李言 余文才 陸慶志 楊署光 田維敏

摘 ?要：熱激轉(zhuǎn)錄因子（heat shock transcription factor， Hsf）是一類重要的調(diào)節(jié)因子，能夠使植物響應(yīng)多種逆境脅迫，賦予植物多種抗逆性。通過(guò)qPCR技術(shù)，分析了30個(gè)橡膠樹(shù)HbHsf家族成員在低溫脅迫下橡膠樹(shù)‘93-114和‘熱墾501葉片中的表達(dá)模式，結(jié)果顯示多個(gè)HbHsfs基因可被低溫誘導(dǎo)上調(diào)表達(dá)，尤其是HbHsfA4a、HbHsfA4d、HbHsfA9b、HbHsfC1a和HbHsfC1b在低溫脅迫下‘93-114葉片中的表達(dá)量顯著高于‘熱墾501。此外，HbHsfA4a和HbHsfA4d在干旱和髙鹽脅迫下顯著上調(diào)表達(dá)，HbHsfA9b在干旱條件下極顯著上調(diào)表達(dá)，HbHsfC1a和HbHsfC1b響應(yīng)髙鹽脅迫上調(diào)表達(dá)。橡膠樹(shù)HbHsfs基因響應(yīng)多種逆境交叉脅迫，暗示著基因功能的多樣性和復(fù)雜性。本研究為進(jìn)一步解析Hsf家族成員的抗逆機(jī)理提供理論依據(jù)。

關(guān)鍵詞：巴西橡膠樹(shù);熱激轉(zhuǎn)錄因子;非生物脅迫;低溫脅迫;干旱脅迫;髙鹽脅迫

Abstract： Heat shock transcription factor （HSF） is an important regulatory factor， which can response to multiple abiotic stresses and confers various tolerances to plants. Through qPCR， we analyzed the expression patterns of 30 members of the HbHsfs family in the leaves of rubber tree ‘93-114 and ‘Reken 501 under cold stress. The results showed that many HbHsf genes could be up-regulated by cold stress， especially the expressions of HbHsfA4a， HbHsfA4d， HbHsfA9b， HbHsfC1a and HbHsfC1b in the leaves of ‘93-114 were significantly higher than those in ‘Reken 501 under cold stress. In addition， HbHsfA4a and HbHsfA4d were up-regulated under drought and salt stress， HbHsfA9b was up-regulated under drought， and HbHsfC1a andHbHsfC1b were up-regulated in response to high salt stress. The HbHsf genes of rubber tree responded to multiple stresses， suggesting the functional diversity and complexity. It would provide a theoretical basis for further analysis of the stress resistance mechanism of the Hsf genes.

Keywords： Hevea brasiliensis Muell. Arg.; heat shock transcription factor; abiotic stresses; cold stress; drought stress; salt stress

