韓彥莎，魯彥君，于 瑞，趙 瑞，沈 昕，陳少良

(北京林業(yè)大學 生物科學與技術學院， 北京 100083)

近年來，隨著化工產業(yè)的高度發(fā)展及其廢棄物的管理不善，土壤重金屬污染問題日益嚴重。鎘(Cd)是一種有害的重金屬元素，能夠經食物鏈進入人體，直接危害人類健康。Cd2+易被植物吸收，通過降低凈光合速率、引發(fā)氧化脅迫、干擾營養(yǎng)代謝等生理過程來抑制植物生長，甚至導致植物死亡[1]。如何解決土壤Cd2+污染問題、緩解Cd2+對植物的毒害作用越來越受到人們的關注。為此，許多研究者開始從分子生物學角度，通過導入外源基因來提高不同植物的抗Cd2+能力。Zhu等[2]首次將大腸桿菌中的谷胱甘肽合成酶基因gshII轉入印度芥菜(Brassicajuncea)中，發(fā)現印度芥菜地上部分的Cd2+含量增加，同時Cd2+耐受性增強。Pomponi等[3]將擬南芥螯肽合成酶基因AtPCS1轉入煙草，提高了煙草的抗Cd2+能力。Liu等[4]也報道，過表達金屬硫蛋白基因能夠有效提高煙草對Cd2+的耐受性。

細胞壁是外界Cd2+進入植物細胞的第一道屏障，也是植物儲存Cd2+的關鍵場所，因此在植物的抗Cd2+過程中起著重要作用[5-6]。Nishizono等[7]報道，蹄蓋蕨(Athyriumyokoscense)根部所吸收的Cd2+、Cu2+、Zn2+等有70%～90%積累在根尖的細胞壁中。He等[8]的研究結果也顯示，水稻細胞壁結合的Cd占所吸收Cd總量的55%～62%。但迄今為止，對于細胞壁在植物抗Cd2+機制中具體作用的研究仍然為數不多。木葡聚糖內轉糖苷酶/水解酶(Xyloglucan endotransglucosylase/hydrolase，XTH) 是植物細胞壁重構過程中的關鍵酶，它能夠通過催化木葡聚糖的斷裂和重連來修飾植物細胞壁中纖維素-木葡聚糖的復合結構，從而實現細胞壁的松弛和伸展[9-12]。目前，對XTH基因的功能研究主要集中在植物初生根伸長[13]、開花[14]、果實成熟[15-16]、木材發(fā)育[17]等方面。作為細胞壁代謝過程中的關鍵基因，XTH在植物抗Cd2+機制中的作用至今尚未見報道。胡楊作為一種唯一能夠在我國西北干旱鹽堿地帶形成森林的高大喬木樹種，一直以來都是進行木本植物抗逆研究的典型材料。本研究將從胡楊中克隆得到的木葡聚糖內轉糖苷酶/水解酶基因PeXTH成功導入煙草，通過比較轉基因植株和野生型植株在Cd2+脅迫下的各項生理生化指標，探究PeXTH基因和植株抗Cd2+性之間的關系，為利用胡楊PeXTH基因改良植物新品種提供參考依據。

1 材料與方法

1.1 材 料

克隆基因所用的胡楊苗取自新疆，栽于10 L塑料桶中，培養(yǎng)基質為沙土(土沙質量比為1∶1)，在北京林業(yè)大學溫室中培養(yǎng)，溫室中的溫度保持在20～25 ℃，光周期為12 h光照/12 h黑暗。轉基因所用的煙草品種為Nicotianatabacumcv. Wisconsin 38，由中國科學院遺傳與發(fā)育研究所胡贊民研究員惠贈。

