李 倩 郭建林 王雨辰 姜建湖 孫麗慧 宓國(guó)強(qiáng) 陳建明 顧志敏

池塘內(nèi)循環(huán)流水養(yǎng)殖下太湖魴鲌(翹嘴鲌(♀)×三角魴(♂))腸道微生物群落變化的研究*

李 倩 郭建林①王雨辰 姜建湖 孫麗慧 宓國(guó)強(qiáng) 陳建明 顧志敏①

(浙江省淡水水產(chǎn)研究所 農(nóng)業(yè)部淡水漁業(yè)健康養(yǎng)殖重點(diǎn)實(shí)驗(yàn)室 湖州 313001)

為研究池塘內(nèi)循環(huán)流水養(yǎng)殖(In-pond Raceway, IPR)模式下太湖魴鲌(翹嘴鲌(♀)×三角魴(♂))腸道微生物群落結(jié)構(gòu)的變化, 以傳統(tǒng)池塘養(yǎng)殖作為對(duì)照組, 采用16S rRNA高通量測(cè)序方法分析了IPR養(yǎng)殖模式下太湖魴鲌腸道的菌群結(jié)構(gòu)及環(huán)境水體微生物多樣性的變化。試驗(yàn)結(jié)果表明, IPR模式下太湖魴鲌腸道微生物群落發(fā)生了明顯的變化, 在門分類水平, 梭桿菌門(Fusobacteria)成為絕對(duì)優(yōu)勢(shì)菌, 所占豐度為92.47%; 對(duì)照組的優(yōu)勢(shì)菌由梭桿菌門、變形菌門(Proteobacteria)和厚壁菌門(Firmicutes)組成, 三者所占的豐度分別為34.45%、33.30%和21.30%。在養(yǎng)殖水環(huán)境中, 兩種養(yǎng)殖模式的微生物群落數(shù)均大于腸道樣本, 且二者優(yōu)勢(shì)菌不同; IPR水環(huán)境的優(yōu)勢(shì)菌為藍(lán)細(xì)菌(Cyanobacteria, 36.53%), 其次為放線菌門(Actinobacteria, 24.67%); 對(duì)照組水體中的優(yōu)勢(shì)菌為放線菌門和變形菌門, 分別占細(xì)菌總數(shù)的38.99%和28.15%。多樣性指數(shù)結(jié)果表明, 水環(huán)境中的微生物群落Shannon多樣性指數(shù)、Chao1指數(shù)高于腸道樣本, IPR養(yǎng)殖對(duì)象腸道微生物群落多樣性最低。本研究結(jié)果揭示, 池塘內(nèi)循環(huán)流水高密度養(yǎng)殖模式下, 太湖魴鲌的腸道微生物結(jié)構(gòu)發(fā)生了一定的改變, 微生物群落多樣性降低, 應(yīng)注意該模式下養(yǎng)殖對(duì)象的腸道健康, 加強(qiáng)養(yǎng)殖管理。

太湖魴鲌(翹嘴鲌(♀)×三角魴()); 腸道微生物; 池塘內(nèi)循環(huán)流水養(yǎng)殖(IPR); 高通量測(cè)序

池塘內(nèi)循環(huán)流水養(yǎng)殖系統(tǒng)(in-pond raceway system, IPRS), 又稱為跑道養(yǎng)殖系統(tǒng), 2007年首次在美國(guó)阿拉巴馬州的鯰魚(yú)商業(yè)化養(yǎng)殖中獲得成功(Brown, 2011)。該模式于2013年引進(jìn)我國(guó), 據(jù)統(tǒng)計(jì), 截止2016年, 我國(guó)IPR面積約15.7ha, 并逐漸在江蘇、浙江、安徽、上海等地推廣應(yīng)用(胡廷尖等, 2018)。池塘內(nèi)循環(huán)流水養(yǎng)殖通過(guò)現(xiàn)代土建工程對(duì)傳統(tǒng)養(yǎng)殖池塘進(jìn)行改造, 其基本單元包括推水區(qū)、養(yǎng)殖區(qū)和凈化區(qū)(金武等, 2015)。該模式具有養(yǎng)殖密度高、占地面積小、管理方便等優(yōu)點(diǎn), 已經(jīng)在鯰魚(yú)(Brown, 2011)、南美白對(duì)蝦(廖思明等, 2006)、虹鱒(D’Orbcastel, 2009)等品種上成功應(yīng)用。