熱激轉(zhuǎn)錄因子（heat shock transcription factor， HSF）在植物適應(yīng)生物脅迫和非生物脅迫的過(guò)程中起著重要的調(diào)節(jié)作用，賦予植物多種抗逆性。熱激轉(zhuǎn)錄因子家族成員序列大小不一，但結(jié)構(gòu)域比較保守，主要包含N端高度保守的DNA結(jié)合結(jié)構(gòu)域（DNA-binding domain， DBD），它可識(shí)別并結(jié)合熱激元件（heat shock element， HSE）從而激活熱激蛋白（heat shock protien， HSP）基因的轉(zhuǎn)錄;依次是寡聚化結(jié)構(gòu)域（oligomerization domain， OD），由2個(gè)疏水七肽重復(fù)區(qū)域（HR-A和HR-B）組成，并通過(guò)一段可變長(zhǎng)度（15～80個(gè)氨基酸殘基）的柔性序列連接到DBD。該結(jié)構(gòu)域可促進(jìn)與HSP啟動(dòng)子中HSE的結(jié)合，調(diào)控HSP的轉(zhuǎn)錄[1-2];接著是核定位信號(hào)（nuclear localization signal， NLS）和核輸出信號(hào)（nuclear export signal， NES），NLS是一簇堿性氨基酸區(qū)域，與進(jìn)入細(xì)胞核有關(guān)。NLS和NES協(xié)同調(diào)控Hsfs在細(xì)胞核和細(xì)胞質(zhì)中的分布;C端轉(zhuǎn)錄激活結(jié)構(gòu)域（C-transcriptional activation domain， CTD）含有短肽AHA（aromatics， hydrophobic and acidic acid residues）基序，具有轉(zhuǎn)錄激活功能。根據(jù)Hsfs結(jié)構(gòu)特點(diǎn)，將植物Hsfs分為3個(gè)主要亞家族（HsfsA、B和C）[1， 3]。橡膠樹(shù)Hsfs家族共30個(gè)成員，也分為HsfsA（18）、B（10）和C（2）[4]。Hsfs能夠識(shí)別熱激元件HSE（GAAnnTTC）并與之結(jié)合，從而激活下游基因如HSP的轉(zhuǎn)錄，響應(yīng)生物脅迫和非生物脅迫。小麥熱激轉(zhuǎn)錄因子TaHsfA6f調(diào)控一系列下游基因（TaHsp16.8， 17， 17.3， TaGAAP， TaRof1）的轉(zhuǎn)錄，參與保護(hù)植物免受高溫?fù)p傷[5]。枇杷EjHsf1通過(guò)調(diào)節(jié)下游基因EjHSP的轉(zhuǎn)錄響應(yīng)低溫脅迫[6]。擬南芥NPR1與HsfA1互作從而激活HsfA1參與低溫脅迫反應(yīng)[7]。DREB2A能夠調(diào)控HsfA3的表達(dá)進(jìn)而響應(yīng)鹽脅迫和干旱脅迫[8]。HsfA4a亦能提高擬南芥的耐鹽性和耐氧化性[9]。植物Hsfs家族成員較多，結(jié)構(gòu)復(fù)雜，功能多樣，響應(yīng)于多種逆境交叉脅迫，是一類理想的遺傳改良候選基因。

巴西橡膠樹(shù)（Hevea brasiliensis Muell. Arg.）是重要的熱帶經(jīng)濟(jì)作物，原產(chǎn)于亞馬遜河流域。目前，已大規(guī)模種植于南亞或東南亞以及赤道附近南北緯度10之間的熱帶地區(qū)，該地區(qū)屬于傳統(tǒng)植膠區(qū)，無(wú)低溫侵襲，且雨水充足。我國(guó)的橡膠樹(shù)種植區(qū)位于熱帶北緣，屬于非傳統(tǒng)植膠區(qū)，經(jīng)常遭遇寒潮侵襲，以及干旱危害。選育高產(chǎn)抗逆品種是保障我國(guó)天然橡膠高產(chǎn)穩(wěn)產(chǎn)的有效途徑。但是，由于橡膠樹(shù)育種周期特別漫長(zhǎng)，而且因缺乏高效的早期評(píng)選技術(shù)，高產(chǎn)性狀和耐寒性狀難于聚合，導(dǎo)致生產(chǎn)上的高產(chǎn)耐寒品種極度匱乏，嚴(yán)重影響我國(guó)天然橡膠產(chǎn)業(yè)的可持續(xù)發(fā)展。為了解決這一問(wèn)題，可開(kāi)發(fā)相應(yīng)的分子標(biāo)記輔助橡膠樹(shù)的新品種培育，以及通過(guò)轉(zhuǎn)基因技術(shù)提高高產(chǎn)橡膠樹(shù)品種的耐寒性，創(chuàng)制新品種。本文分析了30個(gè)橡膠樹(shù)Hsf家族成員在低溫脅迫下橡膠樹(shù)‘93-114和‘熱墾501樹(shù)葉中的表達(dá)模式，還鑒定了Hsf家族成員對(duì)干旱和高鹽脅迫的響應(yīng)。研究結(jié)果為進(jìn)一步解析Hsf家族成員的抗逆機(jī)理提供理論依據(jù)。

1 ?材料與方法

1.1 ?材料

中國(guó)熱帶農(nóng)業(yè)科學(xué)院橡膠研究所橡膠樹(shù)種苗培育基地培育的橡膠樹(shù)無(wú)性系‘93-114和‘熱墾501袋裝苗，處于穩(wěn)定期一蓬葉幼苗。天根生化科技（北京）有限公司的RNAprep Pure多糖多酚植物總RNA提取試劑盒;Ferments公司的RevertAidTM First Strand cDNA Synthesis Kit反轉(zhuǎn)錄試劑盒;寶生物工程（大連）有限公司的SYBR Premix Ex Taq Ⅱ （TliRNaseHPlus）;其他生化試劑及耗材均為進(jìn)口或國(guó)產(chǎn)分析純?cè)噭?引物合成由Invitrogen公司完成。

