涂宗財，傅志豐，王 輝，張 露，溫慶輝，李金林，段鄧樂，李如一

（1.南昌大學(xué)食品學(xué)院，食品科學(xué)與技術(shù)國家重點(diǎn)實(shí)驗(yàn)室，江西 南昌 330047；2.江西師范大學(xué)生 命科學(xué)學(xué)院，江西 南昌 330022）

紅薯葉不同溶劑提取物抗氧化性及活性成分鑒定

涂宗財1,2，傅志豐1，王 輝1，張 露1，溫慶輝1，李金林2，段鄧樂1，李如一1

（1.南昌大學(xué)食品學(xué)院，食品科學(xué)與技術(shù)國家重點(diǎn)實(shí)驗(yàn)室，江西 南昌 330047；2.江西師范大學(xué)生 命科學(xué)學(xué)院，江西 南昌 330022）

研究不同極性溶劑對紅薯葉中酚類化合物的提取以及提取物抗氧化性的影響，并鑒定提取物中的主要抗氧化成分組成。分別采用極性不同的7種溶劑（蒸餾水、甲醇、無水乙醇、丙酮、正丁醇、乙酸乙酯和氯仿）從紅薯葉中提取多酚，并評價提取物中總酚、總黃酮和花青素的含量，以及對1,1-二苯基-2-三硝基苯肼（1,1-diphenyl-2-picrylhydrazyl，DPPH）自由基清除能力和還原能力，最后運(yùn)用高效液相色譜-串聯(lián)質(zhì)譜（high performance liquid chromatography tandem mass spectroscopy，HPLC-MS/MS）技術(shù)分析抗氧化活性最好的提取物中多酚的主要組成成分。結(jié)果表明：提取溶劑的極性對紅薯葉中多酚類化合物的提取效率和提取物抗氧化活性有很大的影響，水提物具有最高的粗提物得率（（37.13±1.60）%），而甲醇提取物中總酚含量（13.80 mg GAE/g）和總黃酮含量（（5.68±0.35）mg QE/g）最高，且具有最好的DPPH自由基清除能力（IC50為0.32 mg/mL）與還原能力（ρ0.5為0.95 mg/mL）。采用HPLC-MS/MS從紅薯葉甲醇提取物中鑒定9種、初步鑒定3種酚類化合物，鑒定的化合物為咖啡酸、對羥基苯甲酸、1-咖啡酸奎寧酸、3-咖啡酸奎寧酸、異綠原酸A、異綠原酸B、異綠原酸C、3,4,5-三咖啡?？崴岷徒鸾z桃苷。

紅薯葉；多酚；溶劑提??；抗氧化活性；高效液相色譜-串聯(lián)質(zhì)譜

紅薯（Ipomoea batatas（L.）Lam.），學(xué)名番薯，又名甘薯、甜薯，是世界第七大糧食作物，也是我國主要的糧食作物之一。2011年，我國紅薯年產(chǎn)量達(dá)7 560萬t，占世界總產(chǎn)量的76.07%[1]。紅薯葉作為紅薯的副產(chǎn)品之一，富含多酚、蛋白質(zhì)、維生素和礦物質(zhì)等營養(yǎng)成分，營養(yǎng)價值高，具有提高免疫力、抗氧化、促進(jìn)新陳代謝等多種保健功效[2]。在日本、臺灣等地區(qū)，紅薯葉已經(jīng)成為了一種新型的蔬菜[3]。然而，我國大部分地區(qū)對紅薯葉的開發(fā)利用非常有限，絕大部分紅薯葉都被當(dāng)作牲畜飼料，或者直接被遺棄，造成了巨大的資源浪費(fèi)[4]。因而有必要對紅薯葉中有效成分進(jìn)行開發(fā)利用，提高紅薯葉的附加值。

多酚是紅薯葉中重要的活性成分，具有清除自由基、降血糖、抑菌等功效[5]。多酚的有效提取一直是食品領(lǐng)域的研究熱點(diǎn)。目前多酚常用的提取方法有溶劑萃取法、超聲提取法、微波提取法和吸附分離提取法等[6]，其中水-有機(jī)溶劑萃取法是目前應(yīng)用最廣的方法[7]。提取多酚常用的有機(jī)溶劑有甲醇、乙醇、丙酮、乙酸乙酯以及這些溶劑與水的混合溶劑等[8]，但是不同植物的化學(xué)組成差異導(dǎo)致不同植物中多酚的最適提取溶劑不同。陸健等[9]研究不同溶劑對大麥多酚的提取效率時發(fā)現(xiàn)，80%丙酮水溶液比乙醇或水具有更高的多酚提取效率，而在另外一個報道中，Singh等[10]發(fā)現(xiàn)提取石榴果肉多酚的最好溶劑為乙醇。目前提取紅薯葉多酚的溶劑主要是甲醇、乙醇的水溶液[11]，但有關(guān)不同溶劑對紅薯葉多酚的提取效率及提取物抗氧化性影響的研究未見報道。因此，本實(shí)驗(yàn)以紅薯葉為原料，研究極性不同的7種溶劑（蒸餾水、甲醇、無水乙醇、丙酮、正丁醇、乙酸乙酯和氯仿）對紅薯葉中多酚類化合物提取效果的影響，并比較提取物抗氧化活性的差異，最后采用高效液相色譜-串聯(lián)質(zhì)譜技術(shù)（high performance liquid chromatography tandem mass spectroscopy，HPLC-MS/MS）鑒別紅薯葉提取物中主要的抗氧化成分，旨在為紅薯葉中多酚類物質(zhì)的研究開發(fā)及工業(yè)化生產(chǎn)提供有益參考。

