肺炎放線桿菌感染豬的肺組織中參與了炎癥反應(yīng)的調(diào)節(jié)[34];miR-21可以直接靶標(biāo)作用于IP-10基因抑制豬偽狂犬病毒在 PK-15細(xì)胞中的復(fù)制[35]等??傊琺iRNA在豬疾病發(fā)展過程中的作用,將為豬疾病的防治提供新的思路和靶標(biāo)。
miRNA在豬機體內(nèi)廣泛分布且不同miRNA在個體發(fā)育的不同階段產(chǎn)生,廣泛參與各生理功能的調(diào)控。其鑒定工作從繁瑣低效轉(zhuǎn)變成了簡單高效,而功能的研究也更加全面。相信在未來的研究中,豬miRNAs鑒定和功能的研究一方面可以為養(yǎng)豬業(yè)帶來福利,另一方面也可以為人類疾病的防治帶來新的契機。
[1] 焦晶凱,莫蓓紅,高紅艷.microRNA功能研究新進(jìn)展[J].中國畜牧獸醫(yī),2013,40(2):45-49.
[2] REDDY A M,ZHENG Y,JAGADEESWARAN G,et al.Cloning,characterization and expression analysis of porcine microRNAs[J].BMC Genomics,2009,10:65.
[3] CHO I S,KIM J,SEO H Y,et al.Cloning and characterization of microRNAs from porcine skeletal muscle and adipose tissue[J].Molecular Biology Reports,2010,37(7):3567-3574.
[4] SHARBATI-TEHRANIS, KUTZ-LOHROFF B,SCHOLVEN J,et al.Concatameric cloning of porcine microRNA molecules after assembly PCR[J].Biochemical and Biophysical Research Communications,2008,375(3):484-489.
[5] 叢立新,張金玉,趙志輝.miRNA的鑒定及檢測方法的概述[J].飼料工業(yè),2014,35(3):58-60.
[6] SAWERA M,GORODKIN J,CIRERA S,et al.Mapping and expression studies of the mir17-92 cluster on pig Chromosome 11[J].Mammalian Genome,2005,16(8):594-598.
[7] ZHOU B,LIU H L,SHI F X,et al.MicroRNA expression profiles of porcine skeletal muscle[J].Animal Genetics,2010,41(5):499-508.
[8] HUA Y J,TU K,TANG Z Y,et al.Comparison of normalization methods with microRNA microarray[J].Genomics,2008,92(2):122-128.
[9] SHARBATI S,F(xiàn)RIEDL?NDER M R,SHARBATI J,et al.Deciphering the porcine intestinal microRNA transcriptome[J].BMC Genomics,2010,11:275.
[10] PODOLSKA A,KACZKOWSKI B,KAMP BUSK P,et al.MicroRNA expression profiling of the porcine developing brain[J].PLoS One,2011,6(1):e14494.
[11] XIE F L,HUANG S Q,GUO K,et al.Computational identification of novel microRNAs and targets in Brassica napus[J].FEBS Letters,2007,581(7):1464-1474.
[12] XIE S S,HUANG T H,SHEN Y,et al.Identification and characterization of microRNAs from porcine skeletal muscle[J].Animal Genetics,2010,41(2):179-190.
[13] LI G X,LI Y J,LI X J,et al.MicroRNA identity and abundance in developing swine adipose tissue as determined by Solexa sequencing[J].Journal of Cellular Biochemistry,2011,112(5):1318-1328.
[14] LI M,LIU Y,WANG T,et al.Repertoire of porcine microRNAs in adult ovary and testis by deep sequencing[J].International Journal of Biological Sciences,2011,7(7):1045-1055.
[15] TIMONEDA O,BALCELLS I,Nù?EZ J L,et al.MiRNA expression profile analysis in kidney of different porcine breeds[J].PLoS One,2013,8(1):e55402.
[16] BAI Y,HUANG J M,LIU G,et al.A comprehensive microRNA expression profile of the backfat tissue from castrated and intact full-sib pair male pigs[J].BMC Genomics,2014,15:47.
