王 玄, 江紅星, 張亞楠
中國林業(yè)科學研究院森林生態(tài)環(huán)境與保護研究所, 國家林業(yè)局森林保護學重點實驗室, 北京 100091
穩(wěn)定同位素分析在鳥類食性及營養(yǎng)級結構中的應用
王 玄, 江紅星*, 張亞楠
中國林業(yè)科學研究院森林生態(tài)環(huán)境與保護研究所, 國家林業(yè)局森林保護學重點實驗室, 北京 100091
穩(wěn)定同位素分析(stable isotope analysis, SIA)自20世紀70年代末引入鳥類生態(tài)學領域以來,在研究鳥類食性和營養(yǎng)級結構方面展現了強大的發(fā)展?jié)摿蛷V泛的應用前景。總結了該技術在鳥類食源組成和營養(yǎng)級結構方面研究的前期準備、實驗流程、數據分析和研究進展等,重點闡述了其在鳥類保護與管理方面的應用。鑒于穩(wěn)定同位素在生物體內存在分餾現象,從鳥類不同組織和部位對營養(yǎng)級富集因子、轉化周期、同位素印記的差異,提出了完善該方法的建議和應用前景。
穩(wěn)定同位素; 營養(yǎng)級富集因子; 鳥類食性; 營養(yǎng)級結構; 保護與管理
自然界中,食物、水和隱蔽物是動物生存的3大基本要素[1]。動物食性分析是了解動物與環(huán)境的相互關系,掌握其食物來源和營養(yǎng)級位置,以及開展資源管理與物種保護的前提和基礎[2-3]。傳統的食性分析方法包括直接觀察法[4]、嗉囊胃容物分析法[5-6]、糞便顯微分析法[7]等,均能直接反映一定時間尺度下動物的主要食物來源。隨著人類認知能力和研究水平的提高,這些方法表現出一定的時空偶然性[8],不能充分反映食物在能量流動過程中的同化比例[9]。
穩(wěn)定同位素技術自20世紀70年代引入生態(tài)學領域,在確定動物食物來源[10-11]、構建食物鏈與食物網[12- 14]以及追蹤動物遷徙[15- 17]等方面取得了重要進展。在動物食性研究方面,穩(wěn)定同位素技術不僅克服了傳統方法的局限性,還展示了其獨特的優(yōu)勢:(1)可以反映動物與食物之間較長時間的取食關系[18- 20];(2)可以連續(xù)測出動物在食物網中的營養(yǎng)位置,真實反映動物在生態(tài)系統中的位置和作用[21-22];(3)可以通過對古化石的研究確定滅絕物種的食性信息[23- 25];(4)還可以通過對瀕臨滅絕物種的穩(wěn)定同位素的研究指導動物覓食棲息地的修復與重建[26-27]。
鳥類是動物界中最為常見、易于觀察的物種,通常作為環(huán)境質量監(jiān)測的指示物種[28]。長期以來,鳥類學家一直關注鳥類食性研究。隨著穩(wěn)定同位素技術的發(fā)展,鳥類學家在食物來源和營養(yǎng)級研究中極大的豐富和完善了這一技術[9, 18, 29- 32]。本文從穩(wěn)定同位素技術原理、常見鳥類穩(wěn)定同位素食性分析的樣品類別、穩(wěn)定同位素技術在鳥類食性組成和營養(yǎng)級位置研究中的應用等方面,對目前穩(wěn)定同位素技術在鳥類食性研究中的最新進展進行總結,并提出有待解決的問題及今后的研究方向。
食性研究中常用的穩(wěn)定同位素有碳(12C和13C)和氮(14N和15N)[18, 29, 33]。通常將機體的穩(wěn)定性同位素的絕對含量與國際標準比對后進行研究,一般用δ13C(13C/12C)和δ15N(15N/14N)來分別表示機體內這兩種穩(wěn)定性同位素的豐度:
δX=[(R樣/R標)-1]×103
式中,δX為δ13C或δ15N,R樣為所測樣品的13C/12C或15N/14N,R標為標準物質的13C/12C或15N/14N[34]。δ13C值是相對于國際標準物質PDB(R標=0.0112372)的豐度,δ15N值是相對于標準大氣氮(R標=0.0036765)的豐度[35]。
由于同一元素的不同同位素間原子量不同,導致其化學性質和物理性質存在差異,這種現象稱為同位素效應(Isotope effect)[36-37]。由于同位素效應的存在,較重的同位素更容易在機體內得到保留,而較輕的同位素更容易被機體代謝排出體外,穩(wěn)定同位素的值在捕食者和食物之間產生了一個差值,這一差值稱為營養(yǎng)級富集因子(Diet-tissue fractionation factors)[38- 41],若以“Δ”表示,則:
ΔX=δX樣本-δX食物
式中,ΔX表示Δ13C或Δ15N,δX樣本表示捕食者血液或組織的穩(wěn)定同位素碳或氮的豐度值,δX食物表示食物中穩(wěn)定同位素碳或氮的豐度。
穩(wěn)定同位素能夠得到廣泛應用依賴于以下2點:(1)穩(wěn)定同位素的值在鳥類機體和食物之間是以一種可預測的方式進行傳遞;(2)穩(wěn)定同位素值在鳥類機體不同部位轉化速率不同,所以不同部位樣本的穩(wěn)定同位素值反映不同時間尺度的食性信息,如有遷徙或移動行為,則可反映不同空間尺度的食性信息[42]。
2.1 確定研究目的,選擇合適的穩(wěn)定同位素
受生理、技術等因素的影響,能夠用于食性分析的穩(wěn)定同位素種類并不多,穩(wěn)定碳同位素(13C/12C)在營養(yǎng)級間傳遞時分餾效應不明顯,富集因子較小,是用于食源組成研究的理想元素[43];穩(wěn)定氮同位素(15N/14N)在食物與捕食者組織間存在穩(wěn)定且較大的營養(yǎng)級富集因子,因此常被用于食源組成和營養(yǎng)級結構的分析[43- 45];穩(wěn)定硫同位素 (33S/32S)較少應用,但為提高分析準確性,穩(wěn)定硫同位素在食源種類較多時也被使用[21, 46]。此外,數據分析時一般要求各食源之間穩(wěn)定同位素值存在顯著差異,否則會低估取食較多的食源,而高估取食較少的食源[12, 47]。
2.2 本底樣品采集
收集可能被研究對象取食的食物種類。為了減少樣本分析的數據量、減小食物組成的種類和提高分析的精度,一般需要一些輔助手段,如直接觀察法、胃內容物分析法、糞便顯微分析法等,然后根據這些傳統手段大致確定食物組成范圍[12, 47-48]。
2.3 鳥類研究樣品的采集
鳥類的穩(wěn)定同位素分析樣品眾多,應根據研究目的選擇合適樣品,并盡量減少對水鳥造成的傷害,血漿一般反映短期攝入的食物特征,而羽毛可以反映在換羽地點(對候鳥也許是幾千公里之外)的食物信息,常用的鳥類樣品類別與采集方式見表1。
表1 穩(wěn)定同位素分析常用的鳥類樣品類別與采集方式
血液樣本的采集依據鳥類體型大小,一般有翅靜脈和頸靜脈等取血方式,取血量1—2ml即可[48-49]。采集的全血可通過離心分離出血細胞和血漿,獲取新的研究樣本[50-51]。
鳥類的換羽有其各自的規(guī)律,應根據研究目的選擇合適部位的羽毛,一般選擇新長出的初級飛羽和尾羽。為避免取整根羽毛對鳥類飛行構成的影響,建議揀取剛脫落的羽毛或剪取所需部位羽毛末端2—4cm[42, 52-53]。
肌肉組織含有一定量的脂肪,對穩(wěn)定碳同位素值會產生較大影響,為減少實驗誤差,建議采集脂肪含量較少的胸部或大腿上的肌肉組織,1—2g即可達到測定需求[54-55]。
用于穩(wěn)定同位素分析的樣品還包括:肝臟、腎臟、心臟、皮膚、大腦和骨骼等[49-51, 55-56],由于對鳥類傷害較大,在食性研究中受到限制。
2.4 樣品的保存
樣本完好的從野外保存至實驗室是穩(wěn)定同位素準確測定的前提,保存的原則是不因添加的保存物質而改變樣品的穩(wěn)定同位素比例,也不因保存方法問題導致樣品的輕同位素或重同位素的比例發(fā)生變化[57]。血液、肌肉和羽毛等組織樣本最常用保存方法是冷凍法,需在采樣后2h內保存[58]。若野外無冷凍條件,且需保存時間較長,使用烘箱干燥、空氣干燥、70%酒精浸泡等方法也可得到較好的保存效果[8]。樣品保存中,冷凍保存不宜超過30d,70%酒精浸泡保存不宜超過60d[58]。對于羽毛,僅常溫密封保存即可滿足測定要求[59-60]。
2.5 樣品送檢前的預處理
2.5.1 干燥
干燥的目的是除去樣品中的水分,便于研磨成粉。將樣品放在透氣性好且耐高溫的器具或取樣袋中,然后在60—70℃的恒溫干燥箱中干燥24—48 h,至恒重后及時研磨成粉末,若樣品返潮,不僅給磨樣造成困難,且影響同位素數據[51]。對于血液,常采用冷凍干燥法[47, 51, 61]。
2.5.2 脫脂處理