質粒pGreen0029、菌株EscherichiacoliTop10、AgrobacteriumLBA4404，均由本實驗室保存。

1.2 方 法

1.2.1 胡楊PeXTH全長基因的克隆 使用Trizol法提取胡楊葉片總RNA，利用M-MLV逆轉錄酶(Promega，美國)進行反轉錄合成cDNA。以胡楊cDNA為模板，根據NCBI網站檢索的毛果楊PtXTH全長基因(XM_002318900)序列設計引物，進行PCR擴增。正向引物序列為GGTCCCACCTCCGAGCTTCC(5′-3′)；反向引物序列為GACAGGTAATGCAAGGACG(5′-3′)。PCR反應體系為：1 μL cDNA、2 μL dNTP混合物(2.5 mmol/L)、1 U ExTaq聚合酶(Takara，大連)、2.5 μL 10× ExTaq緩沖液、正反向引物(10 μmol/L)各0.5 μL。PCR 反應條件為：95 ℃ 5 min；94 ℃ 30 s，56 ℃ 30 s，72 ℃ 1 min(35個循環(huán))；72 ℃ 10 min。擴增產物經1.2%瓊脂糖凝膠電泳后，用凝膠回收試劑盒(天根，北京)回收純化DNA片段。將目的片段連接到pEASY-T1載體(全式金，北京)后，把連接產物轉化大腸桿菌Top10感受態(tài)細胞，挑取單克隆進行PCR鑒定，選陽性單克隆測序，測序結果在NCBI網站上進行比對。

1.2.2 PeXTH蛋白序列分析 在NCBI網站上通過Blastp檢索不同植物中PeXTH的同源蛋白序列。通過在線服務網站SignalP 4.0預測PeXTH蛋白的信號肽。利用Bioedit Sequence Alignment Editor V7.0軟件，通過Clustal W方法進行多重氨基酸序列比對。

1.2.3 植物表達載體pGreen0029-PeXTH的構建 通過PCR的方法擴增得到兩端分別帶有BamHⅠ 和SpeⅠ酶切位點的PeXTH全長基因，正向引物序列為CGCGGATCCATGGCTTCATCGAGTACTG(5′-3′)，反向引物序列為GGACTAGTCTAGGACATGCCGCATT(5′-3′)。將擴增產物克隆到中間載體pEASY-T1上，用BamHⅠ和SpeⅠ雙酶切中間載體后，將目的片段連接到經同樣酶切后的pGreen0029上，獲得重組表達載體pGreen0029-PeXTH。將重組表達載體轉化大腸桿菌Top10感受態(tài)細胞，挑取單克隆測序，并提取重組質粒pGreen0029-PeXTH，用BamHⅠ、SpeⅠ雙酶切來鑒定表達載體是否構建成功。

1.2.4 植物表達載體pGreen0029-PeXTH轉化農桿菌 利用凍融法[18]將重組表達載體pGreen0029-PeXTH轉入農桿菌LBA4404感受態(tài)細胞中，然后選取成功轉化的農桿菌，通過葉盤法[19]侵染煙草(Nicotianatabacumcv. Wisconsin 38)嫩葉。經300 mg/L卡那霉素篩選，獲得陽性轉基因煙草株系，并通過Real-Time PCR的方法驗證PeXTH基因是否在植株中過表達。煙草在北京林業(yè)大學組培室中培養(yǎng)，溫度為(25±1) ℃，光照強度為50 μmol/(m2·s)，光周期為16 h光照/8 h黑暗，相對濕度為50%～60%。

1.2.5 Real-Time PCR 通過Real-Time PCR的方法檢測煙草中PeXTH基因的表達水平。由于胡楊PeXTH基因和煙草NtXTH基因高度同源，所以必須在2個基因序列的非同源區(qū)設計引物來保證PCR的特異性，所用引物序列為PeF：AAAGGGTCTGCGTGGGATG(5′-3′)；PeR：CGGGAGGAGAAGTGGTTG(5′-3′)。對轉基因煙草和野生型煙草的葉和根組織提取總RNA(每個樣本設3個重復)，利用DNA酶(Promega，美國)進行去DNA處理，然后利用M-MLV逆轉錄酶(Promega，美國)進行反轉錄合成cDNA。Real-Time PCR反應使用SYBR Green試劑盒(Bio-Rad，美國)，以植物材料的cDNA為模板，在Real-Time PCR儀(Bio-Rad，美國)中擴增。EF1α(基因號：D63396)作為內參基因，所用引物序列為EFF：GCTGTGAGGGACATGCGTCAAA(5′-3′)；EFR：GTAGTAGATATCG-CGAGTACCACCA(5′-3′)。PCR 反應條件為：95 ℃ 5 min；94 ℃ 30 s，55 ℃ 30 s，72 ℃ 30 s(35個循環(huán))；72 ℃ 10 min。