池塘內(nèi)循環(huán)流水養(yǎng)殖具有推水單元和不間斷增氧的優(yōu)點(diǎn), 和傳統(tǒng)池塘養(yǎng)殖相比, 養(yǎng)殖密度是后者的數(shù)十倍以上。在高密度養(yǎng)殖條件下, 養(yǎng)殖對(duì)象的腸道健康顯得尤為重要。腸道微生物與養(yǎng)殖生物的健康有著密切的關(guān)系, 腸道菌群在宿主的代謝(Tremaroli, 2012)、生長(zhǎng)(Turnbaugh, 2009; Zheng, 2016)和免疫(Qi, 2017)等方面發(fā)揮著重要作用, 是維持動(dòng)物健康的必要因素。已有研究表明, 環(huán)境因子(Wang, 2014; Abdul, 2019)、養(yǎng)殖方式(劉瑞娟等, 2014; 尚碧嬌等, 2018)、飼料營(yíng)養(yǎng)(Ingerslev, 2014; Zheng, 2018)等因素會(huì)顯著影響動(dòng)物腸道微生物群落的組成。目前對(duì)池塘內(nèi)循環(huán)流水養(yǎng)殖模式的研究主要集中在高產(chǎn)量、系統(tǒng)設(shè)計(jì)、養(yǎng)殖單元污染物的去除等方面, 而有關(guān)池塘內(nèi)循環(huán)流水養(yǎng)殖對(duì)象腸道微生物方面的研究鮮有報(bào)道。

太湖魴鲌(翹嘴鲌(♀)×三角魴(♂))(femaleBasilewsky × male)是本所通過(guò)屬間遠(yuǎn)緣雜交獲得的新品種, 具有體型優(yōu)(顧志敏等, 2008)、生長(zhǎng)快(賈永義等, 2011)、肌間刺少(蔣文枰等, 2016)等雜種優(yōu)勢(shì), 適合IPR高密度養(yǎng)殖, 具有較好的經(jīng)濟(jì)效益和較大的養(yǎng)殖前景。本研究以太湖魴鲌為研究對(duì)象, 采用16S rRNA高通量測(cè)序技術(shù), 對(duì)IPR養(yǎng)殖模式下太湖魴鲌的腸道微生物和養(yǎng)殖水體環(huán)境微生物群落組成進(jìn)行了分析, 并以普通池塘養(yǎng)殖為對(duì)照, 研究IPR養(yǎng)殖模式下太湖魴鲌腸道菌群的變化, 為太湖魴鲌腸道健康提供基礎(chǔ)數(shù)據(jù), 為IPR養(yǎng)殖管理提供技術(shù)參考。

1 材料與方法

1.1 采樣地點(diǎn)與時(shí)間

試驗(yàn)用IPR位于浙江省淡水水產(chǎn)研究所八里店綜合試驗(yàn)基地, 長(zhǎng)22m, 寬5m, 高2m, 實(shí)際水深1.5m。養(yǎng)殖對(duì)象為本所自主培育的太湖魴鲌(femaleBasilewsky × male), 初始體重為517.15±12.79g, 放養(yǎng)密度為19.5kg/m3。對(duì)照組池塘面積1333.4m2, 養(yǎng)殖密度為1.29kg/m3, 初始體重和試驗(yàn)組相同。每天早晚各投喂一次, 投喂量為魚(yú)體質(zhì)量的2%, 養(yǎng)殖試驗(yàn)從2018年5月8日開(kāi)始, 養(yǎng)殖時(shí)間90d, 試驗(yàn)結(jié)束時(shí), IPR組平均體質(zhì)量為(863.28±22.44)g, 對(duì)照組平均體質(zhì)量為(1007.65±35.66)g。試驗(yàn)結(jié)束時(shí), 用無(wú)菌剪刀將腸道組織剪開(kāi), 并用解剖刀輕輕刮取內(nèi)溶物, 試驗(yàn)組和對(duì)照組隨機(jī)采集魚(yú)10尾, 將腸道內(nèi)容物混合為一個(gè)樣品。無(wú)菌方式采集試驗(yàn)組和對(duì)照池塘水樣2L, 經(jīng)0.22 μm濾膜過(guò)濾后, 所有樣品保存于–80°C冰箱備用。