1.2 ?方法

1.2.1 ?材料處理 ?恒溫培養(yǎng)箱（PGR15，COVVILN，加拿大）用于室內(nèi)處理橡膠樹(shù)幼苗，設(shè)定28?℃培養(yǎng)箱處理對(duì)照材料，設(shè)定4?℃培養(yǎng)箱低溫處理材料，其他條件設(shè)置為：相對(duì)濕度為80%，光照強(qiáng)度為125 μmol/（m2·s），16 h光照和8?h黑暗。

低溫脅迫的處理方法：將橡膠樹(shù)無(wú)性系‘93-114和‘熱墾501袋裝幼苗轉(zhuǎn)移至28?℃恒溫培養(yǎng)箱中預(yù)培養(yǎng)2 d。然后把材料平均分為2組，以保留在28?℃恒溫培養(yǎng)箱中的一組作為對(duì)照，轉(zhuǎn)移至4?℃培養(yǎng)箱中的一組作為處理。在0、4、8、24?h分別采集對(duì)照和處理的幼苗樹(shù)葉。每個(gè)時(shí)間段采集5株幼苗樹(shù)葉制成1個(gè)混合樣，共3次生物學(xué)重復(fù)。

干旱脅迫的處理方法：將‘93-114袋裝苗在28?℃預(yù)培養(yǎng)2?d，然后平均分為2組，一組在28?℃恒溫培養(yǎng)箱中繼續(xù)培養(yǎng)，另一組除掉袋子和泥土，裸根置于28?℃恒溫培養(yǎng)箱中培養(yǎng)，在0、2、4、8、12、24 h分別收集葉片，每個(gè)時(shí)間段采集5株幼苗葉片制成1個(gè)混合樣，3次生物學(xué)重復(fù)。

鹽脅迫處理方法：將‘93-114袋裝苗在28?℃預(yù)培養(yǎng)2?d，然后平均分為2組，一組以400?mmol/L NaCl溶液澆灌袋裝苗1次，另一組澆灌同樣體積的水，然后繼續(xù)置于28?℃恒溫培養(yǎng)箱中，分別在0、2、4、8、12、24?h 6個(gè)時(shí)間段收集葉片，每個(gè)時(shí)間段采集5株幼苗葉片制成1個(gè)混合樣，3次生物學(xué)重復(fù)[4]。所有采集的樣品都用于提取總RNA。

1.2.2 ?總RNA的提取與cDNA的合成 ?橡膠樹(shù)葉片總RNA的提取參照天根生化科技（北京）有限公司的植物總RNA提取試劑盒的操作說(shuō)明進(jìn)行。cDNA第1鏈的合成根據(jù)Ferments公司試劑盒的操作步驟進(jìn)行。

1.2.3 ?熒光實(shí)時(shí)定量PCR分析 ?采用Bio-Rad公司的CFX實(shí)時(shí)熒光定量PCR系統(tǒng)，實(shí)驗(yàn)操作按儀器使用說(shuō)明書(shū)進(jìn)行。合成的cDNA溶液稀釋10倍后作為熒光定量PCR分析模板。反應(yīng)體系10 ?L，包含模板1 ?L，2×SYBR Premix 5 ?L和每條引物0.3??L，無(wú)菌水補(bǔ)足10??L。用于qPCR的Hsfs引物和內(nèi)參HbActin7a引物參照Li等[4]的文獻(xiàn)。PCR反應(yīng)程序?yàn)椋?5?℃變性30?s;95?℃ 10?s，60?℃ 20 s，72?℃ 20 s，共40個(gè)循環(huán)。40個(gè)循環(huán)后進(jìn)行溶解曲線分析。利用CFX manager 3.0軟件自動(dòng)進(jìn)行基線和Cq值分析，算法為2–△△Cq法。

