李彥澄,楊婭男,劉鄧平,李 蕾,李 江

基于好氧甲烷氧化菌的反硝化效能及微生物群落研究

李彥澄*,楊婭男,劉鄧平,李 蕾,李 江

(貴州大學(xué)資源與環(huán)境工程學(xué)院,貴州 貴陽(yáng) 550025)

采用氣體循環(huán)序批式生物膜反應(yīng)器(gcSBBR),構(gòu)建反硝化型甲烷好氧氧化(AME-D)系統(tǒng).考察了進(jìn)水氮負(fù)荷的影響,發(fā)現(xiàn)氮負(fù)荷為0.075kg/(m3·d)時(shí),硝酸鹽氮去除率達(dá)到98.93%,其反硝化速率為74.25mg/(L·d),系統(tǒng)的甲烷日平均消耗量為35.91%(初期為50%);掃描電子顯微鏡(SEM)分析結(jié)果顯示,系統(tǒng)中的微生物主要以短桿菌(12~18 μm)為主,并存在少量的絲狀菌(長(zhǎng)150~200 μm);16S rRNA高通量測(cè)序結(jié)果顯示,該系統(tǒng)中的甲烷氧化菌為、、和_ unclassified,反硝化菌為、、、和,其中主要的功能微生物為、和,系統(tǒng)對(duì)氮的去除是由好氧甲烷氧化菌與反硝化菌協(xié)同實(shí)現(xiàn).此外,系統(tǒng)中存在大量以甲醇和甲基胺類物質(zhì)為生長(zhǎng)基質(zhì)的_ uncultured(30.4%).

反硝化型甲烷好氧氧化(AME-D)；甲烷氧化菌；反硝化；gcSBBR；功能微生物

甲烷氧化菌能以甲烷作為唯一的碳源和能源物質(zhì),廣泛分布于自然環(huán)境中,如生活垃圾衛(wèi)生填埋場(chǎng)[1]、泥炭沼澤[2]、煤礦坑[3]、污水處理廠污泥[4]、土壤[5]、水庫(kù)與河流沉積物[6]和深海沉積物[7]等,在碳循環(huán)、氮循環(huán)和氧循環(huán)中起重要作用.相關(guān)研究發(fā)現(xiàn),甲烷氧化菌在氧化甲烷的同時(shí)能實(shí)現(xiàn)氮的去除,該過(guò)程分為反硝化型甲烷好氧氧化(AME-D)[8]和反硝化型甲烷厭氧氧化(ANME-D)[9],如薛松等[10]在研究中構(gòu)建出反硝化型甲烷厭氧氧化系統(tǒng),發(fā)現(xiàn)甲烷轉(zhuǎn)化率為34.7%,并對(duì)系統(tǒng)中的微生物進(jìn)行了分析; Modin等[11]在膜生物反應(yīng)器中成功富集了具有脫氮能力的甲烷氧化菌,培養(yǎng)過(guò)程中采用的氣體為沼氣,并得出了脫氮和甲烷利用之間的關(guān)系為0.25~0.36molN/molCH4,發(fā)現(xiàn)了生物膜表面的優(yōu)勢(shì)菌群為I型甲烷氧化菌. AME-D和 ANME-D過(guò)程均能有效實(shí)現(xiàn)氮的去除,但AME-D過(guò)程需要氧的參與.此外,反硝化型甲烷氧化能實(shí)現(xiàn)對(duì)甲烷的資源化利用,減少甲烷的排放,減緩甲烷排放導(dǎo)致的溫室效應(yīng).由上述可知,反硝化型甲烷氧化具有顯著的經(jīng)濟(jì)和環(huán)境效益,日益受到關(guān)注.

目前,關(guān)于反硝化型甲烷好氧氧化過(guò)程(AME- D)的作用機(jī)理存在兩種解釋:①反硝化過(guò)程由好氧甲烷氧化菌實(shí)現(xiàn),相關(guān)研究發(fā)現(xiàn),部分甲烷氧化菌的基因中含有脫氮基因、和等[12];②反硝化過(guò)程由好氧甲烷氧化菌和反硝化細(xì)菌協(xié)同實(shí)現(xiàn),甲烷氧化菌氧化甲烷會(huì)產(chǎn)生中間產(chǎn)物,如甲醇、甲醛、乙酸鹽和檸檬酸鹽等,所產(chǎn)生的中間產(chǎn)物為反硝化細(xì)菌提供碳源[8].AME-D的反應(yīng)過(guò)程可通過(guò)表1中的化學(xué)方程式進(jìn)行描述.