1.2 DNA提取及PCR擴(kuò)增

無(wú)菌條件下取出濾膜, 剪碎后放置于1.5mL離心管中, 參照DNA提取試劑盒E.Z.N.A. Water DNA Kit (OMEGA Biotech, 美國(guó))方法提取基因組DNA。稱取1g腸道樣品, 參照土壤核酸提取試劑盒(OMEGA Biotech, 美國(guó))說(shuō)明步驟提取腸道總DNA。16S rRNA基因測(cè)序以V3和V4區(qū)為目標(biāo)設(shè)計(jì)引物, 引物序列為338F (5′-ACTCCTACGGGAGGCAGCAG-3’)和806R (5′-GGACTACHVGGGTWTCTAAT-3’)。PCR采用TransGen AP221-02, 反應(yīng)體系20μL: 5×FastPfu緩沖液4μL、2.5mmol/L dNTPs 2μL、5μmol/L上下游引物各0.8μL、Fast聚合酶0.4μL、BSA 0.2μL、DNA模板10ng, 補(bǔ)ddH2O至20μL。PCR反應(yīng)條件: 95°C 3min; 95°C 30s, 53°C 45s, 72°C 1min, 28個(gè)循環(huán); 72°C延伸10min。PCR反應(yīng)在PCR反應(yīng)儀9700 (Applied Biosystems?GeneAmp?, CA, 美國(guó))上進(jìn)行。擴(kuò)增完成后的PCR產(chǎn)物使用Beads純化之后進(jìn)行上機(jī)測(cè)序, 測(cè)序委托上海美吉生物醫(yī)藥科技有限公司(上海, 中國(guó))進(jìn)行。

1.3 數(shù)據(jù)分析

對(duì)測(cè)序得到的原始數(shù)據(jù), 首先根據(jù)PE reads之間的overlap關(guān)系進(jìn)行拼接, 之后同時(shí)對(duì)reads的質(zhì)量和拼接效果進(jìn)行質(zhì)控過(guò)濾, 根據(jù)序列首尾兩端的barcode和引物序列區(qū)分樣品得到有效序列, 并校正序列方向, 即為優(yōu)化數(shù)據(jù)(Callahan, 2016)。對(duì)最終獲得Clean數(shù)據(jù)歸一化之后, 按照97%相似性進(jìn)行OTUs (Operational taxonomic units, OTU)聚類分析和物種分類學(xué)分析。采用QIIME軟件(http://qiime.org/ scripts/assign_taxonomy.html)對(duì)樣品序列進(jìn)行Alpha多樣性分析, 采用Excel進(jìn)行樣品的柱狀圖、OTU稀釋曲線圖繪制, 采用R語(yǔ)言和Adobe Illustrator CS6軟件繪制樣品熱圖和Venn圖。

2 結(jié)果與分析

2.1 測(cè)序質(zhì)量分析

本試驗(yàn)總共獲得226516條有效序列, 試驗(yàn)組和對(duì)照組獲得的有效序列數(shù)分別為69300和52559, 對(duì)應(yīng)養(yǎng)殖水體獲得的有效序列數(shù)分別為58162和46495。利用測(cè)得序列中已知OTU的相對(duì)比例與其相對(duì)應(yīng)的OTU數(shù)量的期望值構(gòu)建稀釋曲線, 結(jié)果顯示, 各樣品曲線都趨于平緩, 說(shuō)明測(cè)序深度基本能夠覆蓋樣品中的所有物種(圖1)。

圖1 腸道和水體樣本菌群的OTU稀釋性曲線圖

注：G1、G2為IPR組和對(duì)照組魚(yú)腸道樣本, W1、W2為IPR組和對(duì)照組水體樣本, 下同

2.2 微生物群落組成分析

將所有樣本中相對(duì)豐度小于1%的物種歸為其他, 圖2為各樣本在門分類水平的細(xì)菌群落組成圖。在G1中, 梭桿菌門(Fusobacteria)為絕對(duì)優(yōu)勢(shì)菌, 所占豐度為92.47%; 在G2中, 優(yōu)勢(shì)菌有三個(gè)門, 分別為梭桿菌門、變形菌門(Proteobacteria)、厚壁菌門(Firmicutes), 三者的相對(duì)豐度分別為34.45%、33.30%和21.30%。對(duì)應(yīng)養(yǎng)殖水體中的優(yōu)勢(shì)菌和腸道不同, W1中的優(yōu)勢(shì)菌為藍(lán)細(xì)菌(Cyanobacteria), 相對(duì)豐度為36.53%, 其次為放線菌門(Actinobacteria; 24.67%)。W2中的優(yōu)勢(shì)菌為放線菌門和變形菌門, 分別占細(xì)菌總數(shù)的38.99%和28.15%。