1 材料與方法

1.1 材料與試劑

紅薯葉，于2013年11月上旬采自江西省南昌縣番薯種植基地，經(jīng)南昌大學(xué)食品學(xué)院石燕教授鑒定為紅心番薯葉（red-fleshIpomea batatas（L.）Lam. leaves）。將采摘的新鮮紅薯葉表面去除雜質(zhì)，清水漂洗干凈，50℃鼓風(fēng)干燥72 h，然后粉碎過60目篩，放入自封袋中，置于干燥器中備用。

1,1-二苯基-2-三硝基苯肼（1,1-diphenyl-2-picrylhydrazyl，DPPH） 美國Sigma公司；沒食子酸和槲皮素標(biāo)準(zhǔn)品 中國藥品生物制品檢定所；Folin-酚試劑 北京索萊寶生物科技有限公司；碳酸鈉、無水乙醇、甲醇、丙酮、正丁醇、氯仿和乙酸乙酯等均為分析純 天津大茂化學(xué)試劑廠；甲酸（色譜純）、咖啡酸、金絲桃苷、3-O-咖啡?；鼘幩幔?-O-caffeoylquinic acid，3-CQA）、3,5-O-二咖啡?？鼘幩幔?,5-O-dicaffeoylquinic acid，3,5-diCQA）、3,4-O-二咖啡?？鼘幩幔?,4-O-dicaffeoylquinic acid，3,4-diCQA）、4,5-O-二咖啡酰奎寧酸（4,5-O-dicaffeoylquinic acid，4,5-diCQA） 阿拉丁試劑（上海）有限公司；甲醇（色譜純） 德國Merck公司。

1.2 儀器與設(shè)備

T6新世紀(jì)紫外-可見分光光度計(jì) 北京普析通用儀器有限公司；DFY-500C試樣粉碎機(jī) 溫嶺市林大機(jī)械有限公司；RE-52A旋轉(zhuǎn)蒸發(fā)儀 上海亞榮生化儀器廠；LGJ-1冷凍干燥機(jī) 北京亞泰科隆儀器技術(shù)有限公司；Agilent 6538高分辨四極桿-飛行時間質(zhì)譜儀（配有電噴霧離子源及Masshunter數(shù)據(jù)處理系統(tǒng)）、1290高效液相色譜系統(tǒng)（配有二極管陣列檢測器） 美國安捷倫公司。

1.3 方法

1.3.1 紅薯葉不同溶劑提取物的制備

準(zhǔn)確稱取7份紅薯葉粉末，每份5.0 g，分別用蒸餾水、甲醇、無水乙醇、丙酮、正丁醇、乙酸乙酯和氯仿按1∶20（m/V）的料液比混合，并在振動搖床上55℃振蕩提取90 min，提取液4 000 r/min離心10 min，殘?jiān)侔凑障嗤膶?shí)驗(yàn)條件提取1次，合并上清液，過濾，用相應(yīng)的提取溶劑定容至250 mL。取10 mL提取液用于成分和抗氧化性分析，剩余240 mL樣品用旋轉(zhuǎn)蒸發(fā)儀器濃縮至膏狀，然后置于冷凍干燥機(jī)中凍干，并稱量質(zhì)量計(jì)算提取物得率，計(jì)算公式如下。

式中：m1為濃縮干燥后圓底燒瓶的質(zhì)量/g；m2為濃縮前圓底燒瓶的質(zhì)量/g；m3為折算后紅薯葉粉末的質(zhì)量（4.8 g）。

1.3.2 總酚、總黃酮和花青素含量測定

采用Folin-酚法[12]測定總酚含量。以沒食子酸（gallic acid，GA）為標(biāo)準(zhǔn)品（10～60 ?g/mL）繪制標(biāo)準(zhǔn)曲線，得到回歸方程：Y=0.016 9X+0.037 3（R2=0.997 6）?？偡雍恳愿晌镔|(zhì)質(zhì)量計(jì)，單位為mg GAE/g。