表1 反硝化型甲烷好氧氧化(AME-D) 化學(xué)方程式[8]

為了探究反硝化型甲烷好氧氧化過(guò)程(AME-D)的脫氮效能及功能微生物,研究采用氣體循環(huán)序批式生物膜反應(yīng)器(gcSBBR),構(gòu)建反硝化型甲烷好氧氧化系統(tǒng),考察了進(jìn)水氮負(fù)荷的影響,采用氣相色譜儀(GC)分析反應(yīng)器中甲烷氣體的變化,通過(guò)掃描電子顯微鏡(SEM)分析系統(tǒng)中微生物的形態(tài),并采用16S rRNA高通量測(cè)序分析微生物種群結(jié)構(gòu),識(shí)別主要的好氧甲烷氧化菌與反硝化菌.研究結(jié)果可為甲烷與氮的有效控制提供理論依據(jù),并能為脫氮工藝的改進(jìn)提供技術(shù)支持.

1 材料與方法

1.1 試驗(yàn)裝置

圖1 氣體循環(huán)的序批式生物膜反應(yīng)器(gcSBBR)

① 水箱; ②進(jìn)水; ③出水; ④ CH4進(jìn)氣口; ⑤ O2進(jìn)氣口; ⑥正-負(fù)壓力表; ⑦通氣口; ⑧取樣口; ⑨空氣進(jìn)氣口; ⑩單向閥;?蠕動(dòng)泵;?出水及取樣口;?氣體循環(huán)管;?曝氣頭;?熱水循環(huán)管;?NMS 培養(yǎng)液及廢水進(jìn)入口;?進(jìn)水箱;恒溫水浴鍋

采用氣體循環(huán)序批式生物膜反應(yīng)器(gcSBBR),該試驗(yàn)裝置由氣罐(有效容積為5L)和生物膜反應(yīng)器(有效容積為2.25L,纖維絲柔性填料,填充率為45%)兩部分組成(圖1),使反應(yīng)器中同時(shí)形成厭氧、缺氧和好氧環(huán)境.氣體在氣罐和生物膜反應(yīng)器之間通過(guò)蠕動(dòng)泵進(jìn)行循環(huán),進(jìn)水從反應(yīng)器的頂部重力加入,通過(guò)循環(huán)熱水控制溫度.

1.2 試驗(yàn)水質(zhì)

試驗(yàn)進(jìn)水采用人工配水,其中氮污染物采用KNO3模擬,其他營(yíng)養(yǎng)物質(zhì)與Nitrite Mineral Salt (NMS)培養(yǎng)液[13]相同,其濃度分別為(mg/L): MgSO4·7H2O,1000;CaCl·2H2O,200;Fe-EDTA,0.38;Na2MoO4·H2O,0.26;FeSO4·7H2O,0.90;MnCl2·4H2O,0.02;CoCl2·6H2O,0.05;H3BO3,0.015;Na-EDTA,0.25;ZnSO4·7H2O,0.40;NiCl2·6H2O, 0.01;CuSO4·5H2O,1.25; Na2HPO4·12H2O,71.60;KH2PO4·7H2O,26.00.

1.3 試驗(yàn)方法

反應(yīng)器接種污水處理廠濃縮池污泥,接種的干污泥量為8g/L,加入混合氣體為甲烷:氧氣=1:1,即甲烷比例為50%,控制反應(yīng)器的溫度為30℃,采用間歇式運(yùn)行的方式,運(yùn)行周期為“進(jìn)水0.5h-反應(yīng)23h-出水 0.5h”,排水比為1/2,進(jìn)水的同時(shí)更新反應(yīng)器中的混合氣體.反應(yīng)器運(yùn)行初期的進(jìn)水硝酸鹽氮濃度為150mg/L(即氮負(fù)荷:0.075kg/(m3·d)),待反應(yīng)器運(yùn)行穩(wěn)定后,調(diào)節(jié)進(jìn)水硝酸鹽氮濃度分別為300mg/L(即氮負(fù)荷:0.15kg/(m3·d))和500mg/L(即氮負(fù)荷:0.25kg/ (m3·d)).采集每個(gè)周期的進(jìn)氣和出氣,采用氣相色譜儀分析甲烷的含量,并檢查出水的DO、pH值、硝酸鹽氮和亞硝酸鹽氮.待反應(yīng)器運(yùn)行穩(wěn)定時(shí),通過(guò)掃描電子顯微鏡分析微生物的形態(tài),并對(duì)反應(yīng)器中的微生物開(kāi)展16S rRNA高通量測(cè)序分析.