圖2 樣品在門分類水平的細(xì)菌種群豐度圖

與門水平相同, G1的絕對(duì)優(yōu)勢(shì)菌為梭桿菌綱(Fusobacteriia), 相對(duì)豐度為92.47%, G2的優(yōu)勢(shì)菌有3個(gè), 分別為梭桿菌綱(Fusobacteriia)、γ-變形菌綱(Gammaproteobacteria)、丹毒絲菌綱(Erysipelotrichia), 相對(duì)豐度分別為34.45%、29.02%、19.82%。水環(huán)境中的優(yōu)勢(shì)菌和腸道樣本不同, W1中豐度排名靠前的為藍(lán)細(xì)菌綱和放線菌綱(Actinobacteria), 所占比例為36.53%、24.67%; W2中豐度較高的前3個(gè)綱分別為放線菌綱、鞘脂桿菌綱(Sphingobacteriia)、β-變形菌綱(Betaproteobacteria), 所占比例分別為38.99%、11.56%、10.59% (表1)。

篩選出每個(gè)樣本中相對(duì)豐度最高的前20種OTU所對(duì)應(yīng)的細(xì)菌, 在屬水平上對(duì)每個(gè)樣品的細(xì)菌分布進(jìn)行熱圖統(tǒng)計(jì)分析(圖3)。結(jié)果表明, 兩個(gè)腸道微生物樣本優(yōu)勢(shì)菌相同, 均為鯨桿菌屬(), 但所占比例不同。G1中鯨桿菌屬為絕對(duì)優(yōu)勢(shì)菌, 所占豐度為91.67%, 而G2的優(yōu)勢(shì)菌除鯨桿菌屬(34.43%)外, 還發(fā)現(xiàn)一定比例的弧菌()(26.08%)。在環(huán)境樣本中, W1的優(yōu)勢(shì)菌為聚球藻()(29.28%)、(11.68%), W2中優(yōu)勢(shì)菌為(20.31%)。圖頂端為樣品間聚類關(guān)系樹(shù), 結(jié)果顯示腸道樣本聚為一支, 水體樣本聚為另一支。此外, 在屬水平出現(xiàn)了大量未能鑒別或無(wú)法分類的細(xì)菌。

表1 各樣本在綱水平的細(xì)菌群落豐度表(%)

Tab.1 The relative abundance of bacterial communities in all the samples at class level (%)

注：將所有樣本中相對(duì)豐度小于2%的種類歸為其他

2.3 韋恩圖分析

為詳細(xì)分析環(huán)境和養(yǎng)殖對(duì)象腸道微生物的異同, 本研究采用Venn圖分析了4個(gè)樣本在OTU水平上的組成相似性及重疊情況。圖4表明, 兩個(gè)腸道樣本G1和G2中分別有190個(gè)和352個(gè)OTUs, 共有的OTUs數(shù)為134個(gè)(圖4a), 水體樣本W(wǎng)1和W2分別有468和722個(gè)OTUs, 共有的OTUs數(shù)為416個(gè)(圖4b)。從環(huán)境和養(yǎng)殖對(duì)象腸道微生物群落分析, W1和G1共有的OTUs為117個(gè), G1中61.58%的OTUs可以在W1中找到(圖4c), W2和G2共有的OTUs數(shù)為223個(gè), G2中63.35%的OTUs可以在W2中找到(圖4d)。共有OTUs數(shù)大小為, W1＆W2(416) > W2＆G2(223)G1＆G2 > (134) > W1＆G1(117)。

圖3 各樣品中豐度最高的前20種OTU分布的熱圖分析

注：數(shù)值經(jīng)lg處理, 顏色條代表相對(duì)豐度大小

2.4 各樣本微生物群落多樣性分析

在97%相似性水平下共觀測(cè)到1732個(gè)物種, 各樣本多樣性指數(shù)見(jiàn)表2。結(jié)果顯示, 養(yǎng)殖水體中的OTU數(shù)、Chao1指數(shù)和香農(nóng)多樣性指數(shù)高于腸道樣本。W2的微生物種類、多樣性以及豐富度最高, G1物種數(shù)目和多樣性則最低, 微生物群落均一性也最低。腸道樣本中, G1微生物群落多樣性指數(shù)低于對(duì)照組。