脫脂的目的是剔除肌肉、內臟和骨膠原等組織中的脂肪和羽毛上的油脂,因為脂肪的存在使樣品中δ13C的值降低[42, 62- 64]。剔除方法是將樣品放在裝有氯仿和甲醇溶液(比例是2∶1)的索氏提取儀中加熱煮沸20min,可用氫氧化鈉代替氯仿[65]。因脫脂對穩(wěn)定氮同位素的測定有負面影響,所以在脫脂前將樣品分為兩份,一份脫脂處理后測定穩(wěn)定碳同位素含量,另一份不作脫脂處理,用于測定穩(wěn)定氮同位素含量[51, 62]。
2.5.3 酸化處理
酸化的目的是除去樣品中的無機碳,消除外源性無機碳對樣品測定的影響,所有采集的樣品均需要酸化[66]。將樣品適當粉碎后,倒入適量濃度為0.5mol/L的鹽酸中,每間隔1h用玻璃棒攪拌一次使之充分反應,反應至少6h后,靜置沉淀,倒掉上層清夜,再用去離子水攪拌洗滌,靜置沉淀,傾倒上層清夜,重復3—4次,充分洗凈過量鹽酸,然后烘干樣品[26, 38, 44]。
2.5.4 充分研磨、過篩和保存
烘干后的樣品需粉碎才能進行分析,為了保證樣品的均勻,應將樣品充分研磨。粉碎可以用研缽、球磨機或混合磨碎機等處理,磨好的樣品放于密封錫帽內或干凈的離心管內,貼上標簽,低溫保存[67-68]。
2.6 穩(wěn)定同位素測定的技術支持
同位素比率質譜儀(Isotope Ratio Mass Spectrometers, IRMS)是近些年發(fā)展起來的用于測定某些穩(wěn)定同位素組成的連續(xù)流進樣系統,由元素分析儀和質譜分析儀組成[69-70]。與之前的雙路進樣系統相比,其特點是測試速度快,樣品用量小(微克級),能精確測定元素的同位素比值[37]。
3.1 營養(yǎng)級富集因子的確定
營養(yǎng)級富集因子是準確確定鳥類食源組成和營養(yǎng)級位置的基本前提,為提高分析精度,測定的穩(wěn)定同位素數據需經過富集因子矯正后輸入分析模型[51, 71]。實際研究中,營養(yǎng)級富集因子并非都是通過室內控制實驗準確獲取。大量研究結果表明獻,同一科屬的鳥類中生境類型、取食習性和個體大小相近的種類,營養(yǎng)級富集因子差異并不顯著[40, 51, 72-73]。鑒于此,Caut等人于2009年[41]收集了66種期刊近300個物種的營養(yǎng)級富集因子,并按種類、生境和組織進行了分類歸納,表2顯示鳥類各組織與食物之間的δ13C和δ15N的營養(yǎng)級富集因子的均值和標準誤。該均值與Peterson和Fry[18]在1987年的結論相比更接近于真實值,并且得到了研究者的認可,在難以獲取準確的營養(yǎng)級富集因子的情況下可采用該數據代替[41, 48,74- 76]。
表2 鳥類各組織與其食源之間穩(wěn)定碳、氮同位素的營養(yǎng)級富集因子[41]
3.2 確定食源組成的數據分析模型
用于食源貢獻率分析的數據模型有很多,但各有特點,應依據研究目的、同位素種類和數據特點選擇合適的模型。常用穩(wěn)定同位素分析的數據模型及其優(yōu)缺點詳見表3。
對2—3種食源的分析,可使用穩(wěn)定同位素質量平衡方程(mass-balance mixing model)來實現。穩(wěn)定同位素在時間尺度上是守恒的,且在不同營養(yǎng)級間以可預測的方式傳遞,利用質量平衡方程計算食物源的相對貢獻比例既簡單又快捷[77- 79]:
式中,δXsample表示消費者穩(wěn)定同位素X(如δ13C或δ15N)的相對含量;fi為第i個食源的貢獻率;δXsourcei表示第i個食源的穩(wěn)定同位素X的相對含量;ΔX′為所測定的穩(wěn)定同位素X在食源與機體之間的營養(yǎng)級富集因子。
若只測定樣本和食源的一種穩(wěn)定同位素的相對含量(如δ13C),則可組成兩個方程,可確定兩種食物源的貢獻:
δ13CSample=δ13CSource 1×f1+δ13CSource2×f2, f1+f2=1
式中,δSample為經營養(yǎng)級富集因子校正后的樣本的穩(wěn)定同位素值,δSource 1和δSource2為2種食源的穩(wěn)定同位素值,f1和f2為這2種食源的貢獻比例。如將測定的樣本和食源的2種穩(wěn)定同位素值(如δ13C和δ15N)代入質量平衡方程可確定3種食源的貢獻,即測定樣本和食源的n種穩(wěn)定同位素可以確定n+1種食源的貢獻率。
表3 計算食物來源相對貢獻率的常用穩(wěn)定同位素分析模型及其適用范圍[80]
當要解決更多食源問題(n>3種食物源) 時,則需要更為復雜的模型來計算每種食物源的貢獻比例范圍[80]。近年來,新的混合模型不斷涌現,其中由Phillips等提出的線形混合模型是其中討論較多的一種[81]。Phillips及其同事還開發(fā)出了一種相應的統計分析軟件IsoSource (http://www.epa.gov/wed/pages/models/stableIsotopes/isosource/isosource.htm)。該軟件適用于兩種同位素下多種食源(3—10種)比例的確定,主要依據不同步長下的多次積分得到食物的相對比例。當有太多的食物資源而無法確定唯一的解時(n個同位素值卻有>n+1種食源),可通過同位素比率信息來確定可能食物資源對混合物(消費者)的貢獻范圍。每種資源貢獻范圍(0—100%)的所有可能組合在小范圍的增量(increments,如1%)中都被進行檢查分析,把各個組合中觀測到的混合同位素信息相加,如果之和在一個較小的忍受范圍內(tolerance,如±0.01),那么這個組合就被認為是合適的解,從而可以確定潛在食物資源貢獻的頻率和范圍[77,81- 83]。
穩(wěn)定同位素分析中可能存在很多不確定因素(如標準差、富集因子、同位素值的多變性等),這些不確定因素對數據的分析有很大影響。貝葉斯混合模型(Bayesian isotope mixing model)[86]通過綜合先驗信息,整合不確定因素,來明確比較競爭模型或參數值的支持強度。同時,該模型引入“取樣-重要性-再取樣(sampling-importance-resampling,SIR)”的運算法則,進行食源貢獻率的后驗概率檢驗,提高了數據分析的精度,是對IsoSource軟件的豐富和發(fā)展[85]??紤]到復合食源、富集因子和同位素比值等的不確定性,模型運行過程中,可以通過調整變量數量、迭次量級和食源先驗信息等來提高不同食源貢獻率的估計精度。目前,該模型得到了廣泛地應用,并取得了較好的效果[4,74,87-90]??晒┻x擇的貝葉斯模型有MixSIA(http://conserver.iugo-cafe.org/user/brice.semmens/MixSIR)[85]和SIAR(http://cran.r-project.org/web /packages/siar/index.html)[87]。
3.3 確定營養(yǎng)級結構的數據分析方法
一般情況下,穩(wěn)定氮同位素(δ15N)在相鄰兩個營養(yǎng)級間所產生的富集因子(Δδ15N)在3‰—5‰之間,較穩(wěn)定碳同位素產生的富集因子大且較為恒定[18]。根據相鄰營養(yǎng)級間動物組織的δ15N和生態(tài)系統初級消費者(或初級生產者)的δ15N就可以劃分動物在該生態(tài)系統的營養(yǎng)級位置:
式中,TP代表特定物種的營養(yǎng)位置,λ表示食物鏈基底生物的營養(yǎng)級位置(若δ15N基線取初級生產者的氮同位素比率,λ取1;若以初級消費者為基線,λ取2),δ15N消費者表示消費者的穩(wěn)定氮同位素比率,δ15N基線表示基線生物的穩(wěn)定氮同位素比值,Δδ15N是該生態(tài)系統的營養(yǎng)級富集因子[91]。
δ15N基線和Δδ15N值隨地理位置和生態(tài)系統(陸地或海洋生態(tài)系統)的改變而改變[91]。因δ13C值在相鄰營養(yǎng)級間富集因子(Δδ13C)并不明顯,僅為0.4‰—1.0‰,使δ13C值在動物營養(yǎng)級研究中不被廣泛應用[91]。從營養(yǎng)級位置的計算公式可以看出,生態(tài)系統內基線生物的營養(yǎng)級富集因子對計算結果有一定影響。目前對基線營養(yǎng)級富集因子的獲取方法有兩種:一種是在室內嚴格控制的條件下,測量實驗對象與其單一餌料間穩(wěn)定氮同位素的差值;另一種方法是選用野外生態(tài)系統中食源相對簡單的生物,測量其組織與食源間的穩(wěn)定氮同位素的差值。室內實驗控制了實驗對象和餌料組成,但室內條件下生物的代謝活動、消化吸收率和餌料組成等均與其自然生態(tài)系統下存在較大差異,很難獲取動物在自然狀態(tài)下真實的營養(yǎng)級富集因子[92],針對這種情況,許多研究者采用基線營養(yǎng)級富集因子的統計平均值或幾個統計平均值并用[93]。