1.4 分析方法

DO和pH值采用HACH便攜式多參數(shù)數(shù)字化分析儀分析,硝酸鹽氮的分析采用紫外分光光度法(實(shí)行)(HJ/T 346-2007),亞硝酸鹽氮的分析采用N-(1-萘基)-乙二胺分光光度法[14].

甲烷氣體通過(guò)氣相色譜儀(GC-2010Plus, SHIMADZU, Japan)進(jìn)行檢測(cè),采用的色譜柱型號(hào)為Rt-Q-BOND (30m × 0.53mm × 20μm),配置TCD檢測(cè)器,采用氮?dú)庾鳛檩d氣,總流量為36.9mL/min,進(jìn)樣量1μL[15].

掃描電子顯微鏡分析(SEM):取適量的生物膜,采用4%的多聚甲醛固定1h后,使用0.9%生理鹽水清洗2次;再依次使用濃度分別為30%、50%、70%、80%、90%和100%的乙醇脫水處理;然后依次使用濃度分別為50%、70%、90%、95%和100%的叔丁醇進(jìn)行置換處理;將樣品放在樣品托上鍍金處理200s后,采用掃描電子顯微鏡(S-3400N, Hitachi, Japan)進(jìn)行觀察并拍照.

16S rRNA高通量測(cè)序分析:采集反應(yīng)器中的微生物,立即在-40℃條件下保存,然后送至微生物分析公司進(jìn)行16S rRNA基因的V3-V4之間的高變區(qū)測(cè)序,選用細(xì)菌通用引物338F(5’-ACTCCTACGG- GAGGCAGCAG-3’)和806R(5’-GGACTACHVGG- GTWTCTAAT-3’).微生物分析公司接收到樣品后,提取微生物的DNA,提取的合格DNA進(jìn)行PCR擴(kuò)增和產(chǎn)物純化,擴(kuò)增反應(yīng)體系為:5×FastPfu Buffer 4μL,2.5mmol/L dNTPs 2μL,引物(2.5mmol/L)各0.8μL,FastPfu聚合酶0.4μL,BSA 0.2μL,模板DNA 10ng,ddH2O補(bǔ)至20μL.采用ABI GeneAmp? 9700型PCR擴(kuò)增儀,擴(kuò)增程序?yàn)?95 ℃預(yù)變性3min,95 ℃變性30s,55 ℃退火30s,72 ℃延伸45s,27個(gè)循環(huán), 72℃延伸10min.擴(kuò)增結(jié)束后,采用2%瓊脂糖凝膠電泳檢測(cè)PCR產(chǎn)物,上樣量為3μL.然后對(duì)PCR產(chǎn)物進(jìn)行定量和均一化,構(gòu)建Illumina平臺(tái)文庫(kù),進(jìn)行Illumina平臺(tái)測(cè)序,然后對(duì)所得到的數(shù)據(jù)進(jìn)行生物信息分析,包括OTU聚類、物種注釋及分類、群落組成等分析.

2 結(jié)果與討論

2.1 反硝化型甲烷好氧氧化系統(tǒng)構(gòu)建

系統(tǒng)構(gòu)建過(guò)程中對(duì)甲烷的消耗量如圖2所示,在前20d內(nèi),系統(tǒng)對(duì)甲烷的消耗量呈緩慢增長(zhǎng)趨勢(shì),從第21d開(kāi)始,系統(tǒng)對(duì)甲烷的消耗量迅速增加,運(yùn)行至第37d時(shí),系統(tǒng)對(duì)甲烷的消耗量達(dá)到30.10%,從第38d開(kāi)始,系統(tǒng)對(duì)甲烷的消耗量趨于穩(wěn)定,反應(yīng)器運(yùn)行第37~98d的甲烷日平均消耗量為35.91%.由此可知,采用gcSBBR構(gòu)建出甲烷氧化菌系統(tǒng)的時(shí)間約為37d,該系統(tǒng)構(gòu)建時(shí)間與Pfluger等[16]的研究結(jié)果類似,Pfluger等采用流化床富集培養(yǎng)甲烷氧化菌,當(dāng)運(yùn)行至35d時(shí),出現(xiàn)了大量的優(yōu)勢(shì)甲烷氧化菌spp. Strains.