3 討論

3.1 IPR養(yǎng)殖下太湖魴鲌腸道微生物群落結(jié)構(gòu)的變化

本研究采用細(xì)菌16S rRNA高通量測(cè)序技術(shù)分析了普通池塘和IPR中太湖魴鲌腸道及養(yǎng)殖水體的微生物群落結(jié)構(gòu)組成。結(jié)果表明, 與對(duì)照組相比, IPR組太湖魴鲌腸道和養(yǎng)殖水體中的微生物多樣性、菌群的均一性均降低, 優(yōu)勢(shì)菌所占比例發(fā)生較大改變。在屬水平, IPR組魚(yú)體腸道中, 鯨桿菌()成為絕對(duì)優(yōu)勢(shì)菌, 所占豐度為92.47%。鯨桿菌是一種兼性厭氧有益菌, 是許多魚(yú)類腸道細(xì)菌群落的核心菌群, 涉及維生素B12的合成(Sugita, 1991; Tsuchiya, 2008)。有研究表明, 魚(yú)體長(zhǎng)期暴露在氨氮等脅迫性因子環(huán)境中時(shí)會(huì)產(chǎn)生氧化應(yīng)激反應(yīng), 造成組織損傷和免疫毒性(Benli, 2008; Foss, 2009), 當(dāng)水體中氨氮含量達(dá)到10mg/L時(shí), 鯽魚(yú)腸道中鯨桿菌的豐度顯著增加, 其抗氧化酶相關(guān)基因表達(dá)上調(diào)(Qi, 2017)。IPR養(yǎng)殖密度高、投餌量大、水體中氨氮含量較高, 魚(yú)體腸道菌群中鯨桿菌豐度的增加, 可能為抵抗氨氮脅迫造成的應(yīng)激反應(yīng)。同時(shí), 本研究結(jié)果發(fā)現(xiàn), 弧菌屬()在對(duì)照組中相對(duì)豐度較高, 所占豐度為26.08%, 是第二優(yōu)勢(shì)菌, 這與前人的研究結(jié)果(許燕等, 2018)類似, 可能與養(yǎng)殖對(duì)象處于亞健康狀態(tài)有關(guān)。本研究結(jié)果表明, 在門和目水平, IPR組太湖魴鲌腸道中優(yōu)勢(shì)菌的種類結(jié)構(gòu)變化較小, 但優(yōu)勢(shì)菌的相對(duì)豐度發(fā)生明顯變化。在屬水平, IPR組腸道微生物種類和豐度都發(fā)生了明顯的改變, 說(shuō)明IPR養(yǎng)殖環(huán)境對(duì)太湖魴鲌的腸道細(xì)菌群落的結(jié)構(gòu)產(chǎn)生了一定的影響, 但具體是哪些水環(huán)境因子對(duì)養(yǎng)殖對(duì)象的腸道菌群有顯著影響, 有待進(jìn)一步研究。

圖4 腸道和水體微生物OTU韋恩圖

注：圖中數(shù)字為各組樣本中OTU的數(shù)量

表2 各樣本的細(xì)菌群落多樣性指數(shù)

Tab.2 The diversity indices of bacterial communities in the gut and water samples

3.2 養(yǎng)殖環(huán)境和腸道微生物群落結(jié)構(gòu)的關(guān)系

養(yǎng)殖環(huán)境中存在大量的微生物類群, 它們參與養(yǎng)殖系統(tǒng)的物質(zhì)循環(huán)和水質(zhì)調(diào)節(jié), 并直接影響魚(yú)類的健康狀況(Cheng, 2015; 薛明等, 2017)。本研究中, 在不同的分類學(xué)水平上, 雖然兩種養(yǎng)殖水體絕對(duì)優(yōu)勢(shì)菌的種類并不完全相同, 但是兩者均有共同的優(yōu)勢(shì)菌。如在門分類水平, 兩種養(yǎng)殖水體中的優(yōu)勢(shì)菌均含有放線菌; 在目和屬水平, 兩種養(yǎng)殖模式養(yǎng)殖水體中的優(yōu)勢(shì)菌包括弗蘭克氏菌(Frankiales)和。Venn圖結(jié)果表明, W1和W2具有416個(gè)共同的OTUs, W1中有57.62%的OTUs可以在W2中找到, 說(shuō)明兩種養(yǎng)殖模式水環(huán)境中的微生物群落結(jié)構(gòu)有較高的相似性。從腸道微生物和養(yǎng)殖水體微生物群落分析, 在對(duì)照組中, W2和G2共有的OTUs占腸道微生物群落總數(shù)的63.35%。在試驗(yàn)組中, 二者共有的OTUs占腸道樣本的61.58%, 說(shuō)明養(yǎng)殖水體和腸道樣本的微生物群落具有較高的相似性。