4.1 食源組成成分的確定
動物取食食物后,通過代謝作用,機體的穩(wěn)定性同位素δ13C值和δ15N值會因同化了不同同位素比率的食物而發(fā)生變化[38],穩(wěn)定同位素比值在機體與組織間存在一個常量(即營養(yǎng)級富集因子),借助分析模型即可得到各食源的貢獻比例[9, 26, 38]。穩(wěn)定同位素技術是目前公認的用于研究遷徙鳥類食性時空變化的最佳手段[48,94]。
4.1.1 不同時間尺度上的食性研究
鳥類不同組織的代謝速度不同[95-96],不同組織的穩(wěn)定同位素分餾水平和轉化周期也不盡相同,攝食后代謝較快的組織反映的是短時間尺度的食性信息,代謝較慢的組織反映的是長時間尺度的食性信息,這是穩(wěn)定同位素技術在確定鳥類食源組成上區(qū)別于其他方法的最大優(yōu)點[15, 29, 56,97]。
Hobson等[49, 98]通過對人工飼養(yǎng)的日本鵪鶉(Coturnixjaponic)血液和組織的穩(wěn)定同位素研究發(fā)現,血清中穩(wěn)定碳同位素值反映的是日本鵪鶉1周左右的食性信息,血細胞能夠反映其兩個月左右的食性信息,全血和脫脂后胸肌則能夠反映其3周左右的食性信息,而代謝較慢的羽毛和骨膠原等反映的卻是其幾百天到幾年的食性信息,在短嘴鴉(Corvusbrachyrhyncho)[49]、黑腹濱鷸(Calidrisalpinapacifica)[51]、黃腹鷦鶯(Dendroicacoronata)[60]和園鶯(Sylviaborin)[99]等鳥類研究中均得到相似的轉化規(guī)律。
鳥卵、雛鳥和正羽(飛羽和尾羽)是用于穩(wěn)定性同位素時間特征分析的理想材料[52]。鳥卵的營養(yǎng)成分全部由產卵的雌鳥的食物成分轉化而來,直接地反映了雌鳥在產卵繁殖期間的食性信息[100]。雛鳥的血液及組織完全由繁殖地所獲得的食物轉化而來,反映了雛鳥在育雛期的食性信息[11, 48]。鳥類通常有換羽的習性,換羽方式可分為完全換羽和不完全換羽,初級飛羽、次級飛羽和尾羽的更換都有一定的規(guī)律,且更換的時間尺度也長短不一[101],因此,采集研究羽毛樣本前須了解研究對象的換羽情況。Cherel等[52]在了解黑眉信天翁尾羽更換順序后采集了尾羽最外側和中間羽毛,分別代表了黑眉信天翁(Diomedeamelanophrys)在冬羽換羽開始到換羽結束的食性信息。
4.1.2 不同空間尺度上的食性研究
世界上現存鳥類有9755種[102],其中候鳥有5000多種[103],每年隨季節(jié)的轉變,候鳥在繁殖地和越冬地之間進行有規(guī)律的遷居,遷徙途中會選擇補充能量的停歇地。繁殖地、越冬地和停歇地的食性反映了候鳥食性在空間尺度上的變化,對候鳥遷徙通道的保護有很大的作用,受到鳥類學家的關注[53]。
準時到達繁殖地是遷徙鳥類繁殖成功的重要保證,Marra等[104]在1995—1996年利用穩(wěn)定碳同位素技術對美洲紅尾鷗(Setophagaruticilla)繁殖地和越冬地的食性進行研究,發(fā)現紅尾鷗冬季棲息地食物資源非常有限,且越冬地的質量與春季遷回繁殖地的時間有密切關系。如果越冬地質量較差,紅尾鷗到達繁殖地的時間就會提前或推遲,進而影響到它次年的繁殖活動。Minami等[105]利用穩(wěn)定同位素技術對灰鹱(Puffinusgriseus)和短尾鹱(P.tenuirostris)從南到北遷徙過程中的食性研究中發(fā)現,這兩個物種的同位素組成隨著他們從南半球到北太平洋的遷移而增加。且在日本北部的沿海海域灰鹱的δ13C和δ15N值均顯著高于短尾鹱,然而在北太平洋海域兩種鹱的δ15N并無顯著差異,灰鹱的δ13C卻顯著高于短尾鹱。近海與遠洋地理種群之間的穩(wěn)定同位素的差異,反映出它們食性變化上的差異。
4.2 生態(tài)系統營養(yǎng)級結構分析
穩(wěn)定性碳、氮同位素技術被應用于分析生態(tài)系統中的營養(yǎng)級關系,是較為實用、準確和簡單的一種方法,只需測定消費者組織和初級生產者的同位素比值,就可以推斷它們在生態(tài)系統中的營養(yǎng)級位置。
4.2.1 確定研究對象在生態(tài)系統中的營養(yǎng)級位置
穩(wěn)定同位素技術在營養(yǎng)級結構研究中提出了新的劃分方法,傳統的營養(yǎng)級結構研究只能得到物種的整數點營養(yǎng)級,而新的營養(yǎng)級結構是連續(xù)的,這種表現方式更準確,因為研究對象在食物網中并非取食單一食物種類,雜食性鳥類既取食植物性食物又取食動物性食物,傳統的營養(yǎng)級劃分方法則不能準確的反映這一現象[80,106]。這種新的營養(yǎng)級位置不僅可以反映各物種在系統中的營養(yǎng)位置和取食關系,而且也可以反映物種對物質的代謝水平以及環(huán)境因素差異所引起的營養(yǎng)狀況和營養(yǎng)模式的改變[107- 109]。
Becker等[23]2006年通過對比加利福尼亞沿海岸100a前和現在斑海雀(Brachyramphusmarmoratus)羽毛中的穩(wěn)定碳氮同位素比值(δ13C和δ15N)發(fā)現,隨著人類對沿海海洋生態(tài)系統漁業(yè)資源的過度捕撈,斑海雀食物資源顯著降低,導致其在生態(tài)系統中的營養(yǎng)級位置顯著下降。Procházka等[14]利用穩(wěn)定同位素技術對非洲4種取食不同食物鳥類的營養(yǎng)級位置研究中發(fā)現,紅嘴黑頂梅花雀(Estrildanonnula)和查氏扇尾鶯(Cisticolachubbi)的生態(tài)位較窄,而北非雙領花蜜鳥(Cinnyrisreichenowi)和西綠鵯(Andropadustephrolaemus)卻有較寬的取食生態(tài)位。
4.2.2 確定鳥類所在生態(tài)系統的營養(yǎng)級結構
穩(wěn)定同位素確定的營養(yǎng)級結構與傳統方法相比較,能夠準確反映能量沿營養(yǎng)級的流動和在物種之間的分配,間接地反映物種之間尤其是相近種之間取食生態(tài)位的分離和重疊程度[109]。在物種種內與種間關系的研究上都有很深遠的意義[8,110]。
Thompson等[111]通過穩(wěn)定同位素分析,確定了冰島上6種海鳥各自的食物組成和營養(yǎng)關系,Forero等[100]在對地中海地區(qū)海鳥的研究中建立了該地區(qū)海鳥及食源之間的營養(yǎng)級結構,系統闡述了穩(wěn)定碳氮同位素在鳥類生態(tài)學研究中的廣泛應用前景。楊月琴等[109]于2008年4—6月對青海湖的8種優(yōu)勢水鳥進行了穩(wěn)定同位素分析,將其劃分為3個明顯的營養(yǎng)級群體,普通鸕鶿(Phalacrocoraxcarbo)、棕頭鷗(Larusbrunnicephalus)、漁鷗(L.ichthyaetus)和鳳頭(Podicepscristatus)主要取食各種魚類,穩(wěn)定同位素值最高,屬于最高的營養(yǎng)級群體;赤麻鴨(Tadornaferruginea)、紅腳鷸(Tringatotanus)和普通燕鷗(Sternahirundo)取食魚類、浮游動物和昆蟲,穩(wěn)定同位素值處在中間,屬于第二營養(yǎng)級群體;而斑頭雁(Anserindicus)主要取食植物性食物,穩(wěn)定同位素值較低,屬于最低的營養(yǎng)級群體。因此,通過該研究可以了解高低能量的食物在生態(tài)系統中的流動及分配情況。人類活動對野生動物的營養(yǎng)結構也產生了較大影響。易現峰等[112]在2002年4—7月間利用穩(wěn)定同位素技術研究海北高寒草甸生態(tài)系統內主要生物的捕食關系,確定了高寒草甸生態(tài)系統中5條主要的食物鏈,21世紀初,由于當地居民大規(guī)模滅鼠,導致以田鼠為主要食物的大鵟(Buteohemilasius)的食物結構發(fā)生了較大變化,主要食物來源由原來的小型哺乳類轉變?yōu)槿感文盔B類。
穩(wěn)定碳氮同位素分析不僅在鳥類食性及營養(yǎng)級的基礎研究中起重要作用,而且在鳥類生態(tài)學的相關領域展現了強大發(fā)展?jié)摿68,113-114]。對于鳥類,尤其是瀕危候鳥,其食性隨著生境在時間和空間尺度上的變化而發(fā)生變化,利用穩(wěn)定同位素技術結合相關研究手段可以從食性的角度,探究和解釋食性與繁殖和種群動態(tài)之間的關系,進而從食性角度為物種保護和覓食生境恢復提供指導[24]。