1.3 ?數(shù)據(jù)處理

采用T-test方法對(duì)基因表達(dá)水平進(jìn)行差異顯著性分析（P<0.05為顯著差異;P<0.01為極顯著差異）。

2 ?結(jié)果與分析

2.1 ?低溫對(duì)熱激轉(zhuǎn)錄因子基因表達(dá)的影響

依據(jù)橡膠樹(shù)幼苗耐寒性室內(nèi)評(píng)價(jià)鑒定體系，對(duì)30個(gè)橡膠樹(shù)Hsfs家族成員在低溫脅迫下‘93-114和‘熱墾501葉片中的表達(dá)模式進(jìn)行了分析。在30個(gè)橡膠樹(shù)Hsf家族中，24個(gè)成員在‘93-114葉片中的本底表達(dá)量顯著高于‘熱墾501（圖1）。在低溫條件下，HbHsfA3b、HbHsfA4a、HbHsfA4d、HbHsfA5b、HbHsfA8a、HbHsfA9b、HbHsfC1a、HbHsfC1b、HbHsfB1a和HbHsfB2b在橡膠樹(shù)‘93-114和‘熱墾501葉片中均呈顯著上調(diào)表達(dá)模式，其中HbHsfA4a、HbHsfA4d、HbHsfA9b、HbHsfC1a和HbHsfC1b在‘93-114葉片中的表達(dá)量顯著高于‘熱墾501。C亞家族中的2個(gè)基因HbHsfC1a和HbHsfC1b在‘93-114和‘熱墾501葉片中的表達(dá)模式非常相似，對(duì)低溫脅迫比較敏感。在‘93-114和‘熱墾501葉片中均呈顯著下調(diào)表達(dá)的基因有HbHsfA3a、HbHsfA4b、HbHsfA5a、HbHsfB4c和HbHsfB4d五個(gè)基因，但是這些基因在‘93-114葉片中的表達(dá)量顯著高于‘熱墾501。另外，還有7個(gè)基因在‘熱墾501中顯著上調(diào)表達(dá)，而在‘93-114中呈顯著下調(diào)表達(dá)模式，其中HbHsfA7a和HbHsfB2c在‘93-114中的轉(zhuǎn)錄水平依然高于‘熱墾501（圖1）。

2.2 ?干旱對(duì)熱激轉(zhuǎn)錄因子基因表達(dá)的影響

在橡膠樹(shù)30個(gè)Hsfs家族成員中，有28個(gè)成員響應(yīng)干旱脅迫，只有HbHsfA1c和HbHsfA5b兩個(gè)基因不響應(yīng)干旱脅迫（圖2）。在干旱處理的橡膠樹(shù)‘93-114葉片中，HbHsfA3b、HbHsfA4a、HbHsfA4c、HbHsfA4d、HbHsfA5a、HbHsfA6a、HbHsfA7a、HbHsfA9a、HbHsfA9b、HbHsfB1a、HbHsfB3a、HbHsfB4a和HbHsfB4b共13個(gè)基因響應(yīng)干旱處理并呈持續(xù)顯著上調(diào)表達(dá)模式，其中HbHsfA7a、HbHsfA7a和HbHsfB4b的上調(diào)幅度較大，在干旱處理4 h時(shí)它們的上調(diào)幅度是0 h的3倍以上，對(duì)干旱脅迫比較敏感。HbHsfA1b、HbHsfA2b、HbHsfA3a和HbHsfA4b響應(yīng)干旱脅迫顯著下調(diào)表達(dá)，其中HbHsfA1b和HbHsfA3a在干旱處理中后期持續(xù)顯著下調(diào)表達(dá)，而HbHsfA2b和HbHsfA4b分別在干旱處理2 h和24 h時(shí)極顯著下調(diào)表達(dá)，響應(yīng)干旱脅迫的時(shí)間有明顯差異。HbHsfA1a、HbHsfA2a、HbHsfB2c、HbHsfB3b、HbHsfB4d、HbHsfC1a和HbHsfC1b在干旱處理的前期上調(diào)表達(dá)，在后期下調(diào)表達(dá);而HbHsfA8a和HbHsfB2b的表達(dá)模式與之相反，它們?cè)诟珊堤幚淼那捌谙抡{(diào)表達(dá)，在后期上調(diào)表達(dá)（圖2）。HbHsfB2a在干旱脅迫下先顯著上調(diào)表達(dá)，然后顯著下調(diào)，后期又極顯著上調(diào)表達(dá);而HbHsfB4c在干旱脅迫下先顯著下調(diào)表達(dá)，然后顯著上調(diào)，中后期又極顯著下調(diào)表達(dá)（圖2）。