3.3 IPR對(duì)太湖魴鲌腸道微生物群落結(jié)構(gòu)多樣性的影響

細(xì)菌多樣性在維持生態(tài)功能方面有重要作用, 已有研究表明, 多樣性的降低可能導(dǎo)致細(xì)菌群落功能穩(wěn)定性的降低, 從而增加養(yǎng)殖生物患病的風(fēng)險(xiǎn)(劉晶晶等, 2010; Jones, 2010; 劉志剛等, 2018)。在對(duì)照組魚(yú)體腸道中, 共發(fā)現(xiàn)了352個(gè)OTU, 然而在IPR組中, OTU數(shù)目?jī)H有190個(gè), 養(yǎng)殖對(duì)象腸道微生物群落Shannon多樣性指數(shù)、Chao1指數(shù)發(fā)生明顯的下降。從Simpson指數(shù)分析, IPR組對(duì)象腸道中Simpson指數(shù)大于對(duì)照組, 其值越大, 說(shuō)明群落多樣性越低, 與Shannon多樣性指數(shù)相一致(表2)。這些結(jié)果均表明, 高密度的IPR養(yǎng)殖模式降低了養(yǎng)殖對(duì)象腸道微生物的多樣性。在IPR組, 魚(yú)體腸道中出現(xiàn)了大量的鯨桿菌屬, 而變形菌門、厚壁菌門等種類的豐度降低, 同時(shí), 條件致病菌氣單胞菌屬()所占豐度比例有所上升, 說(shuō)明在高密度IPR養(yǎng)殖模式下, 養(yǎng)殖對(duì)象腸道微生物群落結(jié)構(gòu)發(fā)生了一定的改變。已有報(bào)道表明(Xiong, 2015; 吳金鳳等, 2016), 發(fā)病組動(dòng)物腸道中細(xì)菌多樣性相對(duì)于健康組有較大幅度的下降, 本研究樣本雖然沒(méi)有出現(xiàn)發(fā)病情況, 但I(xiàn)PR高密度養(yǎng)殖模式中魚(yú)體腸道微生物群落的改變及多樣性的降低可能是一種應(yīng)激預(yù)警。

4 結(jié)論

本研究采用16S rRNA高通量測(cè)序方法研究了IPR高密度養(yǎng)殖模式下, 太湖魴鲌腸道菌群的變化情況, 結(jié)果表明: IPR高密度養(yǎng)殖模式下, 太湖魴鲌的腸道菌群結(jié)構(gòu)發(fā)生了明顯的變化, 同時(shí), 魚(yú)體腸道微生物的多樣性降低。本研究結(jié)果提示, 池塘內(nèi)循環(huán)流水高密度養(yǎng)殖要注意優(yōu)化養(yǎng)殖密度、加強(qiáng)養(yǎng)殖管理, 預(yù)防因理化因子變化而導(dǎo)致大規(guī)模疾病的暴發(fā)。

劉志剛, 盧邁新, 可小麗等, 2018. 尼羅羅非魚(yú)腸道及養(yǎng)殖環(huán)境中菌群結(jié)構(gòu)與鏈球菌病的相關(guān)性. 水產(chǎn)學(xué)報(bào), 42(10): 1635—1647

劉晶晶, 曾江寧, 陳全震等, 2010. 象山港網(wǎng)箱養(yǎng)殖區(qū)水體和沉積物的細(xì)菌生態(tài)分布. 生態(tài)學(xué)報(bào), 20(2): 377—388

劉瑞娟, 田相利, 董雙林等, 2014. 蟹蝦貝混養(yǎng)池塘生態(tài)系統(tǒng)微生物群落功能多樣性研究. 水產(chǎn)科學(xué), 33(9): 535—544