如圖2所示,當(dāng)進(jìn)水中硝酸鹽氮的濃度升高至300mg/L[0.15kg/(m3·d)]時(shí),系統(tǒng)對(duì)甲烷的日平均消耗量變?yōu)?1.72%,而進(jìn)水中硝酸鹽氮的濃度升高至500mg/L[0.25kg/(m3·d)]時(shí),系統(tǒng)對(duì)甲烷的日平均消耗量變?yōu)?4.65%,說(shuō)明系統(tǒng)的甲烷消耗量隨氮負(fù)荷的升高而增加.通過(guò)分析系統(tǒng)出水的pH值和DO(表2),發(fā)現(xiàn)不同氮負(fù)荷條件下的pH值均呈中性,而DO隨氮負(fù)荷的升高而有一定程度的降低,主要是由于系統(tǒng)對(duì)甲烷的消耗量增加后,在氧化甲烷的過(guò)程中消耗了更多的DO.

圖2 甲烷消耗量日變化

表2 系統(tǒng)出水的pH值和DO

不同氮負(fù)荷條件下系統(tǒng)出水中的總氮、硝酸鹽氮和亞硝酸鹽氮如圖3所示,結(jié)果顯示,隨著氮負(fù)荷的增加,系統(tǒng)對(duì)硝酸鹽氮的去除量逐漸增加,當(dāng)?shù)?fù)荷為0.25kg/(m3·d)時(shí),硝酸鹽氮去除量達(dá)到333.98mg/L,其最大反硝化速率為167.01mg/(L·d);隨著氮負(fù)荷的增加,系統(tǒng)對(duì)硝酸鹽氮去除率逐漸降低,當(dāng)?shù)?fù)荷為0.075kg/(m3·d)時(shí),硝酸鹽氮去除率達(dá)到98.93%,其反硝化速率為74.25mg/(L·d).相關(guān)研究如Sun等[17]采用膜生物反應(yīng)器(MBfR)成功構(gòu)建出好氧甲烷氧化-脫氮系統(tǒng),發(fā)現(xiàn)進(jìn)水硝酸鹽氮為30mg/L時(shí),硝酸鹽氮去除率可以達(dá)到97%; Kampman等[18]采用膜生物反應(yīng)器中成功培養(yǎng)出了具有脫氮能力的甲烷氧化菌,實(shí)現(xiàn)的最大脫氮容積速率為36mg/(L·d);周祥玉等[19]在序批式反應(yīng)器研究了微氧條件下氮的去除,發(fā)現(xiàn)硝酸鹽氮和亞硝酸鹽氮的去除率分別為3.69mg/(L·d)和18.04mg/(L·d);盧培利等[20]研究了亞硝酸鹽型厭氧甲烷氧化,實(shí)現(xiàn)的最大脫氮速率為73.10mg/(L·d).通過(guò)對(duì)比分析可知,相比已有研究所報(bào)道的系統(tǒng),采用gcSBBR構(gòu)建出的好氧甲烷氧化菌反硝化系統(tǒng)具有較高的反硝化脫氮速率和硝酸鹽氮去除率,其原因可能為研究所采用的gcSBBR系統(tǒng)提供了一個(gè)甲烷與微生物充分接觸的環(huán)境,使系統(tǒng)中富集了更多的功能微生物,提高了系統(tǒng)的脫氮速率.此外,系統(tǒng)運(yùn)行穩(wěn)定后,出水中存在一定的COD濃度,且不同氮負(fù)荷下的COD濃度相差不大,其平均COD濃度為35±4mg/L,說(shuō)明出水中含有一定濃度的有機(jī)物,其原因可能為甲烷被微生物利用過(guò)程中產(chǎn)生的中間產(chǎn)物、酶或者脫落的菌體引起.