1.2.6 煙草抗Cd2+表型比較 選取2個T1代轉基因煙草株系(L6和L14)以及野生型株系(WT)進行后期的生理試驗。將這3個株系的T1代種子用2.5%次氯酸鈉消毒后，在含300 mg/L卡那霉素的1/2 MS培養(yǎng)基上萌發(fā)。10 d后，將萌發(fā)的幼苗轉移到新鮮MS培養(yǎng)基上繼續(xù)培養(yǎng)。20 d后，將組培苗從培養(yǎng)瓶中移出，轉入1/4 Hoagland營養(yǎng)液中水培，適應7 d后，再轉入分別含有0和100 μmol/L CdCl2的新鮮Hoagland營養(yǎng)液中繼續(xù)水培。5 d后，觀察植株葉和根的生長表型并拍照，然后取下植株的葉和根，測定根長，在65 ℃烘箱中干燥48 h至完全失水，稱取干質量，每個樣本設3個重復。

1.2.7 相對電導率的測定 以未處理(0)和經100 μmol/L CdCl2處理5 d的野生型(WT)和轉基因(L6、L14)煙草為材料，根據Lutts等[20]的方法，取煙草葉片用去離子水清洗3次， 然后用打孔器將葉片打成等面積的小圓片。取20個葉圓片放入含有20 mL去離子水的試管中，期間不停晃動試管，防止葉圓片彼此粘連。1 h后，用DDSJ-308A電導率儀(雷磁，上海)測定溶液電導值(Lt)；然后將樣品煮沸20 min后測定溶液電導值(L0)，相對電導率定義為Lt/L0。每個樣本設3個重復。

1.2.8 Cd2+、K+、Ca2+、Mg2+含量的測定 以未處理(0)和經100 μmol/L CdCl2處理15 d的野生型(WT)和轉基因(L6、L14)煙草的葉和根為材料，充分烘干研磨過篩后，稱取0.2 g干粉于50 mL玻璃試管中，加入5 mL濃硫酸消煮2 h，冷卻后用雙蒸水定容至50 mL。利用Perkin-Elmer 2280原子吸收光譜儀(PerkinElmer， 美國)測定煙草葉組織中K+、Ca2+、Mg2+的含量；利用AA-240型石墨爐原子吸收光譜儀(瓦里安，美國)測定煙草葉和根組織中的Cd2+含量。每個樣本設3個重復。

1.2.9 抗氧化酶活性的測定 酶液提取：以未處理(0)和經100 μmol/L CdCl2處理15 d的野生型(WT)和轉基因(L6、L14)新鮮煙草葉片為材料，測定超氧化物歧化酶(SOD)、過氧化氫酶(CAT)、抗壞血酸過氧化物酶(APX)的活性，每個樣本設3個重復。稱取0.5 g新鮮煙草葉片，置于預冷的研缽中，加入3 mL預冷的磷酸緩沖液(pH 7.0)和少許石英砂在冰上研磨成勻漿，然后定容到10 mL容量瓶，混合均勻后在4 ℃離心機中10 000 r/min離心20 min，上清液即為酶粗提液，用于后續(xù)酶活性的測定。

(1)SOD活性測定。SOD活性測定參照Schickler等[21]的方法。反應體系為1.79 mL磷酸鉀緩沖液(50 mmol/L，pH 7.8)、0.3 mL甲硫銨酸(130 mmol/L)、0.3 mL氮藍四唑(NBT，750 μmol/L)、0.3 mL EDTA-Na2(100 μmol/L)、0.3 mL核黃素(20 μmol/L)、10 μL酶粗提液。對照以10 μL磷酸緩沖液替代。取10 mL透光好的試管4支，2支對照管、2支測定管(各管的透光盡量一致)，將反應溶液混合均勻后，把1支對照管放在暗處，其他3支置于4 000 lx(30 μmol/(m2·s))日光燈下反應6 min，然后在560 nm比色，記錄吸光度，一個SOD單位定義為引起50% NBT光還原所需的酶量。

(2)CAT活性測定。CAT活性測定參照李妮亞[22]的方法。反應體系為2.47 mL磷酸鉀緩沖液(50 mmol/L， pH 7.0)、0.5 mL 2% H2O2溶液、30 μL酶粗提液。加入酶液后啟動反應，240 nm下吸光度下降的初始直線部分被用于計算酶的活性。

(3)APX活性測定。APX活性測定參照李妮亞[22]的方法。3 mL反應混合液中含50 mmol/L磷酸鉀緩沖液(pH 7.0)、0.1 mmol/L EDTA-Na2、0.3 mmol/L ASA、0.06 mmol/L H2O2、30 μL酶粗提液。加H2O2后啟動反應，290 nm下吸光度下降的初始直線部分被用于計算酶的活性。