采用氯化鋁比色法[13]測定樣品中總黃酮含量。以槲皮素（quercetin，QE）為標(biāo)準(zhǔn)品（2～12μg/mL）繪制標(biāo)準(zhǔn)曲線，得到回歸方程：Y=0.033 8X+0.017 3（R2=0.999 5）?？傸S酮含量以干物質(zhì)質(zhì)量計(jì)，單位為mg QE/g。

采用pH示差法[14]測定樣品中花青素含量。以矢車菊花素-3-O-葡萄糖苷（cyanidin-3-O-glucoside）為標(biāo)準(zhǔn)品，花青素含量以干物質(zhì)質(zhì)量計(jì)，單位為mg c-3-gE/100 g。

1.3.3DPPH自由基清除能力的測定[15]

取2.0 mL不同質(zhì)量濃度的樣品溶液和2.0 mL 0.1 mmol/L DPPH溶液混合，搖勻，避光反應(yīng)30 min后，以無水乙醇為空白，于5 1 7 n m波長處測吸光度。以對D P P H自由基的清除率達(dá)5 0%時（IC50，mg/mL）所需要的樣品質(zhì)量濃度來比較不同溶劑提取液對DPPH自由基清除能力的大小。DPPH自由基清除率按下式計(jì)算。

式中：A樣品為2.0 mL樣品溶液和2.0 mL DPPH溶液的吸光度；Ac為2.0 mL無水乙醇和2.0 mL DPPH溶液的吸光度；Aj為2.0 mL樣品溶液和2.0 mL無水乙醇的吸光度。

1.3.4 還原力的測定[16]

取1.0 mL不同質(zhì)量濃度的樣品溶液，加1.0 mL 1 g/100 mL的K3Fe(CN)6溶液，50℃水浴20 min后，加入1.0 mL 10%三氯乙酸終止反應(yīng)，然后加入2.0 mL蒸餾水和0.4 mL 0.1 g/100 mL的FeCl3顯色，最后于700 nm波長處測吸光度。吸光度越高代表還原力越大。以反應(yīng)體系的吸光度為0.5時所需要的樣品質(zhì)量濃度（ρ0.5，mg/mL）來比較提取物還原能力的大小。

1.3.5 HPLC-MS/MS分析

稱取一定量干燥的甲醇提取物，用70%甲醇配成20 mg/mL的溶液，過0.22 ?m微孔濾膜后用于HPLC-MS/MS分析。液相色譜條件：A g i l e n t X D B C18柱（250 mm×4.6 mm，0.25 ?m）；流動相A：水（含0.1%的甲酸），流動相B：甲醇，梯度洗脫程序如下：0～15 min，10%～35%B；15～50 min，35%～80%B；50～55 min，80%～100%B；55～65 min，100%B；流速1.0 mL/min，檢測波長320 nm，進(jìn)樣量5μL，柱溫30℃。

質(zhì)譜條件：電噴霧離子化源；負(fù)離子掃描模式；噴霧氣壓力50 psi；干燥氣流速10 mL/min；干燥器溫度350℃；毛細(xì)管裂解電壓4 000 V；質(zhì)量數(shù)掃描范圍：m/z50～1 000。通過與文獻(xiàn)、數(shù)據(jù)庫（Metlin、Chemspider）比較化合物的保留時間、母離子、裂解規(guī)律以及紫外吸收光譜，并結(jié)合標(biāo)品（咖啡酸、金絲桃苷、3-CQA、3,4-diCQA、3,5-diCQA、4,5-diCQA）對化合物進(jìn)行鑒定。

1.4 數(shù)據(jù)分析

每組實(shí)驗(yàn)重復(fù)3次，結(jié)果表示為，采用Origin 8.0繪圖軟件繪圖，SPSS 13.0對數(shù)據(jù)進(jìn)行統(tǒng)計(jì)學(xué)分析。

2 結(jié)果與分析

2.1 紅薯葉不同溶劑提取物得率、總酚、總黃酮和花青素含量

表1 紅薯葉不同溶劑提取物得率、總酚、總黃酮和花青素含量Table1 Extraction yields and contents of total phenolic, total flavonoid and anthocyanins from sweet potato leaf extracts with different solvents

表1 紅薯葉不同溶劑提取物得率、總酚、總黃酮和花青素含量Table1 Extraction yields and contents of total phenolic, total flavonoid and anthocyanins from sweet potato leaf extracts with different solvents