圖3 不同硝酸鹽氮濃度條件下反應(yīng)器出水TN、NO3--N和NO2—N

2.2 微生物的形態(tài)分析

圖4 生物膜的掃描電子顯微鏡(SEM)分析

由Semrau等[21]對(duì)甲烷氧化菌的綜述可知,甲烷氧化菌的細(xì)胞形態(tài)存在橢圓狀、球狀、桿狀、球桿狀、梭狀、彎曲球狀、棒狀和梨狀等,也有的甲烷氧化菌為絲狀[22].通過(guò)掃描電子顯微鏡(SEM)分析反應(yīng)器中的微生物形態(tài),如圖4所示,系統(tǒng)中的微生物主要以短桿菌(12~18μm)為主,并存在少量的絲狀菌(長(zhǎng)150~200μm),在細(xì)菌周邊還存在大量似胞外聚合物(EPS)[23]的物質(zhì).

2.3 微生物群落結(jié)構(gòu)分析

對(duì)反應(yīng)器中的生物膜進(jìn)行16S rRNA高通量測(cè)序,獲得41685條序列,并按照97%相似性對(duì)非重復(fù)序列(不含單序列)進(jìn)行OTU聚類,得到307個(gè)OUT.進(jìn)一步對(duì)OTU代表序列進(jìn)行分類學(xué)分析,共發(fā)現(xiàn)30門(mén)、112科和156屬.在門(mén)水平上(圖5A),主要以變形菌門(mén)(Proteobacteria)為主,其相對(duì)豐度高達(dá)59.47%,變形菌門(mén)為革蘭氏陰性細(xì)菌的最大的組成部分,早在1994年就有研究學(xué)者發(fā)現(xiàn)用于水處理的微生物主要為變形菌門(mén)[24],且大部分甲烷氧化菌和反硝化細(xì)菌均屬于變形菌門(mén).此外,其他的分類主要為疣微菌門(mén)(Verrucomicrobia)(11.16%)、擬桿菌門(mén)(Bacteroidetes) (11.10%)和螺旋菌門(mén)(Spirochaetae) (8.94%).

在科水平上(圖5B),嗜甲基菌科(Methylophilaceae)和甲基球菌科(Methylococcaceae)的相對(duì)豐度最高,分別為30.74%和11.70%.其中,甲基球菌科屬于I型甲烷氧化菌[25],具有氧化甲烷的能力,通過(guò)產(chǎn)生的酶pMMO或sMMO將甲烷氧化成甲醇[26],甲基球菌科也可直接利用甲醇作為生長(zhǎng)基質(zhì)[27].而嗜甲基菌科是一種甲基營(yíng)養(yǎng)菌,主要發(fā)現(xiàn)于活性污泥、河道和湖泊等,不能直接利用甲烷[28],主要以甲醇和甲基胺類物質(zhì)為生長(zhǎng)基質(zhì)[29],嗜甲基菌科在系統(tǒng)中大量存在,可能是由于甲烷氧化過(guò)程的中間產(chǎn)物主要為甲醇、甲醛、甲酸等有機(jī)物[8],Xia等[30]在富集甲烷氧化菌時(shí),分離出的最優(yōu)勢(shì)微生物也屬于嗜甲基菌科,表明甲烷氧化菌氧化甲烷后產(chǎn)生的有機(jī)物可被其他微生物利用[31].此外, Kalyuhznaya等[32]研究發(fā)現(xiàn)嗜甲基菌科在湖泊沉積物的反硝化脫氮過(guò)程中具有一定的作用.其他相對(duì)豐度較高的為FukuN18淡水組(FukuN18_ freshwater_group)(10.93%)、細(xì)螺旋體科(Leptospiraceae) (5.68%)、多囊粘菌科(Polyangiaceae) (4.46%)和腐螺旋菌科(Saprospiraceae)(3.89%).其中豐度較高的FukuN18淡水組(FukuN18_freshwater_ group)被廣泛發(fā)現(xiàn)存在于湖、河的底泥中[33-34],該類微生物還不能進(jìn)行純培養(yǎng),其生存環(huán)境中主要富含腐殖酸等有機(jī)物, FukuN18淡水組可能主要以甲烷氧化菌產(chǎn)生的中間產(chǎn)物為營(yíng)養(yǎng)物質(zhì).