1.2.10 凈光合速率和蒸騰速率的測定 以未處理(0)和經100 μmol/L CdCl2處理15 d的野生型(WT)和轉基因(L6、L14)煙草為材料，利用LI-6400光合儀(Li-Cor，美國)測定煙草葉片的凈光合速率和蒸騰速率。每個樣本設3個重復。

2 結果與分析

2.1 胡楊PeXTH全長基因的克隆和PeXTH蛋白的序列分析

以胡楊葉片cDNA為模板，通過RT-PCR的方法克隆得到PeXTH全長cDNA，將其連接到pEASY-T1載體上，再轉化到Top10感受態(tài)細胞，挑取陽性單克隆測序，并利用NCBI進行序列比對，確證為胡楊PeXTH基因。該基因的開放閱讀框長867 bp，含ATG起始密碼子和TAG終止密碼子，編碼由288個氨基酸組成的多肽。

利用NCBI網站的蛋白質序列數據庫，通過Blastp程序在雜交山楊(PopulustremulaL.×P.tremuloides)、擬南芥(Arabidopsisthaliana)、蓖麻(Ricinuscommunis)、玉米(Zeamays)、小麥(Triticumaestivum)等植物中找到5個PeXTH的同源蛋白序列，分別是PttXTH16(ABM91073)、AtXTH24(NP_194756)、RcXTH(XP_002526228)、ZmXTH4(NP_001130486)、TaXTH5(AAT94297)。它們和PeXTH的同源性都在68%～99%，體現了PeXTH在進化上的高度保守性。多重氨基酸序列比對結果顯示，PeXTH預測蛋白含有2個高度保守的結構域，一個是木葡聚糖內轉糖苷酶/水解酶(XTHs)的催化活性域DEIDFEFLG[23]，一個是緊跟著催化活性域的N-糖基化位點NLSG；此外，PeXTH還具有由24個氨基酸組成的N端信號肽序列(圖1)。

2.2 轉基因煙草的獲得和鑒定

將重組表達載體pGreen0029-PeXTH經酶切鑒定后導入農桿菌LBA4404中，利用農桿菌介導法轉化煙草。經過4周的分化培養(yǎng)，在煙草的葉盤邊緣長出抗性再生芽，待再生芽長至1 cm長時轉入生根培養(yǎng)基上繼續(xù)生根，從而獲得10株抗性再生苗。提取這10株再生苗的基因組DNA進行PCR檢測，得到5個含PeXTH基因的株系，它們的擴增條帶與陽性對照大小一致(均為900 bp左右)，而野生型煙草株系沒有擴增出該條帶(圖2)，初步說明PeXTH基因已成功轉入煙草中。

進一步收取這5個轉基因株系的T1代種子，并選擇其中2個株系(L6和L14)進行后續(xù)研究。提取這2個株系葉和根組織中的總RNA，通過Real-Time PCR的方法檢測葉和根組織中PeXTH的表達水平，結果見圖3。由圖3可以看出，L6和L14轉基因株系葉組織中的平均PeXTH表達量分別是野生型株系的43和47倍，根組織中的平均PeXTH表達量分別是野生型的44和57倍，說明PeXTH基因已經成功在這2個轉基因株系中過表達。

圖1 PeXTH和來自不同植物的XTH蛋白的多重序列比對黑色和灰色分別代表氨基酸的一致性和相似性；方框和短實線分別標注的是XTHs的催化活性域DEIDFEFLG和N-糖基化位點NLSG；虛線標注的24個氨基酸是預測的N端信號肽序列

圖2 T0代煙草葉片的基因組PCR檢測

2.3 轉基因煙草的抗鎘性

2.3.1 Cd2+脅迫后煙草植株的生長表現 100 μmol/L Cd2+處理5 d后，野生型煙草的生長明顯受到抑制，沒有新葉長出，老葉發(fā)黃變卷(圖4-A)，根部褐化壞死、側根稀少(圖4-B)，而轉基因煙草的葉和根都沒有明顯的受損癥狀。與野生型煙草相比，Cd2+脅迫后轉基因煙草的根長約是野生型煙草的1.5倍(圖5-A)，根和葉組織的干質量也顯著高于野生型(P<0.05)(圖5-B)。