注：同列小寫字母不同表示差異顯著（P＜0.05）；nd.未檢出或者無法檢出。

溶劑提取物得率/%總酚含量/（mg GAE/g）總黃酮含量/（mg QE/g）花青素含量/（mg c-3-gE/100 g）水37.13±1.60d14.23±0.18f0.38±0.06a51.80±2.29c甲醇22.68±0.50c13.80±0.14f5.68±0.35d15.10±3.86a乙醇10.02±0.38b5.88±0.14e4.40±0.38c23.01±0.44b丙酮7.71±0.70ab4.43±0.36d4.10±0.32c71.82±4.68d正丁醇8.12±0.06ab2.93±0.23c2.59±0.33b8.62±5.08a乙酸乙酯5.42± 0.48a0.46±0.09b2.81±0.08bnd氯仿6.10±0.93ab0.19±0.08andnd

由表1可知，不同溶劑提取物得率、總酚、總黃酮和花青素含量差別很大。水提物具有最高的粗提物得率（37.13%），其次是甲醇提取物（22.68%），丙酮、正丁醇和氯仿的粗提物得率不存在顯著性差異（P＞0.05），乙酸乙酯的粗提物得率最低（5.42%）。總體上來說，隨著提取溶劑極性的降低，粗提物的得率呈下降趨勢。提取率的差異可能是因?yàn)榧t薯葉化學(xué)成分中極性物質(zhì)（多糖、蛋白質(zhì)）含量較高，導(dǎo)致其在不同溶劑中的溶解性不同[17]。Mohdaly等[18]研究了土豆皮不同溶劑提取物的抗氧化活性，結(jié)果發(fā)現(xiàn)粗提物得率也隨提取溶劑極性的降低而呈下降趨勢。

不同溶劑提取物中總酚含量的大小順序?yàn)椋核?甲醇＞乙醇＞丙酮＞正丁醇＞乙酸乙酯＞氯仿，水和甲醇提物中含有最高的總酚含量，分別為14.23、13.80 mg GAE/g，氯仿提取物中總酚含量最低（0.19 mg GAE/g）。比較不同溶劑對紅薯葉多酚的提取效果發(fā)現(xiàn)，總酚含量與提取物得率有著類似的變化規(guī)律。提取溶劑極性強(qiáng)，總酚得率高，如水和甲醇極性強(qiáng)，其提取液總酚得率高，而非極性溶劑總酚得率最低，因此更適合在提取多酚前除去紅薯葉粉末中的脂類。大量研究表明提取溶劑的極性對植物多酚提取效率有較大影響。劉曦等[19]研究了藍(lán)莓葉不同極性溶劑（水、甲醇、乙醇、乙酸乙酯、氯仿、石油醚）提取物抗 氧化活性，發(fā)現(xiàn)水提物總酚含量最高，其次為甲醇提取物，石油醚和氯仿提取物總酚含量最低，而董怡等[20]研究了溪黃草根不同溶劑（蒸餾水、60%乙醇、無水乙醇、甲醇、丁醇、乙酸乙酯和氯仿）提取物抗氧化活性，發(fā)現(xiàn)以60%乙醇為提取溶劑時總酚含量最高，其次為丁醇提取物、甲醇提取物，水提物和氯仿提取物較低，可見提取溶劑的極性對植物多酚的提取效果影響較大，但由于不同植物的化學(xué)組成存在差異，影響不盡相同，因此在提取植物多酚時選擇合適的提取溶劑非常重要。

不同溶劑提取物中，總黃酮含量最高的是甲醇提取液（5.68 mg QE/g），其次是丙酮和乙醇，二者的總黃酮含量無顯著性差異（P＞0.05），最小的是氯仿，在提取液中未檢測到黃酮。溶劑類型對花青素的提取效率表現(xiàn)出與粗提物、總酚和總黃酮不同的規(guī)律，丙酮提取液具有最高的花青素含量（71.82 mg c-3-gE/100 g），其次為水（51.80 mg c-3-gE/100 g），乙酸乙酯和氯仿提取物中未檢測到花青素。本實(shí)驗(yàn)發(fā)現(xiàn)丙酮對花青素具有較高的提取效率，說明紅薯葉中的花青素在丙酮溶液中有較好的溶解性，周瑋婧等[21]研究了荔枝皮原花青素提取工藝，也發(fā)現(xiàn)丙酮比乙醇和甲醇具有更高的花青素提取得率。

2.2 DPPH自由基清除能力

圖1 紅薯葉不同溶劑提取物對DPPH自由基的清除能力Fig.1 DPPH radical scavenging activity of various solvent extracts from sweet potato leaves