在屬水平上(圖6),甲烷氧化菌屬包括(10.49%)、(0.35%)、(0.34%)和_ unclassified (0.53%)[25],其中的相對(duì)豐度最高, 是該系統(tǒng)中的主要甲烷氧化菌, 屬于甲基球菌科(),其形態(tài)為桿狀或球狀,僅能產(chǎn)生pMMO,此外,也只能產(chǎn)生pMMO,而可以產(chǎn)生sMMO和pMMO[21],說(shuō)明系統(tǒng)中起主要作用的酶為pMMO.此外,系統(tǒng)中的反硝化菌屬包括(1.21%)、(0.76%)、(0.052%)、(0.017%)和(0.014%)[35],其中常見(jiàn)于城鎮(zhèn)污水處理廠的活性污泥中,可利用硝酸鹽和有機(jī)物作為營(yíng)養(yǎng)物質(zhì),將化合態(tài)的氮還原成N2O和N2[36].是氫營(yíng)養(yǎng)型反硝化細(xì)菌,存在于污水處理廠活性污泥[37]、地下水環(huán)境[38]和試驗(yàn)裝置[39],由于和的豐度最高,說(shuō)明這兩類微生物是該系統(tǒng)的主要反硝化細(xì)菌.

此外,屬于嗜甲基菌科的主要為_(kāi) uncultured(30.40%)和(0.34%)[28],這兩類微生物豐度相對(duì)較高的原因可能為系統(tǒng)中甲烷氧化過(guò)程中產(chǎn)生了大量含甲基的中間產(chǎn)物,也間接說(shuō)明系統(tǒng)進(jìn)氣中甲烷比例偏高.

由上述可知,系統(tǒng)中同時(shí)存在大量好氧甲烷氧化菌和反硝化菌,豐度最大的甲烷氧化菌為,豐度較多的反硝化菌為和,說(shuō)明這3類微生物是系統(tǒng)中最主要的功能微生物.系統(tǒng)對(duì)氮的去除是由好氧甲烷氧化菌與反硝化菌協(xié)同實(shí)現(xiàn).

圖6 屬水平上的微生物分類

3 結(jié)論

3.1 采用氣體循環(huán)序批式生物膜反應(yīng)器(gcSBBR)構(gòu)建出反硝化型甲烷好氧氧化系統(tǒng),實(shí)現(xiàn)較高的反硝化脫氮速率(74.25mg/L·d)和硝酸鹽氮去除率(98.93%),并考察了不同氮負(fù)荷對(duì)脫氮效率和甲烷消耗量的影響.

3.2 掃描電子顯微鏡(SEM)分析結(jié)果顯示,反應(yīng)器中的微生物主要以短桿菌為主,并存在少量的絲狀菌.

3.3 高通量測(cè)序結(jié)果顯示,系統(tǒng)中起主要作用的甲烷氧化菌為,主要的反硝化菌為和. 系統(tǒng)對(duì)氮的去除是由好氧甲烷氧化菌與反硝化菌協(xié)同實(shí)現(xiàn).

[1] 郭 敏,何品晶,呂 凡,等.垃圾填埋場(chǎng)覆土層Ⅱ型甲烷氧化菌的群落結(jié)構(gòu)[J]. 中國(guó)環(huán)境科學(xué), 2008,28(6):536-541. Guo M, He P J, Lv F, et al. Type II methanotrophs community structure in the cover soils of landfill [J]. China Environmental Science, 2008,28(6):536-541.

[2] Raghoebarsing A A, Smolders A J P, Schmid M C, et al. Methanotrophic symbionts provide carbon for photosynthesis in peat bogs [J]. Nature, 2005,436(7054):1153-1156.

[3] Han B, Chen Y, Abell G, et al. Diversity and activity of methanotrophs in alkaline soil from a Chinese coal mine [J]. FEMS Microbiology Ecology, 2009,70(2):40-51.

[4] Ho A, Vlaeminck S E, Ettwig K F, et al. Revisiting methanotrophic communities in sewage treatment plants [J]. Applied and Environmental Microbiology, 2013,79(8):2841-2846.

[5] Belkhelfa S, Labadie K, Cruaud C, et al. Complete genome sequence of the facultative methylotroph methylobacterium extorquens TK 0001isolated from soil in poland [J]. Genome Announcements, 2018, 6(8).

[6] 劉 洋,陳永娟,王曉燕,等.水庫(kù)與河流沉積物中好氧甲烷氧化菌群落差異性研究[J]. 中國(guó)環(huán)境科學(xué), 2018,(5):1844-1854. Liu Y, Chen Y J, Wang X Y, et al. Microbial communities differences between aerobic methanotrophs in Miyun Reservoir and North Canal [J]. China Environmental Science, 2018,(5):1844-1854.