許 燕, 王印庚, 張 正等, 2018. 不同健康程度和抗生素氟苯尼考干預(yù)下斑石鯛腸道菌群的結(jié)構(gòu)差異. 水產(chǎn)學(xué)報(bào), 42(3): 388—398

吳金鳳, 熊金波, 王 欣等, 2016. 腸道菌群對(duì)凡納濱對(duì)蝦健康的指示作用. 應(yīng)用生態(tài)學(xué)報(bào), 27(2): 611—621

尚碧嬌, 左志晗, 竇春萌等, 2018. 高通量測(cè)序法分析兩株益生菌對(duì)凡納濱對(duì)蝦腸道菌群結(jié)構(gòu)的影響. 水產(chǎn)學(xué)報(bào), 42(12): 1967—1976

金 武, 羅榮彪, 顧若波等, 2015. 池塘工程化養(yǎng)殖系統(tǒng)研究綜述. 漁業(yè)現(xiàn)代化, 42(1): 32—37

胡廷尖, 李 倩, 程海華等, 2018. PIECs技術(shù)參數(shù)優(yōu)化探究及模式設(shè)計(jì)比較. 水產(chǎn)養(yǎng)殖, 39(3): 1—3

賈永義, 顧志敏, 葉金云等, 2011. 翹嘴紅鲌(♀)×團(tuán)頭魴(♂)雜種F1的SRAP標(biāo)記分析. 上海海洋大學(xué)學(xué)報(bào), 20(2): 198—203

顧志敏, 賈永義, 葉金云等, 2008. 翹嘴紅鲌(♀)×團(tuán)頭魴(♂)雜種F1的形態(tài)特征及遺傳分析. 水產(chǎn)學(xué)報(bào), 32(4): 533—544

蔣文枰, 賈永義, 劉士力等, 2016. 鲌魴F1、F2及其親本肌間骨的比較分析. 水生生物學(xué)報(bào), 40(2): 277—286

廖思明, 王志成, 李祥興等, 2006. 跑道式對(duì)蝦養(yǎng)殖生態(tài)系主要生態(tài)因子研究. 水產(chǎn)科學(xué), 25(4): 166—170

薛 明, 何瑤瑤, 邱孟德等, 2017. 高通量測(cè)序分析凡納濱對(duì)蝦育苗期水體菌群結(jié)構(gòu)特征. 水產(chǎn)學(xué)報(bào), 41(5): 785—794

Abdul R S, Griffin M J, Mischke C C, 2019. Biotic and abiotic factors influencing channel catfish egg and gut microbiome dynamics during early life stages. Aquaculture, 498: 556—567

Benli A ? K, K?ksal G, ?zkul A, 2008. Sublethal ammonia exposure of Nile tilapia (L.): effects on gill, liver and kidney histology. Chemosphere, 72(9): 1355—1358

Brown T W, Chappell J A, Boyd C E, 2011. A commercial-scale, in-pond raceway system forcatfish production. Aquacultural Engineering, 44(3): 72—79

Callahan B J, McMurdie P J, Rosen M J, 2016. DADA2: high-resolution sample inference from Illumina amplicon data. Nature Methods, 13(7): 581—583

Cheng C H, Yang F F, Ling R Z, 2015. Effects of ammonia exposure on apoptosis, oxidative stress and immune response in pufferfish (). Aquatic Toxicology, 164: 61—71

D’Orbcastel E R, Blancheton J P, Belaud A, 2009. Water quality and rainbow trout performance in a Danish Model Farm recirculating system: comparison with a flow through system. Aquacultural Engineering, 40(3): 135—143

Foss A, Imsland A K, Roth B, 2009. Effects of chronic and periodic exposure to ammonia on growth and blood physiology in juvenile turbot (). Aquaculture, 296(1—2): 45—50

Ingerslev H C, Strube M L, Von Gersdorff J?rgensen L, 2014. Diet type dictates the gut microbiota and the immune response againstin rainbow trout (). Fish & Shellfish Immunology, 40(2): 624—633

Jones S E, Lennon J T, 2010. Dormancy contributes to the maintenance of microbial diversity. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 107(13): 5881—5886

Qi X Z, Xue M Y, Yang S B, 2017. Ammonia exposure alters the expression of immune-related and antioxidant enzymes-related genes and the gut microbial community of crucian carp (). Fish & Shellfish Immunology, 70: 485—492