由圖1可知，除乙酸乙酯和氯仿外，提取物對DPPH自由基均有一定的清除能力，且與DPPH自由基清除能力呈現(xiàn)量效關(guān)系。不同溶劑提取物對DPPH自由基的清除能力與總酚的變化規(guī)律類似，甲醇提取液具有最高的DPPH自由基清除能力，其IC50值為0.32 mg/mL，其次為水提液（0.50 mg/mL），極性較小的氯仿和乙酸乙酯提取液的DPPH自由基清除能力最弱，在測定質(zhì)量濃度范圍內(nèi)（0.15～0.70 mg/mL），其DPPH自由基清除率變化范圍為1.26%～8.01%，因此，甲醇可用于提取紅薯葉中的自由基清除劑。另外，相關(guān)性分析表明，總酚、總黃酮和花青素含量與DPPH自由基清除能力的相關(guān)性系數(shù)分別為0.955、0.432和0.277（表2），酚類化合物對提取物的自由基清除能力的貢獻(xiàn)最大。由此可推斷，紅薯葉提取物中的DPPH自由基的清除劑主要為酚類化合物。

2.3 還原能力

如圖2所示，樣品的還原能力與DPPH自由基清除能力以及總酚含量變化趨勢一致，提取溶劑的極性對提取物的還原能力影響顯著（P＜0.05）。除氯仿提取物外，隨樣品質(zhì)量濃度的增加，提取物的還原能力逐漸增強(qiáng)，具有明顯的量效關(guān)系（P＜0.05）。當(dāng)樣品質(zhì)量濃度為1.4 mg/mL時，提取液的還原能力大小順序?yàn)椋杭状迹舅疽掖迹颈菊〈迹疽宜嵋阴ィ韭确隆＜状继崛∫壕哂凶顝?qiáng)的還原能力，其ρ0.5值為0.95 mg/mL，水提液次之（ρ0.5值為1.35 mg/mL），氯仿和乙酸乙酯提取物還原力很弱，在測定質(zhì)量濃度范圍內(nèi)（0.2～2.0 mg/mL），反應(yīng)體系在700 nm波長處的吸光度分別為0.004～0.153和0.068～0.148。相關(guān)性分析表明，酚類化合物與還原能力具有最強(qiáng)的相關(guān)性，Pearson’s相關(guān)系數(shù)為0.941（表2），總黃酮和花青素類化合物與還原能力弱相關(guān)，相關(guān)系數(shù)分別為0.413和0.419。由此可推測，酚類化合物是紅薯葉提取物中的主要還原劑。

圖2 紅薯葉不同溶劑提取物的還原能力Fig.2 Reducing power of various solvent extracts from sweet potato leaves

表2 紅薯葉不同溶劑提取物（0.40 mg/mL）總酚、總黃酮和花青素含量與抗氧化活性的相關(guān)性Table2 Pearson s correlation coefficients of antioxidant activities with the contents of total phenolics, total flavonoids and anthocyanins ofextracts from sweet potato leaves

結(jié)合2.2節(jié)中的結(jié)果可知，紅薯葉提取物中總酚含量的多少直接反映提取物抗氧化能力的強(qiáng)弱，多酚對紅薯葉提取物抗氧化活性貢獻(xiàn)最大，已有大量的研究表明多酚類化合物含量與天然植物提取物抗氧化活性具有顯著的相關(guān)性[22-23]。

2.4 HPLC-MS/MS分析

圖3為紅薯葉甲醇提取液的基峰色譜圖和320 nm波長處紫外光譜圖，根據(jù)母離子峰、碎片離子、保留時間及紫外光譜圖等信息，結(jié)合可利用標(biāo)準(zhǔn)品及參考文獻(xiàn)的報道，共鑒定9種、初步鑒定3種主要的多酚類化合物（表3）。

表3 紅薯葉甲醇提取物HPLC-MS/MS分析結(jié)果Table3 HPLC-MS results of methanol extract of sweet potato leaves

圖3 紅薯葉甲醇提取物的負(fù)離子模式基峰圖和320 nm波長處紫外光譜圖Fig.3 Base peak chromatogram and UV spectrum at 320 nm of methanol extract of sweet potato leaves

由圖3、表3可知，化合物1和3的紫外光譜圖在240 nm附近和320 nm處有一個強(qiáng)吸收，298 nm處有個肩峰，屬于羥基肉桂酸類化合物的特征紫外圖譜[24]。化合物1和3的母離子和主要MS/MS碎片離子均為[M-H]-m/z353.09和191.06，通過Masshunter的分子式計(jì)算器得到它們的分子式分別為C16H18O9和C7H12O6對應(yīng)的離子片段分別為[CQA-H]-和[奎尼酸-H]-，通過與標(biāo)準(zhǔn)品比對母離子和保留時間，化合物3鑒定為3-CQA，Lin Longze等[25]報道單取代咖啡?？鼘幩岬某龇屙樞?yàn)?-CQA＞3-CQA＞4-CQA＞5-CQA，因此化合物1鑒定為1-CQA。

化合物2（[M-H]-，C15H18O9）的紫外圖譜表明其為羥基肉桂酸類化合物。MS/MS特征碎片離子179.036 1為母離子中性損失一個己糖產(chǎn)生（-162 D），對應(yīng)的C9H8O4分子式表明該碎片為咖啡酸。碎片離子161.025 3和135.045 9分別為咖啡酸失去一分子H2O和CO2產(chǎn)生，以上表明化合物2為咖啡酰己糖苷。