2.3 ?高鹽（NaCl）對(duì)熱激轉(zhuǎn)錄因子基因表達(dá)的影響

在橡膠樹(shù)30個(gè)Hsfs家族成員中，有29個(gè)成員響應(yīng)NaCl高鹽脅迫，只有HbHsfA1c不響應(yīng)高鹽脅迫（圖3）。在高鹽處理的橡膠樹(shù)‘93-114葉片中，HbHsfA2b、HbHsfA3b、HbHsfA4a、HbHsfA4b、HbHsfA5b、HbHsfA7a、HbHsfB1a、HbHsfB2a、HbHsfB2b、HbHsfB2c、HbHsfB3a、HbHsfB3b、HbHsfC1a和HbHsfC1b共14個(gè)基因響應(yīng)高鹽脅迫并呈持續(xù)顯著上調(diào)表達(dá)模式，尤其HbHsfB2a和HbHsfB3a響應(yīng)高鹽脅迫上調(diào)幅度最大，在高鹽處理2 h時(shí)它們的轉(zhuǎn)錄水平是0 h的2倍以上，對(duì)高鹽脅迫比較敏感，而HbHsfA2b對(duì)高鹽脅迫的反應(yīng)比較滯后，在12 h之前無(wú)響應(yīng)，在處理24 h時(shí)HbHsfA2b的表達(dá)迅速上調(diào)，幾乎是0 h的3倍。HbHsfA1a、HbHsfA1b、HbHsfA3a和HbHsfA4c響應(yīng)高鹽脅迫顯著下調(diào)表達(dá)，其中HbHsfA1a、HbHsfA3a和HbHsfA4c在高鹽處理中后期持續(xù)顯著下調(diào)表達(dá)，而HbHsfA1b在高鹽處理8 h時(shí)極顯著下調(diào)表達(dá)。HbHsfA2a、HbHsfA4d、HbHsfA5a、HbHsfA9b、HbHsfB4a、HbHsfB4b和HbHsfB4d、在高鹽處理的前期顯著上調(diào)表達(dá)，在后期顯著下調(diào)表達(dá)，與這些基因表達(dá)模式相反的基因HbHsfA8a和HbHsfB4c分別在高鹽處理的前、中期顯著下調(diào)表達(dá)，在中、后期顯著上調(diào)表達(dá)。HbHsfA6a和HbHsfA9a在高鹽脅迫前期先顯著上調(diào)表達(dá)，然后顯著下調(diào)，后期又顯著上調(diào)表達(dá)（圖3）。

3 ?討論

本研究分析了30個(gè)橡膠樹(shù)HbHsf家族成員在低溫脅迫下橡膠樹(shù)‘93-114和‘熱墾501葉片中的表達(dá)模式。結(jié)果表明，在HbHsf家族中有10個(gè)基因不僅在抗寒橡膠樹(shù)種質(zhì)‘93-114葉片中上調(diào)表達(dá)，也在不抗寒橡膠樹(shù)種質(zhì)‘熱墾501葉片中顯著上調(diào)表達(dá)。基因表達(dá)在不同組織中既有組織的特異性也有組織的相似性。比如上述葉片中上調(diào)表達(dá)的10個(gè)基因中，在低溫條件下，HbHsfA3b、HbHsfA4a、HbHsfA5b、HbHsfA8a、HbHsfC1a、HbHsfC1b和HbHsfB2b在橡膠樹(shù)‘93-114和‘熱墾501葉片中均呈顯著上調(diào)表達(dá)模式，同時(shí)也在相應(yīng)橡膠樹(shù)的樹(shù)皮中呈上調(diào)表達(dá)的模式，呈現(xiàn)組織的相似性。但是其他3個(gè)基因在樹(shù)皮和葉片中的表達(dá)模式不一致，呈現(xiàn)組織的特異性[4]。在這2個(gè)不同耐寒性的橡膠樹(shù)種質(zhì)中都響應(yīng)低溫脅迫，但是響應(yīng)程度不同。尤其HbHsfA4a在低溫脅迫下橡膠樹(shù)‘93-114葉片和樹(shù)皮中的表達(dá)量均顯著高于‘熱墾501。這些基因表達(dá)量的高低可能與橡膠樹(shù)抗寒性的強(qiáng)弱相對(duì)應(yīng)。