2.3.2 Cd2+脅迫對煙草葉片細胞膜透性的影響 Cd2+對植物毒害的一個重要方面就是能夠引發(fā)細胞膜脂質過氧化，破壞細胞膜結構，從而導致電解質外滲，細胞膜透性增加，相對電導率增大。由圖6可以看出，100 μmol/L Cd2+處理5 d后，野生型煙草葉片的相對電導率高達83%，而轉基因煙草只有30%左右，表明轉基因煙草受Cd2+脅迫的毒害程度要遠低于野生型煙草。

圖4 轉基因和野生型煙草在Cd2+脅迫后的表型比較

圖5 轉基因和野生型煙草在Cd2+脅迫后生長情況的比較

圖6 Cd2+脅迫對轉基因和野生型煙草葉片相對電導率的影響

2.3.3 Cd2+脅迫后煙草根、葉組織中Cd2+含量的變化 由圖7可以看出，100 μmol/L Cd2+處理15 d后，轉基因株系(L6和L14)根組織中積累的Cd2+含量分別是野生型株系的2.2倍和2.5倍；而在2個轉基因株系的葉組織中，Cd2+含量卻只有野生型株系的78.2%和67.5%?？梢奀d2+脅迫下，轉基因煙草根部積累Cd2+的能力要遠高于野生型煙草。

2.3.4 Cd2+脅迫后煙草葉片中營養(yǎng)元素含量的變化 由表1可以看出，100 μmol/L Cd2+處理15 d后，野生型煙草的K+和Ca2+含量都顯著降低(P<0.05)，分別是對照的76%和55%，Mg2+含量沒有顯著改變(P<0.05)；而轉基因煙草K+、Ca2+、Mg2+含量在處理和對照中的變化都不大。

表 1 Cd2+脅迫對轉基因和野生型煙草葉片中營養(yǎng)元素含量的影響

2.3.5 Cd2+脅迫后煙草葉片抗氧化酶活性的變化 植物體內的SOD是重要的抗氧化酶，能夠有效清除細胞內產生的超氧陰離子，使之歧化成H2O2，過量的H2O2再由CAT和APX進一步清除。由表2可知，Cd2+脅迫不同程度地提高了轉基因煙草葉片SOD、CAT、APX的活性。100 μmol/L Cd2+處理15 d后，L6和L14的SOD活性分別比對照增加了20%和36%，而野生型株系的SOD活性卻比對照降低了24%；CAT和APX的變化趨勢與SOD類似。

表 2 Cd2+脅迫對轉基因和野生型煙草葉組織抗氧化酶活性的影響

2.3.6 Cd2+脅迫后煙草葉片凈光合速率和蒸騰速率的變化 Cd2+脅迫能夠降低植物的凈光合速率和蒸騰速率。Cd2+脅迫對轉基因和野生型煙草葉片凈光合速率和蒸騰速率的影響見圖8。

圖8 Cd2+脅迫對轉基因和野生型煙草葉片凈光合速率和蒸騰速率的影響

由圖8可以看出，100 μmol/L Cd2+處理15 d后，野生型株系葉片的凈光合速率比對照下降了43%，而轉基因株系L6和L14只分別比對照下降了17%和19%；此外，Cd2+處理后，野生型煙草的蒸騰速率大幅度降低，而轉基因煙草降低的程度很小，L6的蒸騰速率甚至有所提高。

3 討 論

本研究從胡楊中克隆了一個木葡聚糖內轉糖苷酶/水解酶基因PeXTH，對其蛋白序列的比對分析結果顯示，該蛋白和同樣來自楊屬的雜交山楊的XTH蛋白高度同源，并且含有木葡聚糖內轉糖苷酶/水解酶的高度保守的結構域DEIDFEFLG和N-糖基化位點NLSG，這些結果都預示著PeXTH具有和其他XTH蛋白類似的結構和酶活性質。