化合物4（[M-H]-，137.024 5，C7H6O3）初步推斷為羥基苯甲酸。MS/MS碎片119.015 1、109.027 7和93.029 4分別為母離子失去一個H2O，CO和CO2產(chǎn)生，表明該化合物中存在羧基，根據(jù)參考文獻(xiàn)[26]化合物4鑒定為對羥基苯甲酸。

化合物6、9、10的紫外特征吸收相似，且MS/MS色譜中都存在301.035 9（Y0-）和300.026 3（[Y0-H]-）的主要碎片離子，F(xiàn)abre等[27]表明，在黃酮苷類化合物的MS/MS圖譜中，若同時存在Y0-和[Y0-H]-片段，則表明糖連接在3-OH位。因此，這三個化合物鑒定為槲皮素-3-O-糖苷?；衔?的母離子[M-H]-m/z為625.143 2，苷元離子（Y0-）對應(yīng)于母離子中性損失2個六碳糖（-324 D）；化合物9、10的母離子[M-H]-m/z均為463.090 4，表明化合物為己糖糖基化，通過與金絲桃苷比較保留時間和母離子，化合物9鑒定為金絲桃苷，化合物6、10分別鑒定為槲皮素-3-O-二己糖苷和槲皮素-3-O-己糖苷。

化合物7、8、11具有相似的紫外圖譜、母離子[M-H]-和MS/MS裂解圖譜。根據(jù)參考文獻(xiàn)，它們被鑒定為diCQA的同分異構(gòu)體。MS/MS碎片353.090 4、191.056 2、179.035 6、173.046 0、161.025 0、155.034 7、135.045 9對應(yīng)于的離子片段為[咖啡?？鼘幩?H]-、[奎寧酸-H]-、[咖啡酸-H]-、[奎寧酸-H2O-H]-、[咖啡酸-H2O-H]-、[奎寧酸-2H2O-H]-、[咖啡酸-CO2-H]-。通過與3,4-diCQA、3,5-diCQA和4,5-diCQA的匹對，化合物7、8、11分別鑒定為3,4-diCQA、3,5-diCQA、4,5-diCQA。同理，化合物12鑒定為3,4,5-三咖啡?？鼘幩幔?,4,5-tricaffeoylquinic acid，3,4,5-triCQA）。Carvalho[28]和Luo Chunying[29]等都在紅薯葉中報道過這些化合物。

由上可知，紅薯葉甲醇提取液中主要的酚類化合物為1-CQA、3-CQA、3,4-diCQA、3,5-diCQA、4,5-diCQA、3,4,5-triCQA、咖啡酸、咖啡酰己糖苷、對羥基苯甲酸、槲皮素-3-O-二己糖苷、槲皮素-3-O-己糖苷和金絲桃苷。

3 結(jié) 論

提取溶劑的極性對紅薯葉中多酚類化合物的提取效率和提取物抗氧化活性有很大影響。不同溶劑提取物總酚含量與抗氧化性具有顯著的相關(guān)性（P＜0.01）。在測試溶劑中，甲醇提取物總酚含量（13.80 mg GAE/g）和總黃酮含量（5.68 mg QE/g）最高，且具有最好的DPPH自由基清除能力（IC50＝0.32 mg/mL）與還原能力（ρ0.5＝0.95 mg/mL），因此甲醇是提取紅薯葉中多酚類化合物的適宜溶劑。

通過HPLC-MS/MS技術(shù)，從紅薯葉甲醇提取物中鑒定出12個主要酚類化合物，包括1-CQA、3-CQA、咖啡酸、對羥基苯甲酸、咖啡酰己糖苷、3,4-diCQA、3,5-diCQA、4,5-diCQA、槲皮素-3-O-二己糖苷、槲皮素-3-O-己糖苷、金絲桃苷和3,4,5-triCQA，基峰圖顯示3,4-diCQA、3,5-diCQA具有最高的相對含量。這為進(jìn)一步研究紅薯葉中的酚類物質(zhì)提供了一定的理論基礎(chǔ)，對紅薯葉中活性成分的開發(fā)與利用也具有參考意義。

[1] SUN Hongnan, MU Taihua, XI Lisha, et al. Sweet potato (Ipomoea batatas L.) leaves as nutritional and functional foods[J]. Food Chemistry, 2014, 156(1)∶ 380-389.

[2] 李昌文. 紅薯及紅薯葉綜合利用及深加工技術(shù)[J]. 農(nóng)業(yè)工程技術(shù)∶農(nóng)產(chǎn)品加工業(yè), 2008, 1(2)∶ 18-20.