枇杷EjHsf1（A4）響應(yīng)低溫誘導(dǎo)，通過(guò)轉(zhuǎn)錄調(diào)控EjHsp基因參與提高枇杷抵抗低溫脅迫能力[6]。水稻OsHsfA4d受低溫脅迫后上調(diào)表達(dá)[10]。OsHsfA4s在高鹽脅迫后表達(dá)量上調(diào)[11]。草莓FvHsfA4a受低溫和干旱脅迫上調(diào)表達(dá)[12]。橡膠樹(shù)HbHsfA4a和HbHsfA4d是EjHsf1、OsHsfA4和FvHsfA4a的同源基因，同樣受低溫、干旱和高鹽脅迫后表達(dá)量上調(diào)表達(dá)（圖4），另外，HbHsfA4a受高溫脅迫上調(diào)表達(dá)，而HbHsfA4d受高溫誘導(dǎo)下調(diào)表達(dá)[4]。水稻OsHsfA3和OsHsfA9受低溫脅迫后上調(diào)表達(dá)[10， 13]。草莓FvHsfA3a在高溫、低溫、干旱和高鹽脅迫下上調(diào)表達(dá)，F(xiàn)vHsfA9a在低溫和高鹽脅迫下上調(diào)表達(dá)[12]。辣椒CaHsfA3/A9受高鹽脅迫上調(diào)表達(dá)[14]。同源基因HbHsfA3b在高溫、低溫、干旱和高鹽脅迫下的橡膠樹(shù)‘93-114葉片中上調(diào)表達(dá)，HbHsfA9b響應(yīng)高溫、低溫和干旱上調(diào)表達(dá)（圖4）。小麥B2亞家族TaHsf3響應(yīng)高溫、低溫、干旱和高鹽的誘導(dǎo)，過(guò)表達(dá)該基因激活下游基因熱激蛋白HSP70，從而提高擬南芥植株的耐熱性和抗寒性[15]。鷹嘴豆CarHsfB2在高溫、高鹽和干旱脅迫下上調(diào)表達(dá)，過(guò)表達(dá)CarHsfB2能夠提高擬南芥植株的耐熱性和抗旱性[16]。但是OsHsfB2b對(duì)水稻的抗旱性起負(fù)調(diào)控作用[11]。B1亞家族基因響應(yīng)高溫、干旱和高鹽的誘導(dǎo)[2， 12， 14]。同源基因HbHsfB2b在高溫、低溫和高鹽脅迫下的橡膠樹(shù)‘93-114葉片中上調(diào)表達(dá)，HbHsfB1a響應(yīng)高溫、低溫、高鹽和干旱上調(diào)表達(dá)（圖4）。水稻OsHsfC1a/b、OsHsfC2a/b在低溫脅迫下表達(dá)量顯著上調(diào)，其中OsHsfC1對(duì)低溫脅迫最敏感[17]。擬南芥的AtHsfC1同樣可被低溫誘導(dǎo)，表達(dá)量極顯著上調(diào)[18]。另外，在葡萄、胡蘿卜和甘藍(lán)等園藝植物中也發(fā)現(xiàn)VaHsfC1a、DcHsfC16和BraHsfC039受低溫脅迫表達(dá)量顯著上調(diào)[19-21]。由此可見(jiàn)，C亞家族成員在植物抵抗低溫脅迫中也起著重要的作用。此外，小麥TaHsfC2a受高溫脅迫上調(diào)表達(dá)，過(guò)表達(dá)TaHsfC2a可上調(diào)干旱和高溫誘導(dǎo)基因的表達(dá)，提高轉(zhuǎn)基因植株的耐熱性[22]。OsHsfC1b在水稻抵抗高鹽脅迫中起著重要的作用[23]。由此可見(jiàn)，橡膠樹(shù)HbHsfA3b、HbHsfA4a、HbHsfA9b、HbHsfC1a、HbHsfC1b和HbHsfB2b等基因響應(yīng)多種逆境交叉脅迫，暗示著上述基因功能的多樣性和復(fù)雜性。