[7] Ruff S E, Felden J, Gruber-Vodicka H R, et al. In situ development of a methanotrophic microbiome in deep-sea sediments [J]. The ISME Journal, 2019,13(1):197-213.

[8] Zhu J, Wang Q, Yuan M, et al. Microbiology and potential applications of aerobic methane oxidation coupled to denitrification (AME-D) process: A review [J]. Water Research, 2016,90:203-215.

[9] Haroon M F, Hu S, Shi Y, et al. Anaerobic oxidation of methane coupled to nitrate reduction in a novel archaeal lineage [J]. Nature, 2013,501(7468).

[10] 薛 松,張夢(mèng)竹,李 琳,等.甲烷厭氧氧化協(xié)同硝酸鹽還原菌群馴化及其群落特征[J]. 環(huán)境科學(xué), 2018,39(3):1357-1364. Xu S, Zhang M Z, Li L, et al. Acclimatization and community structure analysis of the microbial consortium in nitrate-dependent anaerobic methane oxidation [J]. Environmental Science, 2018,39(3): 1357-1364.

[11] Modin O, Fukushi K, Nakajima F, et al. Nitrate removal and biofilm characteristics in methanotrophic membrane biofilm reactors with various gas supply regimes [J]. Water Research, 2010,44(1):85-96.

[12] Stein L Y, Klotz M G. Nitrifying and denitrifying pathways of methanotrophic bacteria [J]. Biochemical Society Transactions, 2011, 39(6):1826-1831.

[13] 江 皓.甲烷氧化混合菌群的富集培養(yǎng)及其治理瓦斯工藝研究[D]. 北京:清華大學(xué), 2010. Jiang H. Enrichment culture of mixed Methanotrophic community and its application in coal mine gas control [D]. Beijing: Tsinghua University, 2010.

[14] 國(guó)家環(huán)境保護(hù)總局.水和廢水監(jiān)測(cè)分析方法[M]. 第4版.中國(guó)環(huán)境科學(xué)出版社, 2002. State Environmental Protection Administration. Water and wastewater monitoring and analysis methods [M]. 4th Ed. China Environmental Science Press, 2002.

[15] Sheets J P, Ge X, Li Y. Effect of limited air exposure and comparative performance between thermophilic and mesophilic solid-state anaerobic digestion of switchgrass [J]. Bioresource Technology, 2015, 180:296-303.

[16] Pfluger A R, Wu W, Pieja A J, et al. Selection of Type I and Type II methanotrophic proteobacteria in a fluidized bed reactor under non-sterile conditions [J]. Bioresource Technology, 2011,102(21): 9919-9926.

[17] Sun F, Dong W, Shao M, et al. Aerobic methane oxidation coupled to denitrification in a membrane biofilm reactor: Treatment performance and the effect of oxygen ventilation [J]. Bioresource Technology, 2013, 145:2-9.

[18] Kampman C, Temmink H, Hendrickx T L G, et al. Enrichment of denitrifying methanotrophic bacteria from municipal wastewater sludge in a membrane bioreactor at 20°C [J]. Journal of Hazardous Materials, 2014,274:428-435.

[19] 周祥玉,趙云飛,李 東,等.微氧條件下以甲烷為碳源的反硝化實(shí)驗(yàn)研究[J]. 環(huán)境科學(xué)學(xué)報(bào), 2017,(5):1704-1710. Zhou X Y, Zhao Y F, Li D, et al. Experimental study on denitrification using methane as carbon source under microaerobic condition [J]. Acta Scientiae Circumstantiae, 2017,(5):1704-1710.

[20] 盧培利,唐熒霜,丁阿強(qiáng),等.亞硝酸鹽型厭氧甲烷氧化過(guò)程強(qiáng)化新視角:排泥及其微生物機(jī)制研究[J]. 環(huán)境科學(xué)學(xué)報(bào), 2019:1-9. Lu P L, Tang Y S, Ding A Q, et al. New insight into the enhancement of nitrite-dependent anaerobic methane oxidation: withdrawing sludge and its microbial mechanism [J]. Acta Scientiae Circumstantiae, 2019: 1-9.