有研究表明，細胞壁的組成成分(如纖維素、半纖維素、果膠)對重金屬離子有結合作用。例如小麥(TriticumaestivumL.)細胞壁中的果膠是鋁離子結合的主要位點之一[24]。蹄蓋蕨(Athyriumyokoscense)根部所吸收的Cd2+、Cu2+、Zn2+等金屬離子中有大部分是與纖維素及木質素結合存在的[7]。而木葡聚糖內轉糖苷酶/水解酶(XTH)是細胞壁重構過程中的關鍵酶[9-10]，具有改變細胞壁中纖維素、木質素等成分含量的作用[25-26]，由此可以推斷木葡聚糖內轉糖苷酶/水解酶基因(XTHs)很可能通過調節(jié)細胞壁中Cd2+結合成分的含量來提高細胞壁對Cd2+的區(qū)隔能力，從而降低Cd2+對植物的毒害。為了驗證胡楊PeXTH基因在植物抗Cd2+中的作用，本研究將該基因在煙草中過表達，結果顯示轉PeXTH基因的煙草在Cd2+脅迫后，根長和根葉組織干質量都顯著高于野生型煙草，并且沒有表現出典型的Cd2+毒害癥狀，說明轉基因煙草的Cd2+耐受性明顯增加，而進一步的生理指標測定結果也確證了這一現象。根葉組織Cd2+含量的測定結果顯示，Cd2+脅迫下，轉基因煙草根部積累Cd2+的能力要遠高于野生型煙草。這種現象的發(fā)生很可能與PeXTH基因在煙草中的過表達相關。可以推測，轉PeXTH基因的煙草很可能通過增加根組織細胞壁對Cd2+的區(qū)隔能力而將大量的Cd2+積累在根部，從而避免過多Cd2+向地上部分轉運，以保證煙草各項生理機能的正常進行。

Cd2+脅迫使植物體內產生大量活性氧(如超氧陰離子、過氧化氫等)，引發(fā)膜脂過氧化，損傷細胞膜系統(tǒng)，從而影響植物的正常生長[27]。同時，植物本身也存在著維持體內活性氧平衡的機制。許多研究表明，Cd2+脅迫能夠誘導植物SOD、POD、CAT、APX等抗氧化酶活性的增加，從而及時清除體內產生的多余活性氧，維持植物的正常機能[28-29]，但這種自我保護能力是有限度的，當細胞所受Cd2+脅迫超過一定范圍時，植物就有可能喪失維持活性氧平衡的能力。本研究結果表明，Cd2+脅迫后，野生型煙草葉組織中SOD、CAT、APX的活性降低，相對電導率明顯增加，而轉基因煙草葉組織中這3種抗氧化酶活性明顯提高，相對電導率變化幅度較小，細胞膜沒有受到明顯破壞。這可能是由于PeXTH基因的過表達使轉基因煙草細胞壁結合Cd2+的能力增強，從而相應減小了Cd2+在細胞原生質體中的含量，保證了細胞內部正常活性氧平衡機制的運行；而野生型煙草細胞壁區(qū)隔Cd2+的能力較弱，容易造成胞內過強的Cd2+脅迫，超出自身的活性氧防御能力，從而使植株受到重度損傷。

除了破壞組織和細胞的活性氧平衡之外，Cd2+還能夠競爭性結合植物營養(yǎng)陽離子的轉運蛋白，從而影響營養(yǎng)元素的吸收[30]。本研究結果發(fā)現，Cd2+處理明顯降低了野生型煙草葉組織中K+和Ca2+的含量，而對轉基因煙草中這2種離子的影響不是很大。這可能是由于轉基因煙草細胞壁較強的Cd2+區(qū)隔能力使得Cd2+向胞質內的轉運減少，從而降低了對K+、Ca2+的轉運競爭，保證了細胞對這2種營養(yǎng)陽離子的正常吸收。此外，Cd2+脅迫能夠降低植物葉片PSⅡ活性[31]和光合色素含量[32]，從而影響植物正常的光合速率。本研究結果表明，Cd2+處理后，轉基因煙草葉片的凈光合速率和蒸騰速率都顯著高于野生型，進一步說明PeXTH基因的過表達使得轉基因煙草的抗Cd2+性增強。

綜上所述，本文從胡楊中克隆得到一個木葡聚糖內轉糖苷酶/水解酶基因PeXTH，初步證明了該基因能夠將大量Cd2+區(qū)隔在根組織中，減少Cd2+向地上部分的轉運，從而增強煙草對Cd2+的抗性，但具體的分子和生理機制還有待深入研究，比如PeXTH基因在煙草組織細胞壁區(qū)隔Cd2+中所發(fā)揮的具體作用，以及該基因在Cd2+脅迫下所參與的信號傳遞等，這些問題的闡明將對植物抗Cd2+機制的研究產生十分重要的意義。

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