5.1 評估棲息地變化對種群繁殖的影響
棲息地(或生境)指動物生活的周圍環(huán)境,對鳥類而言,棲息地就是個體、種群或群落在其某一生活史階段(比如繁殖期、越冬期)所占據的環(huán)境類型,是其各種生命活動的場所[101]。然而,不斷的資源開采和土地覆被的改變對鳥類棲息環(huán)境造成了較大的影響,其中食物資源減少和繁殖成功率降低是物種長久發(fā)展的最大障礙[101]。
穩(wěn)定同位素技術結合相關研究手段能夠合理的評估生境變化對種群繁殖的影響。Ramírez等[48]利用同位素和遙感技術,研究了自然和人工棲息地的變化對細嘴鷗(Chroicocephalusgenei)種群大小和繁殖參數的影響。結果顯示,在自然濕地減小的情況下,鹽場作為細嘴鷗的替代棲息地,扮演了越來越重要的角色;而漁場等人工濕地的建立,對細嘴鷗自然棲息地喪失起到了一定的緩沖作用,但食源結構的改變降低了其繁殖產出。Ma等[74]于2007—2008年利用同位素技術對上海崇明東灘外來物種互花米草(Spartinaalterniflora)群落中最新記錄到的斑背大尾鶯(Locustellapryeri)的食性、棲息地利用和繁殖成功率進行了研究。結果表明,在蘆葦和互花米草混合群落中,斑背大尾鶯主要營巢和取食于互花米草;其種群數量也隨著互花米草的快速擴展而增加。這說明互花米草的入侵,不僅改變了原生鹽沼濕地生態(tài)系統,同時促進了非本土物種斑背大尾鶯的集聚與繁衍。
5.2 探究種群數量波動的原因
人類對自然資源的過度索取使許多鳥類喪失棲息地甚至發(fā)生食物鏈的斷裂,最終導致其種群數量銳減或滅絕[115],然而一些鳥類在短期內也有種群爆發(fā)的現象[63,116]。探究種群數量波動的原因對鳥類保護計劃的制定以及保護區(qū)管理都有指導意義[24]。
20世紀20年代到70年代加拿大西海岸的鷗類種群數量翻了3.5倍[116],Hobson[63]采集了灰翅鷗(L.glaucescens)和西美鷗(L.occidentalis)的骨膠原蛋白,同位素分析表明,灰翅鷗和西美鷗食物的主要來源于人類丟棄的可食廢棄物,從食性角度解釋了其種群爆發(fā)的原因。Thompson等[117]通過同位素分析,認為暴風鹱(Fulmarusglacialis)在英國上世紀種群數量的爆發(fā)與捕鯨業(yè)的發(fā)展有關,因為當時暴風鹱主要取食捕鯨遺棄的內臟。然而上世紀在歐洲種群數量同樣增長的普通鸕鶿卻對淡水漁業(yè)產生了較大的沖擊,同位素研究表明,普通鸕鶿種群增長的原因是其食源主要依賴淡水漁業(yè)[118]。
穩(wěn)定同位素技術還為重現滅絕鳥類的食性提供了可能,生活在北大西洋沿岸的大海雀(Pinguinusimpennis)20世紀中葉滅絕了,Hobson等[119]挖掘大海雀曾生活過的海島上的骨骼樣本,通過分析其中的穩(wěn)定氮同位素(δ15N)值,并與該生態(tài)系統中其他6種海雀的穩(wěn)定同位素相比較,最終重現其食性信息和在生態(tài)系統中的營養(yǎng)級位置。Norris等[24]通過同位素技術研究了斑海雀(Brachyramphusmarmoratus)過去100a的食性組成的變化和種群動態(tài)之間的關系,認為食物的質量和食物的可獲得性是種群動態(tài)變化的主要原因。通過歷史食性和種群波動的研究,能為瀕危鳥類保護計劃的制定提供更好的參考價值。
5.3 評估越冬地和繁殖地對繁殖的能量貢獻
鳥類繁殖營養(yǎng)學是穩(wěn)定同位素技術的比較新的研究領域。對于遷徙鳥類,其繁殖的能量通常有內源性和外源性能量兩部分組成[43,76],內源性能量表示候鳥在到達繁殖地之前(即在越冬地)所積累的能量,外源性能量則表示候鳥到達繁殖地后于繁殖地短期快速獲取的能量。通過穩(wěn)定碳氮同位素(δ13C和δ15N)對繁殖能量的示蹤,可以準確評估越冬地的生境質量對繁殖的貢獻情況,為越冬地和種群的保護提供科學依據[43,120- 122]。
傳統研究認為內源性能量對惡劣環(huán)境下繁殖的大型鳥類貢獻率大[123-124]。Gauthier等[123]對雪雁(Chencaerulescensatlantica)的肌肉組織、卵和繁殖地食物的穩(wěn)定碳同位素進行了分析,由于雪雁在越冬區(qū)主要取食玉米(C4植物),而到達繁殖區(qū)后主要食物是禾本科與非禾本科的雜草(C3植物),因此內源性能量和外源性能量之間的穩(wěn)定碳同位素(δ13C)存在顯著差異。同位素數據顯示,內源性的能量對卵的貢獻比外源性的能量貢獻率低,從同位素的角度證實了傳統觀念的局限。然而,通常情況下內源性和外源性的能量對繁殖卵的貢獻是復雜的。Sénéchal等[124]于2010年研究了極地繁殖的歐絨鴨(Somateriamollissima)內源性和外源性營養(yǎng)對鳥卵的貢獻情況,結果顯示,外源性能量對卵的蛋白貢獻較大,內源性能量對卵黃的脂類貢獻較大。Hobson等[125]對巴氏鵲鴨(Bucephalaislandica)的研究表明,內源性能量對第1每卵的卵黃和蛋白的貢獻顯著高于第4和第8枚卵,然而5a前獲取的樣本顯示,內源性營養(yǎng)對卵黃的貢獻并不明顯。他們認為巴氏鵲鴨內源性和外源性能量對繁殖的貢獻表現為一種混合的策略,因不同個體、產卵策略和年份等差異而變化。
穩(wěn)定同位素技術是目前揭示鳥類食源,探究濕地生態(tài)系統內物質循環(huán)、能量流動和營養(yǎng)級結構等的重要方法。但是在食源組成分析和遷徙鳥類食性轉變的研究中還有很多需要思考的問題,這些問題也許會給我們提供一些新的研究和發(fā)展方向。
6.1 穩(wěn)定同位素在機體內的分餾及影響因素
穩(wěn)定同位素技術在應用時需充分考慮引起穩(wěn)定同位素在機體內分餾的因素,如成鳥與幼鳥的差異、雌雄差異、繁殖鳥與非繁殖鳥差異、雌雄二型與雌雄同型的差異以及溫度對分餾的影響等。Shealer[126]研究粉紅燕鷗(Sternadougallii)和黃嘴鳳頭燕鷗(Thalasseussandvicensis)發(fā)現,幼鳥因飛行能力有限,難以吞咽較大塊食物等因素的影響,所取食的食物與成鳥有很大差異。Niebuhr[127]在繁殖期研究銀鷗(L.argentatus)哺育幼鳥的成鳥比非繁殖成鳥獲取高能量的食物,在產卵期雌鳥為了促進蛋殼的形成,會偏向于取食貝類等。Lavoie等[4]研究加拿大海鳥食性發(fā)現,二形的雄性成體要比雌性成體的穩(wěn)定性同位素變化幅度大;相反,單形的雌性成體的同位素變化幅度比雄性成體大。有研究表明,遷徙鳥類和傷殘病鳥等未及時獲取水分(水分脅迫)和足夠食物(營養(yǎng)脅迫)時,穩(wěn)定氮同位素值會發(fā)生很大變化。受水分脅迫時,濃縮的含氮廢物中氮同位素的分餾比稀釋的含氮廢物中的高,受營養(yǎng)脅迫時,機體蛋白質的分解代謝提高了15N值,因此,在樣本采集時為提高實驗準確性,應避免采集受水分脅迫或營養(yǎng)脅迫的個體[51]。
6.2 營養(yǎng)級富集因子的獲取及意義
雖然穩(wěn)定同位素在機體各組織內富集規(guī)律相同,甚至可使用其他物種的富集因子均值代替研究對象的營養(yǎng)級富集因子,但不同的物種、不同的采樣部位和不同棲息環(huán)境下穩(wěn)定同位素的值都存在差異[8, 72, 128- 130]。因此,需要更多的室內試驗來得到具體動物種類的特定營養(yǎng)級富集因子,以更好地解釋野外實驗獲得的穩(wěn)定同位素數據,從而更好地估算該種類的食源組成[98]。然而,被捕的鳥類被關進一個封閉的籠內,其活動空間較野外自由狀態(tài)下小很多,因此其代謝速度也較低,那么穩(wěn)定同位素在體內的轉化速率同樣會降低,這與野外生活鳥類的真實穩(wěn)定同位素值存在一定差異,但是在野生狀態(tài)下無法確保同位素含量穩(wěn)定的食物和持續(xù)供給,因此,通過被捕鳥類的穩(wěn)定同位素研究,可提供一種最接近富集因子真實狀態(tài)的近似值[51]。
6.3 穩(wěn)定同位素在機體內的轉化周期
穩(wěn)定同位素在機體內含量的高低受機體代謝速率的影響,且不同組織的代謝速率不同,通過采集不同代謝速率的組織樣本反映不同時間尺度的食性信息。值得注意的是,遷徙中的鳥類代謝更旺盛,穩(wěn)定同位素的轉化周期則更短[42, 60];由于實驗中的轉化周期都是通過對捕捉鳥類的研究得出的,鳥類在野外的代謝速率可能比捕捉后飼養(yǎng)條件下的高[98];此外,血液中分離出的各成分比例與鳥的種類和體內的激素水平有關,對穩(wěn)定同位素的含量和轉化周期都有影響[95, 131]。另外,通過穩(wěn)定同位素的轉化周期可以來解釋一些與機體代謝相關的其他生理反應。