[3] ISHIDA H, SUZUNO H, SUGIYAMA N, et al. Nutritive evaluation on chemical components of leaves, stalks and stems of sweet potatoes (Ipomoea batatas poir)[J]. Food Chemistry, 2000, 68(3)∶ 359-367.

[4] HUANG Xiaoqin, TU Zongcai, XIAO Hui, et al. Dynamic high pressure microfluidization-assisted extraction and antioxidant activities of sweet potato (Ipomoea batatas L.) leaves flavonoid[J]. Food and Bioproducts Processing, 2013, 91(1)∶ 1-6.

[5] SUN Hongnan, MU Taihua, XI Lisha, et al. Effects of domestic cooking methods on polyphenols and antioxidant activity of sweet potato leaves[J]. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 2014, 62(36)∶ 8982-8989.

[6] 李群梅, 楊昌鵬, 李健, 等. 植物多酚提取與分離方法的研究進(jìn)展[J].保鮮與加工, 2010, 10(1)∶ 16-19.

[7] 段紅星, 周春娥, 李家華. 不同溶劑對普洱茶(熟茶)茶多酚提取的影響研究[J]. 云南農(nóng)業(yè)大學(xué)學(xué)報, 2014, 29(2)∶ 246-250.

[8] BOULEKBACHE-MAKHLOUF L, MEDOUNI L, MEDOUNIADRAR S, et al. Effect of solvents extraction on phenolic content and antioxidant activity of the byproduct of eggplant[J]. Industrial Crops and Products, 2013, 49(1)∶ 668-674.

[9] 陸健, 樊偉, 孔維寶, 等. 大麥總多酚不同溶劑提取物對DPPH自由基清除能力的影響[J]. 食品與生物技術(shù)學(xué)報, 2008, 27(1)∶ 57-61.

[10] SINGH M, JHA A, KUMAR A, et al. Influence of the solvents on the extraction of major phenolic compounds (punicalagin, ellagic acid and gallic acid) and their antioxidant activities in pomegranate aril[J]. Journal of Food Science and Technology, 2014, 51(9)∶ 2070-2077.

[11] TRUONG V D, MCFEETERS R, THOMPSON R, et al. Phenolic acid content and composition in leaves and roots of common commercial sweet potato (Ipomea batatas L.) cultivars in the United States[J]. Journal of Food Science, 2007, 72(6)∶ C343-C349.

[12] MADHAVA NAIDU M, SHYAMALA B N, PURA NAIK J, et al. Chemical composition and antioxidant activity of the husk and endosperm of fenugreek seeds[J]. LWT-Food Science and Technology, 2011, 44(2)∶ 451-456.

[13] QUETTIER-DELEU C, GRESSIER B, VASSEUR J, et al. Phenolic compounds and antioxidant activities of buckwheat (Fagopyrum esculentum Moench) hulls and flour[J]. Journal of Ethnopharmacology, 2000, 72(1/2)∶ 35-42.

[14] SHAO Yafang, XU Feifei, SUN Xiao, et al. Phenolic acids, anthocyanins, and antioxidant capacity in rice (Oryza sativa L.) grains at four stages of development after flowering[J]. Food Chemistry, 2014, 143(15)∶ 90-96.

[15] SALTARELLI R, CECCAROLI P, IOTTI M, et al. Biochemical characterisation and antioxidant activity of mycelium of Ganoderma lucidum from Central Italy[J]. Food Chemistry, 2009, 116(1)∶ 143-151.

[16] ZOVKO KON?I? M, KREMER D, GRUZ J, et al. Antioxidant and antimicrobial properties of Moltkia petraea(Tratt.) Griseb. flower, leaf and stem infusions[J]. Food and Chemical Toxicology, 2010, 48(6)∶1537-1542.

[17] LóPEZ A, RICO M, RIVERO A, et al. The effects of solvents on the phenolic contents and ant ioxidant activity of Stypocaulon scoparium algae extracts[J]. Food Chemistry, 2011, 125(3)∶ 1104-1109.

[18] MOHDALY A A, SARHAN M A, SMETANSKA I, et al. Antioxidant properties of various solvent extracts of potato peel, sugar beet pulp and sesame cake[J]. Journal of the Science of Food and Agriculture, 2010, 90(2)∶ 218-226.

[19] 劉曦, 祝連彩, 王伯初. 藍(lán)莓葉不同溶劑提取物抗氧化活性研究[J].食品工業(yè)科技, 2013, 34(12)∶ 101-105.

[20] 董怡, 林戀竹, 趙謀明. 溪黃草根不同溶劑提取物的抗氧化性[J]. 食品科學(xué), 2011, 32(15)∶ 39-42.

[21] 周瑋婧, 孫智達(dá), 謝筆鈞, 等. 荔枝皮原花青素提取工藝優(yōu)化[J]. 農(nóng)業(yè)工程學(xué)報, 2009, 25(1)∶ 175-179.