Sugita H, Miyajima C, Deguchi Y, 1991. The vitamin B12-producing ability of the intestinal microflora of freshwater fish. Aquaculture, 92: 267—276

Tremaroli V, B?ckhed F, 2012. Functional interactions between the gut microbiota and host metabolism. Nature, 489(7415): 242—249

Tsuchiya C, Sakata T, Sugita H, 2008. Novel ecological niche of, an anaerobic bacterium in the intestinal tracts of freshwater fish. Letters in Applied Microbiology, 46(1): 43—48

Turnbaugh P J, Hamady M, Yatsunenko T, 2009. A core gut microbiome in obese and lean twins. Nature, 457(7228): 480—484

Wang C Z, Lin G R, Yan T, 2014. The cellular community in the intestine of the shrimpand its culture environments. Fisheries Science, 80(5): 1001—1007

Xiong J B, Wang K, Wu J F, 2015. Changes in intestinal bacterial communities are closely associated with shrimp disease severity. Applied Microbiology and Biotechnology, 99(16): 6911—6919

Zheng Y F, Yu M, Liu Y, 2016. Comparison of cultivable bacterial communities associated with Pacific white shrimp () larvae at different health statuses and growth stages. Aquaculture, 451: 163—169

Zheng Y, Wu W, Hu G D, 2018. Gut microbiota analysis of juvenile genetically improved farmed tilapia () by dietary supplementation of different resveratrol concentrations. Fish & Shellfish Immunology, 77: 200—207

ON CHANGES OF INTESTINAL MICROBIOTA OF A NEW HYBRID STRAIN OF (FEMALE) × (MALE) REARED IN IN-POND RACEWAY AQUACULTURE SYSTEM

LI Qian, GUO Jian-Lin, WANG Yu-Chen, JIANG Jian-Hu, SUN Li-Hui, MI Guo-Qiang, CHEN Jian-Ming, GU Zhi-Min

(Zhejiang Institute of Freshwater Fisheries,Agriculture Ministry Key Laboratory of Healthy Freshwater Aquaculture, Huzhou 313001, China)

To study the changes of intestinal microbiota in a new hybrid strain of (femaleBasilewsky × male) reared in an in-pond race (IPR) aquaculture system, 16S rRNA high-throughput sequencing method was used to analyze the microflora structure and diversity of intestinal tract and water samples while the common pond was used as a control group. Results show that the microbial structure of intestinal tract changed obviously in the IPR group and it was strongly dominated by Fusobacteria at phylum level, which occupied 92.47% of the total species. However, three dominant phyla were found in the control group, including Fusobacteria, Proteobacteria, and Firmicutes, with the abundance of 34.45%, 33.30% and 21.30%, respectively. The numbers of microflora in water samples were higher than that of intestinal samples, and their dominant phylum was different. Cyanobacteria was the most abundant phylum in the water of IPR, the relative abundance was 36.53%. Actinobacteria was the second dominant phylum, 24.67%. In contrast, Actinobacteria and Proteobacteria were the most abundant phyla in the control group and their relative abundances were 38.99% and 28.15%, respectively. The diversity index indicates that the Shannon index and Chao1 index were higher in water samples than in that of intestinal tract, and the value of the diversity index in the IPR intestinal sample was the lowest of the all samples. Results reveal that the structure of intestinal microflora in the IPR changed to a certain extent and the diversity of bacterial communities decreased obviously. Attention shall be paid to the intestinal health and culturing management of the IPR.

female× male; intestinal microbiota; in-pond raceway (IPR) aquaculture; high-throughput sequencing

* 浙江省重點(diǎn)研發(fā)計(jì)劃項(xiàng)目, 2018C02033號(hào); 浙江省重點(diǎn)研發(fā)計(jì)劃項(xiàng)目, 2016C020551-1號(hào); 湖州市自然科學(xué)基金項(xiàng)目, 2019YZ12號(hào); 浙江省淡水水產(chǎn)研究所探索性顛覆性項(xiàng)目, 2019TSX06號(hào)。李 倩, 工程師, E-mail: 2008feelkaka@sina.com

郭建林, 高級(jí)工程師, E-mail: wavegjl@aliyun.com; 顧志敏, 研究員, E-mail: guzhimin2006@163.com

2019-12-19,

2020-01-18

S965.112

10.11693/hyhz20191200266