6.4 同位素印記對食源分析的影響
同位素印記是指不同同位素比值的食物在進入動物組織時,會分別進入動物特定的組織或部位,并非平均分配到動物不同組織或組織的不同部分[99, 132]。雖然同位素印記現象還沒有得到更多研究的確認,但已有的研究表明同位素印記現象確實存在[99, 132-133],其結果是動物某一組織并不能完全反映其整體的食物組成[72]。這一問題的提出對利用穩(wěn)定同位素分析鳥類食性的準確性提出了質疑,也將影響穩(wěn)定同位素的長遠發(fā)展,為解決這一難題,需要更深入的研究穩(wěn)定同位素在動物組織與其食物成分之間的轉化關系,特別是當雜食性動物食性發(fā)生轉變時,動物組織同位素組成的動態(tài)平衡過程又是怎樣的變化特征[72, 134]。
作為一門新技術,穩(wěn)定同位素技術已向研究者展示了強大的活力,但在應用中仍然需要注意一些細節(jié)。不斷的對未知生物體內碳氮穩(wěn)定同位素富集因子進行探索和總結,也許能發(fā)現一些新的規(guī)律。穩(wěn)定碳氮同位素的應用領域還有很大的發(fā)展空間,可以去解釋一些鳥類生理上的問題,也可與其他技術手段相結合解釋一些更為復雜的問題,如探討動物種間種內競爭、協同進化、污染生態(tài)學、生態(tài)保護與恢復等等。此外,由于在地表降水中δD(2H/1H)和δ18O(18O/16O)與緯度、海拔高度以及距海岸線距離等有密切關系,因此δD和δ18O作為地理位置的標記被鳥類學家廣泛應用于遷徙研究中[59,104, 135- 137]。隨著技術手段的不斷進步和越來越多的鳥類學家的加入,穩(wěn)定同位素分析在鳥類生態(tài)學研究中一定會得到長足的發(fā)展。
[1] 陳化鵬, 高中信. 野生動物生態(tài)學. 哈爾濱: 東北林業(yè)大學出版社, 1992.
[2] 鄭光美. 我國鳥類生態(tài)學的回顧與展望. 動物學雜志, 1981, (1): 63- 68.
[3] 鄭榮泉, 鮑毅新. 有蹄類食性研究方法及研究進展. 生態(tài)學報, 2004, 24(7): 1532- 1539.
[4] Lavoie R A, Rail J F, Lean D R S. Diet composition of seabirds from Corossol island, Canada, using direct dietary and stable isotope analyses. Waterbirds, 2012, 35(3): 402- 419.
[5] Jobling M, Breiby A. The use and abuse of fish otoliths in studies of feeding habits of marine piscivores. Sarsia, 1986, 71(3): 265- 274.
[6] Ryan P G, Jackson S. Stomach pumping: is killing seabirds necessary? The Auk, 1986, 103(2): 427- 428.
[7] Hobbs N T. Fecal indices to dietary quality: a critique. The Journal of Wildlife Management, 1987, 51(2): 317- 320.
[8] Hobson K A, Piatt J F, Pitocchelli J. Using stable isotopes to determine seabird trophic relationships. Journal of Animal Ecology, 1994, 63(4): 786- 798.
[9] Tieszen L L, Boutton T W, Tesdahl K, Slade N A. Fractionation and turnover of stable carbon isotopes in animal tissues: implications forδ13C analysis of diet. Oecologia, 1983, 57(1): 32- 37.
[10] Estrada J, Lutcavage M, Thorrold S. Diet and trophic position of Atlantic bluefin tuna (Thunnusthynnus) inferred from stable carbon and nitrogen isotope analysis. Marine Biology, 2005, 147(1): 37- 45.
[11] Girard J, Baril A, Mineau P, Fahrig L. Foraging habitat and diet of Song Sparrows (Melospizamelodia) nesting in farmland: a stable isotope approach. Canadian Journal of Zoology, 2012, 90(11): 1339- 1350.
[12] 易現峰, 張曉愛. 穩(wěn)定性同位素技術在生態(tài)學上的應用. 生態(tài)學雜志, 2005, 24(3): 306- 314.
[13] Hobson K A. Trophic relationships among high Arctic seabirds: insights from tissue-dependent stable-isotope models. Marine Ecology Progress Series, 1993, 95: 7- 18.
[15] Hobson K A, Wassenaar L I. Linking breeding and wintering grounds of neotropical migrant songbirds using stable hydrogen isotopic analysis of feathers. Oecologia, 1996, 109(1): 142- 148.
[16] Hobson K A. Tracing diets and origins of migratory birds using stable isotope techniques Biology and Conservation of Forest Birds, 1999, 1: 21- 41.
[17] Ashley P, Hobson K, Van Wilgenburg S, North N, Petrie S. Linking Canadian harvested American black ducks to their natal areas using stable isotope analysis ofδD,δ13C, andδ15N. Avian Conservation and Ecology, 2010, 5(2): 7.
[18] Peterson B J, Fry B. Stable isotopes in ecosystem studies. Annual Review of Ecology and Systematics, 1987, 18: 293- 320.
[19] 蔡德陵, 張淑芳, 張經. 天然存在的碳、氮穩(wěn)定同位素在生態(tài)系統研究中的應用. 質譜學報, 2003, 24(3): 434- 440.
[20] Hobson K, Van Wilgenburg S, Wassenaar L, Powell R, Still C, Craine J. A multi-isotope (δ13C,δ15N,δ2H) feather isoscape to assign Afrotropical migrant birds to origins. Ecosphere, 2012, 3(5): 44- 44.
[21] 萬祎, 胡建英, 安立會, 安偉, 楊敏, 伊藤光明, 服部達也, 陶澍. 利用穩(wěn)定氮和碳同位素分析渤海灣食物網主要生物種的營養(yǎng)層次. 科學通報, 2005, 50(7): 708- 712.