橡膠樹(shù)響應(yīng)高溫脅迫的研究引自Li等[4]的文獻(xiàn)。

高溫、低溫、高鹽、干旱等逆境常常會(huì)導(dǎo)致植物體內(nèi)發(fā)生氧化脅迫[24]。Hsfs是上調(diào)ROS清除酶的活性和HSP基因表達(dá)的關(guān)鍵因子，利于提高植物對(duì)逆境脅迫的抗性[1]。擬南芥體內(nèi)的AtHsfA3受活性氧誘導(dǎo)表達(dá)量上調(diào)，過(guò)表達(dá)AtHsfA3的擬南芥植株中，該基因可直接結(jié)合肌醇半乳糖苷合成酶基因GolS1和GolS2的啟動(dòng)子從而激活GolS1和GolS2的轉(zhuǎn)錄，肌醇半乳糖苷的含量顯著增加，利于清除羥基自由基，以免植物細(xì)胞受到逆境脅迫的傷害[25]。過(guò)表達(dá)CmHsfA4能夠上調(diào)轉(zhuǎn)基因菊花中CmHSP70、CmHSP90等基因的表達(dá)，提高SOD、APX、CAT等活性氧清除酶的活性，降低植物細(xì)胞內(nèi)活性氧的含量，從而增強(qiáng)了轉(zhuǎn)基因植株的抗逆性[26]。東南景天SaHsfA4c轉(zhuǎn)基因擬南芥可激活ROS清除酶的活性和上調(diào)HSP的表達(dá)，降低活性氧的積累，從而增加植物對(duì)逆境脅迫的抗性[27]。水稻體內(nèi)OsHsfC2a響應(yīng)H2O2誘導(dǎo)表達(dá)量上調(diào)，可以提高水稻對(duì)氧化脅迫的敏感性和抵抗能力[17]。由此可見(jiàn)，橡膠樹(shù)HbHsfA3b、HbHsfA4a以及HbHsfC亞家族成員可能參與氧化脅迫反應(yīng)，保護(hù)細(xì)胞免受氧化損傷，提高橡膠樹(shù)的抗逆性。

參考文獻(xiàn)

Guo M， Liu J H， Ma X， et al. The plant heat stress transcription factors （HSFs）： Structure， regulation， and function in response to abiotic stresses[J]. Frontiers in Plant Science， 2016， 7： 114.

Scharf K D， Berberich T， Ebersberger I， et al. The plant heat stress transcription factor （Hsf） family： Structure， function and evolution[J]. Biochimica et Biophysica Acta - Gene Regulatory Mechanisms， 2012， 1819（2）： 104-119.

Von Koskull-D?ring P， Scharf K D， Nover L. The diversity of plant heat stress transcription factors[J]. Trends in Plant Science， 2007， 12（10）： 452-457.

Li Y， Yu W C， Chen Y Y， et al. Genome-wide identification and characterization of heat-shock transcription factors in rubber tree[J]. Forests， 2019， 10（12）： 1157-1170.

Xue G P， Drenth J， Mclntyre C L. TaHsfA6f is a transcriptional activator that regulates a suite of heat stress protection genes in wheat （Triticum aestivum L.） including previously unknown Hsf target[J]. Journal Experimental Botany， 2015， 66 （3）： 1025-1039.

Zeng J K， Li X， Zhang J， et al. Regulation of loquat fruit low temperature response and lignification involves interaction of heat shock factors and genes associated with lignin biosynthesis[J]. Plant Cell Environment， 2016， 39（8）： 1780-1789.

Olate E， Jimenez-Gomez J M， Holuigue L， et al. NPR1 mediates a novel regulatory pathway in cold acclimation by interacting with HSFA1 factors[J]. Nature Plants， 2018， 4（10）： 811-823.

Yoshida T， Sakuma Y， Todaka D， et al. Functional analysis of an Arabidopsis heat-shock transcription factor HsfA3 in the transcriptional cascade downstream of the DREB2a stress regulatory system[J]. Biochemical & Biophysical Research Communications， 2008， 368（3）： 515-521.

Pérezsalamó I， Papdi C， Rigó G， et al. The heat shock factor A4a confers salt tolerance and is regulated by oxidative stress and the mitogen-activated protein kinases MPK3 and MPK6[J]. Plant Physiology， 2014， 165（1）： 319-334.