[22] SOCHA R, JUSZCZAK L, PIETRZYK S, et al. Antioxidant activity and phenolic composition of herbhoneys[J]. Food Chemistry, 2009, 113(2)∶ 568-574.

[23] 段江蓮, 李為琴, 張梅慶, 等. 高粱米不同溶劑提取物的抗氧化活性研究[J]. 中國糧油學(xué)報, 2009, 28(6)∶ 36-39.

[24] GOUVEIA S C, CASTILHO P C. Validation of a HPLC-DAD-ESI/ MSnmethod for caffeoylquinic acids separation, quantification and identification in medicinal Helichrysum species from Macaronesia[J]. Food Research International, 2012, 45(1)∶ 362-368.

[25] LIN Longze, HARNLY J M. Identification of hydroxycinnamoylquinic acids of arnica flowers and burdock roots using a standardized LCDAD-ESI/MS profiling method[J]. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 2008, 56(21)∶ 10105-10114.

[26] KAMMERER D, CLAUS A, CARLE R, et al. Polyphenol screening of pomace from red and white grape varieties (Vitis vinifera L.) by HPLC-DAD-MS/MS[J]. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 2004, 52(14)∶ 4360-4367.

[27] FABRE N, RUSTAN I, de HOFFMANN E, et al. Dete rmination of flavone, flavonol, and flavanone aglycones by negative ion liquid chromatography electrospray ion trap mass spectrometry[J]. Journal of the American Society for Mass Spectrometry, 2001, 12(6)∶ 707-715.

[28] CARVALHO I S, CAVACO T, CARVALHO L M, et al. Effect of photoperiod on flavonoid pathway activity in sweet potato (Ipomoea batatas (L.) Lam.) leaves[J]. Food Chemistry, 2010, 118(2)∶ 384-390.

[29] LUO Chunying, WANG Xixi, GAO Ge, et al. Identification and quantification of free, conjugate and total phenolic compounds in leaves of 20 sweetpotato cultivars by HPLC-DAD and HPLC-ESI-MS/ MS[J]. Food Chemistry, 2013, 141(3)∶ 2697-2706.

Comparison of Antioxidant Activities of Various Solvent Extracts of Sweet Potato (Ipomoea batatas(L.) Lam.) Leaves and Identification of Antioxidant Constituents of the Merthanol Extract

TU Zongcai1,2, FU Zhifeng1, WANG Hui1, ZHANG Lu1, WEN Qinghui1, LI Jinlin2, DUAN Dengle1, LI Ruyi1
(1. State Key Laboratory of Food Science and Technology, School of Food Science and Technology, Nanchang University,Nanchang 330047, China; 2. College of Life Science, Jiangxi Normal University, Nanchang 330022, China)

This study aimed to investigate the effects of solvents with different polarities on the extraction of phenolic compounds from sweet potato leaves, to compare antioxidant activities of the extracts, and to identify the main antioxidants of the extract with the highest antioxidant activity. Seven solvents, namely distilled water, methanol, ethanol, acetone,n-butanol, ethyl acetate and chloroform, were used to extract polyphenols from sweet potato leaves. The contents of total phenolics, total flavonoids and anthocyanins, as well asin vitroantioxidant activities of these extracts were compared. The major antioxidant compounds in the extract with the highest antioxidant activity were identified by high performance liquid chromatography tandem mass spectroscopy (HPLC-MS/MS). Results indicated that solvent polarity had a substantial influence on the extraction efficiency of polyphenols from sweet potato leaves and the antioxidant activities of the extracts. The water extract had the highest crude extract yield of (37.13±1.60)%, but the highest total phenolic content (13.80 mg GAE/g) and total flavonoid content ((5.68±0.35) mg QE/g) were observed in the methanol extract and it exhibited the strongest DPPH (1,1-diphenyl-2-picryl-hydrazyl-hydrate) radical scavenging activity with IC50value of 0.32 mg/mL and reducing power ofρ0.5value of 0.95 mg/mL. A total of 9 phenolic compounds, namely caffeic acid, chlorogenic acid, 3,4-dicaffeoylquinic acid, 3,5-dicaffeoylquinic acid, 4,5-dicaffeoylquinic acid and 3,4,5-tricaffeoylquinic acid, were identified from the methanol extract, including 3 phenolic compounds.

sweet potato leaves; polyphenols; solvent extraction; antioxidant activities; HPLC-MS/MS

TS201.4

1002-6630（2015）17-0001-06

10.7506/spkx1002-6630-201517001

2014-10-16

國家自然科學(xué)基金面上項(xiàng)目（21276118）

涂宗財（1965—），男，教授，博士，研究方向?yàn)槭澄镔Y源開發(fā)與高效利用。E-mail：tuzc_mail@aliyun.com