[22] Boecklen W J, Yarnes C T, Cook B A, James A C. On the use of stable isotopes in trophic ecology. Annual Review of Ecology, Evolution, and Systematics, 2011, 42: 411- 440.
[23] Becker B H, Beissinger S R. Centennial decline in the trophic level of an endangered seabird after fisheries decline. Conservation Biology, 2006, 20(2): 470- 479.
[24] Norris D, Arcese P, Preikshot D, Bertram D F, Kyser T. Diet reconstruction and historic population dynamics in a threatened seabird. Journal of Applied Ecology, 2007, 44(4): 875- 884.
[25] Touzeau A, Amiot R, Blichert-Toft J, Flandrois J P, Fourel F, Grossi V, Martineau F, Richardin P, Lécuyer C. Diet of ancient Egyptians inferred from stable isotope systematics. Journal of Archaeological Science, 2014, 46: 114- 124.
[26] Barrett R T, Camphuysen K C, Anker-Nilssen T, Chardine J W, Furness R W, Garthe S, Hüppop O, Leopold M F, Montevecchi W A, Veit R R. Diet studies of seabirds: a review and recommendations. ICES Journal of Marine Science: Journal du Conseil, 2007, 64(9): 1675- 1691.
[27] Ramírez F, Abdennadher A, Sanpera C, Jover L, Wassenaar L I, Hobson K A. Assessing waterbird habitat use in coastal evaporative systems using stable isotopes (δ13C,δ15N and δD) as environmental tracers. Estuarine, Coastal and Shelf Science, 2011, 92(2): 217- 222.
[28] 王強, 呂憲國. 鳥類在濕地生態(tài)系統監(jiān)測與評價中的應用. 濕地科學, 2007, 5(3): 274- 281.
[29] DeNiro M J, Epstein S. Influence of diet on the distribution of carbon isotopes in animals. Geochimica et Cosmochimica Acta, 1978, 42(5): 495- 506.
[30] Hobson K A, Welch H E. Determination of trophic relationships within a high Arctic marine food web usingδ13C andδ15N analysis. Marine Ecology Progress Series, 1992, 84: 9- 18.
[31] Phillips R A, McGill R A, Dawson D A, Bearhop S. Sexual segregation in distribution, diet and trophic level of seabirds: insights from stable isotope analysis. Marine Biology, 2011, 158(10): 2199- 2208.
[32] Van-Wilgenburg S L, Hobson K A, Brewster K R, Welker J M. Assessing dispersal in threatened migratory birds using stable hydrogen isotope (δD) analysis of feathers. Endangered Species Research, 2012, 16(1): 17- 29.
[33] DeNiro M J, Epstein S. Influence of diet on the distribution of nitrogen isotopes in animals. Geochimica et Cosmochimica Acta, 1981, 45(3): 341- 351.
[34] McKinney C R, McCrea J M, Epstein S, Allen H, Urey H C. Improvements in mass spectrometers for the measurement of small differences in isotope abundance ratios. Review of Scientific Instruments, 1950, 21(8): 724- 730.
[35] Fry B. Stable Isotope Ecology. New York: Springer, 2006: 1- 308.
[36] Farquhar G D, Ehleringer J R, Hubick K T. Carbon isotope discrimination and photosynthesis. Annual Review of Plant Biology, 1989, 40(1): 503- 537.
[37] Hoefs J. Stable Isotope Geochemistry. 6th ed. Berlin, Heidelberg: Springer, 2009: 1- 292.
[38] Duffy D C, Jackson S. Diet studies of seabirds: a review of methods. Colonial Waterbirds, 1986, 9: 1- 17.
[39] Therrien J F, Fitzgerald G, Gauthier G, Bêty J. Diet-tissue discrimination factors of carbon and nitrogen stable isotopes in blood of Snowy Owl (Buboscandiacus). Canadian Journal of Zoology, 2011, 89(4): 343- 347.
[40] Caut S, Angulo E, Courchamp F. Discrimination factors (δ15N andδ13C) in an omnivorous consumer: effect of diet isotopic ratio. Functional Ecology, 2008, 22(2): 255- 263.
[41] Caut S, Angulo E, Courchamp F. Variation in discrimination factors (δ15N andδ13C): the effect of diet isotopic values and applications for diet reconstruction. Journal of Applied Ecology, 2009, 46(2): 443- 453.
[42] Bearhop S, Waldron S, Votier S C, Furness R W. Factors that influence assimilation rates and fractionation of nitrogen and carbon stable isotopes in avian blood and feathers. Physiological and Biochemical Zoology, 2002, 75(5): 451- 458.
[43] Inger R, Bearhop S. Applications of stable isotope analyses to avian ecology. Ibis, 2008, 150(3): 447- 461.
[44] Kelly J F. Stable isotopes of carbon and nitrogen in the study of avian and mammalian trophic ecology. Canadian Journal of Zoology, 2000, 78(1): 1- 27.
[45] Bond A L, Jones I. A practical introduction to stable-isotope analysis for seabird biologists: approaches, cautions and caveats. Mar Ornithol, 2009, 37(3): 183- 188.
[46] Nehlich O, Fuller B T, Márquez-Grant N, Richards M P. Investigation of diachronic dietary patterns on the islands of Ibiza and Formentera, Spain: evidence from sulfur stable isotope ratio analysis. American Journal of Physical Anthropology, 2012, 149(1): 115- 124.
[47] 張璇, 華寧, 湯臣棟, 馬強, 薛文杰, 吳魏, 馬志軍. 崇明東灘黑腹濱鷸(Calidrisalpina)食物來源和組成的穩(wěn)定同位素分析. 復旦學報: 自然科學版, 2013, 52(1): 112- 118.
[48] Ramírez F, Navarro J, Afán I, Hobson K A, Delgado A, Forero M G. Adapting to a changing world: unraveling the role of man-made habitats as alternative feeding areas for slender-billed gull (Chroicocephalusgenei). PloS One, 2012, 7(10): e47551.
[49] Hobson K A, Clark R. Turnover of13C in cellular and plasma fractions of blood: implications for nondestructive sampling in avian dietary studies. The Auk, 1993, 110(3): 638- 641.
[50] Barquete V, Strauss V, Ryan P G. Stable isotope turnover in blood and claws: A case study in captive African Penguins. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology, 2013, 448: 121- 127.
[51] Ogden L J E, Hobson K A, Lank D B, Martínez del Rio C. Blood isotopic (δ13C andδ15N) turnover and diet-tissue fractionation factors in captive dunlin (Calidrisalpinapacifica). The Auk, 2004, 121(1): 170- 177.
[52] Cherel Y, Hobson K A, Weimerskirch H. Using stable-isotope analysis of feathers to distinguish moulting and breeding origins of seabirds. Oecologia, 2000, 122(2): 155- 162.
[53] Hobson K A, Bowen G J, Wassenaar L I, Ferrand Y, Lormee H. Using stable hydrogen and oxygen isotope measurements of feathers to infer geographical origins of migrating European birds. Oecologia, 2004, 141(3): 477- 488.
[54] Bosley K L, Wainright S C. Effects of preservatives and acidification on the stable isotope ratios (15N/14N,13C/12C) of two species of marine animals. Canadian Journal of Fisheries and Aquatic Sciences, 1999, 56(11): 2181- 2185.
[55] Schmutz J A, Hobson K A. Geographic, temporal, and age-specific variation in diets of glaucous gulls in western Alaska. Condor, 1998, 100(1): 119- 130.
[56] Hobson K A, Clark R G. Assessing avian diets using stable isotopes I: turnover of13C in tissues. Condor, 1992, 94(1): 181- 188.
[57] Gearing J N. The study of diet and trophic relationships through natural abundance13C // Coleman D C, Fry B. Carbon Isotope Techniques. San Diego: Academic Press, 1991: 201- 218.
[58] Barrow L M, Bjorndal K A, Reich K J. Effects of preservation method on stable carbon and nitrogen isotope values. Physiological and Biochemical Zoology, 2008, 81(5): 688- 693.
[59] Van Dijk J G, Meissner W, Klaassen M. Improving provenance studies in migratory birds when using feather hydrogen stable isotopes. Journal of Avian Biology, 2014, 45(1): 103- 108.
[60] Podlesak D W, McWilliams S R, Hatch K A. Stable isotopes in breath, blood, feces and feathers can indicate intra-individual changes in the diet of migratory songbirds. Oecologia, 2005, 142(4): 501- 510.
[61] Hobson K A, McLellan B N, Woods J G. Using stable carbon (δ13C) and nitrogen (δ15N) isotopes to infer trophic relationships among black and grizzly bears in the upper Columbia River basin, British Columbia. Canadian Journal of Zoology, 2000, 78(8): 1332- 1339.