Mittal D， Madhyastha D A， Grover A. Gene expression analysis in response to low and high temperature and oxidative stresses in rice： Combination of stresses evokes different transcriptional changes as against stresses applied individually[J]. Plant Science， 2012， 197（4）：102-113.

Xiang J， Ran J， Zou J， et al. Heat shock factor OsHsfB2b negatively regulates drought and salt tolerance in rice[J]. Plant Cell Reports， 2013， 32（11）： 1795-1806.

Hu Y， Han Y T， Wei W， et al. Identification， isolation， and expression analysis of heat shock transcription factors in the diploid woodland strawberry Fragaria vesca[J]. Frontiers in Plant Science， 2015， 6： 736.

Liu A L， Zou J， Zhang X W， et al. Expression profiles of class a rice heat shock transcription factor genes under abiotic stresses[J]. Journal of Plant Biology， 2010， 53（2）： 142-149.

Guo M， Lu J P， Zhai Y F， et al. Genome-wide analysis， expression profile of heat shock factor gene family （CaHsfs） and characterisation of CaHsfA2 in pepper （Capsicum annuum L.）[J]. BMC Plant Biology， 2015， 15（1）： 151.

Zhang S X， Xu Z S， Li P S， et al. Overexpression of TaHSF3 in transgenic Arabidopsis enhances tolerance to extreme temperatures[J]. Plant Molecular Biology Reporter， 2013， 31（3）： 688-697.

Ma H， Wang C T， Yang B， et al. CarHSFB2， a Class B heat shock transcription factor， is involved in different developmental processes and various stress responses in chickpea （Cicer arietinum L.）[J]. Plant Molecular Biological Report， 2016， 34（1）：1-14.

Mittal D， Chakrabarti S， Sarkar A， et al. Heat shock factorgene family in rice： Genomic organization and transcript expression profiling in response to high temperature， low temperature and oxidative stresses[J]. Plant Physiology and Biochemistry， 2009， 47（9）： 785-795.

Miller G， Mittler R. Could heat shock transcription factors function as hydrogen peroxide sensors in plants？[J]. Annals of Botany， 2006， 98（2）： 279-288.

Hu Y， Han Y T， Zhang K， et al. Identification and expression analysis of heat shock transcription factors in the wild Chinese grapevine （Vitis pseudoreticulata）[J]. Plant Physiology and Biochemistry， 2016， 99（3）： 1-10.

Huang Y， Li M Y， Wang F， et al. Heat shock factors in carrot： Genome-wide identification， classification， and expression profiles response to abiotic stress[J]. Molecular Biology Reports， 2015， 42（5）： 893-905.

Ma J， Xu Z S， Wang F， et al. Genome-wide analysis of HSF family transcription factors and their responses to abiotic stresses in two Chinese cabbage varieties[J]. Acta Physiologiae Plantarum， 2014， 36（2）： 513-523.

Olate E， Jimenez-Gomez J M， Holuigue L， et al. NPR1 mediates a novel regulatory pathway in cold acclimationby interacting with HSFA1 factors[J]. Nature Plants， 2018， 4（10）： 811-823.

Schmidt R， Schippers J H M， Welker A， et al. Transcription factor OsHsfC1b regulates salt tolerance and development in Oryza Sativa ssp. Japonica[J]. AoB Plants， 2012， 2012： pls011.

Grover A， Mittal D， Negi M， et al. Generating high temperature tolerant transgenic plants： Achievements and challenges[J]. Plant Science， 2013， 205（5）： 38-47.

Song C， Chung W S， Lim C O. Overexpression of heat shock factor gene HsfA3 increases galactinol levels and oxidative stress tolerance in Arabidopsis[J]. Molecules and Cells， 2016， 39（6）： 477-483.

Li F， Zhang H， Zhao H， et al. Chrysanthemum CmHsfA4 gene positively regulates salt stress tolerance in transgenic chrysanthemum[J]. Plant Biotechnology Journal， 2018， 16（7）： 1311-1321.

Chen S， Yu M， Li H， et al. SaHsfA4c from sedum alfredii hance enhances cadmium tolerance by regulating ROS- scavenger activities and heat shock proteins expression[J]. Frontiers in Plant Science， 2020， 11： 142.

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