[17] REDSHAW Z,SWEETMAN D,LOUGHNA P T.The effects of age upon the expression of three miRNAs in muscle stem cells isolated from two different porcine skeletal muscles[J].Differentiation,2014,88(4/5):117-123.
[18] YANG Y L,LI Y,LIANG R Y,et al.Dynamic expression of microRNA-127 during porcine prenatal and postnatal skeletal muscle development[J].Journal of Integrative Agriculture,2014,13(6):1331-1339.
[19] CAI Z W,ZHANG L F,JIANG X L,et al.Differential miRNA expression profiles in the Longissimus dorsi muscle between intact and castrated male pigs[J].Research in Veterinary Science,2015,99:99-104.
[20] LI H Y,CHEN X,GUAN L Z,et al.MiRNA-181a regulates adipogenesis by targeting tumor necrosis factor-α (TNF-α)in the porcine model[J].PLoS One,2013,8(10):e71568.
[21] JEONG B C,KANG I H,KOH J T.MicroRNA-302a inhibits adipogenesis by suppressing peroxisome proliferator-activated receptor γ expression[J].FEBS Letters,2014,588(18):3427-3434.
[22] GU Y R,LI M Z,WANG T,et al.Lactation-related microRNA expression profiles of porcine breast milk exosomes[J].PLoS One,2012,7(8):e43691.
[23] CHEN T,XI Q Y,YE R S,et al.Exploration of microRNAs in porcine milk exosomes[J].BMC Genomics,2014,15:100.
[24] LIU J Y,YAO W,YAO Y,et al.MiR-92a inhibits porcine ovarian granulosa cell apoptosis by targeting Smad7 gene[J].FEBS Letters,2014,588(23):4497-4503.
[25] YE R S,XI Q Y,QI Q,et al.Differentially expressed miRNAs after GnRH treatment and their potential roles in FSH regulation in porcine anterior pituitary cell[J].PLoS One,2013,8(2):e57156.
[26] QI Q E,XI Q Y,YE R S,et al.Alteration of the miRNA expression profile in male porcine anterior pituitary cells in response to GHRH and CST and analysis of the potential roles for miRNAs in regulating GH[J].Growth Hormone & IGF Research,2015,25(2):66-74.
[27] GUO X K,ZHANG Q,GAO L,et al.Increasing expression of microRNA 181 inhibits porcine reproductive and respiratory syndrome virus replication and has implications for controlling virus infection[J].Journal of Virology,2013,87(2):1159-1171.
[28] WANG D,CAO L,XU Z,et al.MiR-125b reduces porcine reproductive and respiratory syndrome virus replication by negatively regulating the NF-κB pathway[J].PLoS One,2013,8(2):e55838.
[29] LI L W,WEI Z Z,ZHOU Y J,et al.Host miR-26a suppresses replication of porcine reproductive and respiratory syndrome virus by upregulating typeⅠ interferons[J].Virus Research,2015,195(2):86-94.
[30] ZHANG Q,GUO X K,GAO L,et al.MicroRNA-23 inhibits PRRSV replication by directly targeting PRRSV RNA and possibly by upregulating typeⅠ interferons[J].Virology,2014,450-451:182-195.
[31] WU J,PENG X,ZHOU A,et al.MiR-506 inhibits PRRSV replication in MARC-145 cells via CD151[J].Molecular and Cellular Biochemistry,2014,394(1/2):275-281.
[32] HICKS J A,YOO D,LIU H C.Characterization of the microRNAome in porcine reproductive and respiratory syndrome virus infected macrophages[J].PLoS One,2013,8(12):e82054.
[33] HOEKE L,SHARBATI J,PAWAR K,et al.Intestinal salmonella typhimurium infection leads to miR-29a induced caveolin 2 regulation[J].PLoS One,2013,8(6):e67300.
[34] PODOLSKA A,ANTHON C,BAK M,et al.Profiling microRNAs in lung tissue from pigs infected with Actinobacillus pleuropneumoniae[J].BMC Genomics,2012,13:459.
[35] HUANG J,MA G J,F(xiàn)U L L,et al.Pseudorabies viral replication is inhibited by a novel target of miR-21[J].Virology,2014,456-457:319-328.