[62] DeNiro M J, Epstein S. Mechanism of carbon isotope fractionation associated with lipid synthesis. Science, 1977, 197(4300): 261- 263.
[63] Hobson K A. Use of stable-carbon isotope analysis to estimate marine and terrestrial protein content in gull diets. Canadian Journal of Zoology, 1987, 65(5): 1210- 1213.
[64] Post D M, Layman C A, Arrington D A, Takimoto G, Quattrochi J, Montana C G. Getting to the fat of the matter: models, methods and assumptions for dealing with lipids in stable isotope analyses. Oecologia, 2007, 152(1): 179- 189.
[65] Ambrose S H. Isotopic analysis of paleodiets: methodological and interpretive considerations. Investigations of Ancient Human Tissue, 1993, 10: 59- 130.
[66] Jaschinski S, Hansen T, Sommer U. Effects of acidification in multiple stable isotope analyses. Limnol Oceanogr: Methods, 2008, 6: 12- 15.
[67] Oppel S, Federer R N, O′Brien D M, Powell A N, Hollmén T E. Effects of lipid extraction on stable isotope ratios in avian egg yolk: is arithmetic correction a reliable alternative? The Auk, 2010, 127(1): 72- 78.
[68] Doucette J L, Wissel B, Somers C M. Cormorant-fisheries conflicts: stable isotopes reveal a consistent niche for avian piscivores in diverse food webs. Ecological Applications, 2011, 21(8): 2987- 3001.
[69] Brand W A. Mass spectrometer hardware for analyzing stable isotope ratios. Handbook of Stable Isotope Analytical Techniques, 2004, 1: 835- 857.
[70] Werner R A, Brand W A. Referencing strategies and techniques in stable isotope ratio analysis. Rapid Communications in Mass Spectrometry, 2001, 15(7): 501- 519.
[71] Auerswald K, Wittmer M H, Zazzo A, Sch?ufele R, Schnyder H. Biases in the analysis of stable isotope discrimination in food webs. Journal of Applied Ecology, 2010, 47(4): 936-941.
[72] Martínez del Rio C, Wolf N, Carleton S A, Gannes L Z. Isotopic ecology ten years after a call for more laboratory experiments. Biological Reviews, 2009, 84(1): 91- 111.
[73] Caut S, Angulo E, Courchamp F. Caution on isotopic model use for analyses of consumer diet. Canadian Journal of Zoology, 2008, 86(5): 438- 445.
[74] Ma Z, Gan X, Choi C Y, Li B. Effects of invasive cordgrass on presence of marsh grassbird in an area where it is not native. Conservation Biology, 2013, 28(1): 150- 158.
[75] Cherry S G, Derocher A E, Hobson K A, Stirling I, Thiemann G W. Quantifying dietary pathways of proteins and lipids to tissues of a marine predator. Journal of Applied Ecology, 2011, 48(2): 373- 381.
[76] Hobson K A. Isotopic ornithology: a perspective. Journal of Ornithology, 2011, 152(1): 49- 66.
[77] Phillips D L, Gregg J W. Uncertainty in source partitioning using stable isotopes. Oecologia, 2001, 127(2): 171- 179.
[78] Saito L, Johnson B M, Bartholow J, Hanna R B. Assessing ecosystem effects of reservoir operations using food web-energy transfer and water quality models. Ecosystems, 2001, 4(2): 105- 125.
[79] Del Rio C M, Wolf B O. Mass-balance models for animal isotopic ecology // Starck J M, Wang T. Physiological and Ecological Adaptations to Feeding in Vertebrates. Enfield, New Hampshire: Science Publishers, 2005: 141- 174.
[80] 馮建祥, 黃敏參, 黃茜, 郭婕敏, 林光輝. 穩(wěn)定同位素在濱海濕地生態(tài)系統研究中的應用現狀與前景. 生態(tài)學雜志, 2013, 32(4): 1065- 1074.
[81] Phillips D L, Gregg J W. Source partitioning using stable isotopes: coping with too many sources. Oecologia, 2003, 136(2): 261- 269.
[82] Phillips D L. Mixing models in analyses of diet using multiple stable isotopes: a critique. Oecologia, 2001, 127(2): 166- 170.
[83] Phillips D L, Newsome S D, Gregg J W. Combining sources in stable isotope mixing models: alternative methods. Oecologia, 2005, 144(4): 520- 527.
[84] Moreno R, Jover L, Munilla I, Velando A, Sanpera C. A three-isotope approach to disentangling the diet of a generalist consumer: the yellow-legged gull in northwest Spain. Marine Biology, 2010, 157(3): 545- 553.
[85] Moore J W, Semmens B X. Incorporating uncertainty and prior information into stable isotope mixing models. Ecology Letters, 2008, 11(5): 470- 480.
[86] Jackson A L, Inger R, Bearhop S, Parnell A. Erroneous behaviour of MixSIR, a recently published Bayesian isotope mixing model: a discussion of Moore & Semmens (2008). Ecology Letters, 2009, 12(3): e1-e5.
[87] Parnell A C, Inger R, Bearhop S, Jackson A L. Source partitioning using stable isotopes: coping with too much variation. PloS One, 2010, 5(3): e9672.
[88] Semmens B X, Ward E J, Parnell A C, Phillips D L, Bearhop S, Inger R, Jackson A, Moore J W. Statistical basis and outputs of stable isotope mixing models: Comment on Fry (2013). Marine Ecology Progress Series, 2013, 490: 285- 289.
[89] Bond A L, Diamond A W. Recent Bayesian stable-isotope mixing models are highly sensitive to variation in discrimination factors. Ecological Applications, 2011, 21(4): 1017- 1023.
[90] Weiser E L, Powell A N. Evaluating gull diets: a comparison of conventional methods and stable isotope analysis. Journal of Field Ornithology, 2011, 82(3): 297- 310.
[91] Post D M. Using stable isotopes to estimate trophic position: models, methods, and assumptions. Ecology, 2002, 83(3): 703- 718.
[92] France R, Peters R. Ecosystem differences in the trophic enrichment of13C in aquatic food webs. Canadian Journal of Fisheries and Aquatic Sciences, 1997, 54(6): 1255- 1258.
[93] 林光輝. 穩(wěn)定同位素生態(tài)學. 北京: 高等教育出版社, 2013.
[94] Ramos R, Ramírez F, Carrasco J L, Jover L. Insights into the spatiotemporal component of feeding ecology: an isotopic approach for conservation management sciences. Diversity and Distributions, 2011, 17(2): 338- 349.
[95] Waterlow J C, Garlick P J, Mill Ward D. Protein Turnover in Mammalian Tissues and in the Whole Body. Amsterdam: North-Holland Biomedical Press, 1978.
[96] Schoenheimer R. The Dynamic State of Body Constituents. Cambridge: Harvard University Press, 1946.
[97] Hilderbrand G V, Farley S, Robbins C, Hanley T, Titus K, Servheen C. Use of stable isotopes to determine diets of living and extinct bears. Canadian Journal of Zoology, 1996, 74(11): 2080- 2088.
[98] Hobson K A, Clark R G. Assessing avian diets using stable isotopes II: factors influencing diet-tissue fractionation. Condor, 1992, 94(1): 189- 197.
[99] Hobson K A, Bairlein F. Isotopic fractionation and turnover in captive Garden Warblers (Sylviaborin): implications for delineating dietary and migratory associations in wild passerines. Canadian Journal of Zoology, 2003, 81(9): 1630- 1635.
[100] Forero M G, Hobson K A. Using stable isotopes of nitrogen and carbon to study seabird ecology: applications in the Mediterranean seabird community. Scientia Marina, 2003, 67(S2): 23- 32.
[101] 鄭光美. 鳥類學 (第二版). 北京: 北京師范大學出版社, 2012.
[102] 鄭光美. 世界鳥類分類與分布名錄. 北京: 科學出版社, 2002.
[103] Gretel H S, Sheila K S. Animal Behavior: Animal Migration. Chelsea House, 2009: 1- 120.
[104] Marra P P, Hobson K A, Holmes R T. Linking winter and summer events in a migratory bird by using stable-carbon isotopes. Science, 1998, 282(5395): 1884- 1886.
[105] Minami H, Minagawa M, Ogi H. Changes in stable carbon and nitrogen isotope ratios in sooty and short-tailed shearwaters during their northward migration. Condor, 1995, 97(2): 565- 574.
[106] 蔡德陵, 李紅燕, 唐啟升, 孫耀. 黃東海生態(tài)系統食物網連續(xù)營養(yǎng)譜的建立: 來自碳氮穩(wěn)定同位素方法的結果. 中國科學: C輯, 2005, 35(2): 123- 130.
[107] Wada E, Terazaki M, Kabaya Y, Nemoto T.15N and13C abundances in the Antartic Ocean with emphasis on the biogeochemical structure of the food web. Deep Sea Research Part A. Oceanographic Research Papers, 1987, 34(5): 829- 841.
[108] Layman C A, Arrington D A, Montaa C G, Post D M. Can stable isotope ratios provide for community-wide measures of trophic structure? Ecology, 2007, 88(1): 42- 48.
[109] 楊月琴, 易現峰, 李寧. 利用穩(wěn)定同位素技術分析青海湖優(yōu)勢水鳥的營養(yǎng)級結構. 動物學研究, 2009, 30(4): 418- 422.
[110] Thompson D R, Furness R W. Stable-isotope ratios of carbon and nitrogen in feathers indicate seasonal dietary shifts in northern fulmars. The Auk, 1995, 112(2): 493- 498.
[111] Thompson D R, Lilliendahl K, Sólmundsson J, Furness R W, Waldron S, Phillips R A. Trophic relationships among six species of Icelandic seabirds as determined through stable isotope analysis. Condor, 1999, 101: 898-903.
[112] Yi X F, Li L X, Zhang X A, Li M C. Diet shift of upland buzzards (Buteohemilasius): evidence from stable carbon isotope ratios. Acta Zoologica Sinica, 2003, 49(6): 764- 768.
[113] Casey M M, Post D M. The problem of isotopic baseline: reconstructing the diet and trophic position of fossil animals. Earth-Science Reviews, 2011, 106(1): 131- 148.
[114] Brittain R A, Schimmelmann A, Parkhurst D F, Craft C B. Habitat use by coastal birds inferred from stable carbon and nitrogen isotopes. Estuaries and Coasts, 2012, 35(2): 633- 645.
[115] 楊勇, 溫俊寶, 胡德夫. 鳥類棲息地研究進展. 林業(yè)科學, 2011, 47(11): 172- 180.
[116] Conover M R. Recent changes in Ring-billed and California gull populations in the western United States. The Wilson Bulletin, 1983, 95(3): 362- 383.
[117] Thompson D R, Furness R W, Lewis S A. Diets and long-term changes inδ13C andδ15N value in northern fulmars (Fulmarusglacialis) form two northest Altlantic colonies. Marsh Ecololgy, 1995, 125: 3- 11.
[118] Bearhop S, Thompson D R, Waldron S, Russell I, Alexander G, Furness R W. Stable isotopes indicate the extent of freshwater feeding by cormorants Phalacrocorax carbo shot at inland fisheries in England. Journal of Applied Ecology, 1999, 36(1): 75- 84.
[119] Hobson K A, Montevecchi W A. Stable isotopic determinations of trophic relationships of great auks. Oecologia, 1991, 87(4): 528- 531.
[120] Bond J C, Esler D. Nutrient acquisition by female Harlequin Ducks prior to spring migration and reproduction: evidence for body mass optimization. Canadian Journal of Zoology, 2006, 84(9): 1223- 1229.
[121] Hobson K A, Sharp C M, Jefferies RL, Rockwell RF, Abraham KF. Nutrient allocation strategies to eggs by Lesser Snow Geese (Chencaerulescens) at a sub-Arctic colony. The Auk, 2011, 128(1): 156- 165.
[122] Langin K, Norris D, Kyser T, Marra P P, Ratcliffe L. Capital versus income breeding in a migratory passerine bird: evidence from stable-carbon isotopes. Canadian journal of Zoology, 2006, 84(7): 947-953.
[123] Gauthier G, Bêty J, Hobson K A. Are greater snow geese capital breeders? New evidence from a stable-isotope model. Ecology, 2003, 84(12): 3250- 3264.
[124] Sénéchal é, Bêty J, Gilchrist H G, Hobson K A, Jamieson S E. Do purely capital layers exist among flying birds? Evidence of exogenous contribution to arctic-nesting common eider eggs. Oecologia, 2011, 165(3): 593- 604.
[125] Hobson K A, Thompson J E, Evans M R, Boyd S. Tracing nutrient allocation to reproduction in Barrow′s Goldeneye. Journal of Wildlife Management, 2005, 69(3): 1221- 1228.
[126] Shealer D A. Differences in diet and chick provisioning between adult Roseate and Sandwich Terns in Puerto Rico. Condor, 1998, 100: 131- 140.
[127] Niebuhr V. Feeding strategies and incubation behaviour of wild herring gulls: an experiment using operant feeding boxes. Animal Behaviour, 1983, 31(3): 708- 717.
[128] Mizutani H, Kabaya Y, Wada E. Nitrogen and carbon isotope compositions relate linearly in cormorant tissues and its diet. Isotopenpraxis Isotopes in Environmental and Health Studies, 1991, 27(4): 166- 168.
[129] Gannes L Z, O′Brien D M, del Rio C M. Stable isotopes in animal ecology: assumptions, caveats, and a call for more laboratory experiments. Ecology, 1997, 78(4): 1271- 1276.
[130] Robbins C T, Felicetti L A, Sponheimer M. The effect of dietary protein quality on nitrogen isotope discrimination in mammals and birds. Oecologia, 2005, 144(4): 534- 540.
[131] Sturkie P D. Avian Physiology. 2nd ed. Ithaca NY: Cornell University Press, 1965: 1- 766.
[132] Schwarcz H P. Some theoretical aspects of isotope paleodiet studies. Journal of Archaeological Science, 1991, 18(3): 261- 275.
[133] Gannes L Z, Del Rio C M, Koch P. Natural abundance variations in stable isotopes and their potential uses in animal physiological ecology. Comparative Biochemistry and Physiology Part A: Molecular & Integrative Physiology, 1998, 119(3): 725- 737.
[134] Wassenaar L I, Hobson K A. A stable-isotope approach to delineate geographical catchment areas of avian migration monitoring stations in North America. Environmental Science & Technology, 2001, 35(9): 1845- 1850.
[135] Kelly J F, Finch D M. Tracking migrant songbirds with stable isotopes. Trends in Ecology & Evolution, 1998, 13(2): 48- 49.
[136] Chabot A A, Hobson K A, Van Wilgenburg S L, McQuat G J, Lougheed S C. Advances in linking wintering migrant birds to their breeding-ground origins using combined analyses of genetic and stable isotope markers. PLoS One, 2012, 7(8): e43627.
[137] Reichlin T S, Hobson K A, Van Wilgenburg S L, Schaub M, Wassenaar L I, Martín-Vivaldi M, Arlettaz R, Jenni L. Conservation through connectivity: can isotopic gradients in Africa reveal winter quarters of a migratory bird? Oecologia, 2013, 171(2): 591- 600.
Application of stable isotope analyses to avian diets and trophic structure
WANG Xuan, JIANG Hongxing*, ZHANG Yanan
KeyLaboratoryofForestProtectionofStateForestryAdministration,ResearchInstituteofForestEcology,EnvironmentandProtection,ChineseAcademyofForestry,Beijing100091,China
In the past three decades, the application of the stable isotope technique to avian ecology has become increasingly widespread. The use of stable isotopes in the current studies relied on two principles. First, the isotopic composition of animal tissues reflects that of the diet in a predictable manner. Second, because tissues turn over at different rates, they integrate this information over different temporal scales and, if the animal is mobile, different spatial scales. This technique overcomes the limitations of traditional methods, especially in aspects of the different temporal-spatial diets, trophic structure of consumers, and trophic levels within the food web. In this paper, we summarize the preparation, working process, and data analysis of the application of stable isotope analyses in the avian diet and trophic structure. The paper also discusses the current progress of this technique in the origin of avian diets and trophic structure positioning. In particular, we review its main applications in terms of conservation and management: (1) to assess the impacts of habitat change on the population reproduction, (2) to detect the causes related to population dynamics, and (3) to estimate the nutrient allocation of reproduction in the breeding ground compared with that in the wintering ground. However, despite its potential, the technique is still regarded as a black box by many ornithologists. In most instances, these techniques did not fully take into account the limitations of stable isotope analysis as applied to avian ecology (for example, specific-species discrimination factor, different-tissue turn-over ratio, and isotope signatures). We also discuss the issues related to improvement and perspectives for the future application of this approach.
stable isotope; Diet-tissue fractionation factor; avian diet; trophic structure; conservation and management
國家自然基金項目(31372226)
2014- 02- 12;
日期:2014- 09- 28
10.5846/stxb201402120243
*通訊作者Corresponding author.E-mail: hxjiang@caf.ac.cn
王玄, 江紅星, 張亞楠.穩(wěn)定同位素分析在鳥類食性及營養(yǎng)級結構中的應用.生態(tài)學報,2015,35(16):5556- 5569.
Wang X, Jiang H X, Zhang Y N.Application of stable isotope analyses to avian diets and trophic structure.Acta Ecologica Sinica,2015,35(16):5556- 5569.