[21] Semrau J D, Dispirito A A, Yoon S. Methanotrophs and copper [J]. FEMS Microbiology Reviews, 2010,34(4):496-531.

[22] Stoecker K, Bendinger B, Schoning B, et al. Cohn's Crenothrix is a filamentous methane oxidizer with an unusual methane monooxygenase [J]. Proceedings of The National Academy of Sciences of the United States of America, 2006,103(7):2363-2367.

[23] Sheng G, Yu H, Li X. Extracellular polymeric substances (EPS) of microbial aggregates in biological wastewater treatment systems: A review [J]. Biotechnology Advances, 2010,28(6):882-894.

[24] Manz W, Wagner M, Amann R, et al. In-situ characterization of the microbial consortia active in 2 waste-water treatment plants [J]. Water Research, 1994,28(8):1715-1723.

[25] Bowman J P. The Family Methylococcaceae [J]. The Prokaryotes: Gammaproteobacteria, 2014:411-440.

[26] Kalyuzhnaya M G, Puri A W, Lidstrom M E. Metabolic engineering in methanotrophic bacteria [J]. Metabolic Engineering, 2015,29:142-152.

[27] Bowman J. The Methanotrophs - The Families Methylococcaceae and Methylocystaceae [M]//The Prokaryotes: Volume 5: Proteobacteria: Alpha and Beta Subclasses, New York, NY: Springer New York, 2007: 266-289.

[28] Doronina N, Kaparullina E, Trotsenko Y. The family methylophilaceae [J]. The Prokaryotes: Alphaproteobacteria and Betaproteobacteria, 2014:869-880.

[29] Beck D A C, Mctaggart T L, Setboonsarng U, et al. The expanded diversity of methylophilaceae from Lake Washington through cultivation and genomic sequencing of novel ecotypes [J]. PLOS ONE, 2014,9(e1024587).

[30] Xia F, Zou B, Shen C, et al. Complete genome sequence of Methylophilus sp TWE2 isolated from methane oxidation enrichment culture of tap-water [J]. Journal of Biotechnology, 2015,211:121-122.

[31] Beck D A C, Kalyuzhnaya M G, Malfatti S, et al. A metagenomic insight into freshwater methane-utilizing communities and evidence for cooperation between the Methylococcaceae and the Methylophilaceae [J]. PEERJ, 2013,1(e23).

[32] Kalyuhznaya M G, Martens-Habbena W, Wang T, et al. Methylophilaceae link methanol oxidation to denitrification in freshwater lake sediment as suggested by stable isotope probing and pure culture analysis [J]. Environmental Microbiology Reports, 2009, 1(5):385-392.

[33] Yang Y, Li S, Gao Y, et al. Environment-driven geographical distribution of bacterial communities and identification of indicator taxa in Songhua River [J]. Ecological Indicators, 2019,101:62-70.

[34] Newton R J, Kent A D, Triplett E W, et al. Microbial community dynamics in a humic lake: differential persistence of common freshwater phylotypes [J]. Environmental Microbiology, 2006,8(6): 956-970.

[35] 李振靈,丁彥禮,白少元,等.潛流人工濕地基質(zhì)結(jié)構(gòu)與微生物群落特征的相關(guān)性[J]. 環(huán)境科學(xué), 2017,(9):3713-3720. Li Z L, Ding Y L, Bai S Y, et al. Correlations between substrate structure and microbial community in subsurface flow constructed wetlands [J]. Environmental Science, 2017,(9):3713-3720.

[36] Fahrbach M.gen. nov., sp. nov., a 17 beta-oestradiol-degrading, denitrifying betaproteobacterium [J]. International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology, 2006,56(7):1547-1552.

[37] J?rgensen K S, Pauli A S. Polyphosphate accumulation among denitrifying bacteria in activated sludge [J]. Anaerobe, 1995,1(3): 161-168.

[38] Moreno B, Gómez M A, González-López J, et al. Inoculation of a submerged filter for biological denitrification of nitrate polluted groundwater: a comparative study [J]. Journal of Hazardous Materials, 2005,117(2/3):141-147.

[39] Mansell B O, Schroeder E D. Hydrogenotrophic denitrification in a microporous membrane bioreactor [J]. Water Research, 2002,36(19): 4683-4690.

Denitrification efficiency and microbial community research in an aerobic methanotroph-based system.

LI Yan-cheng*, YANG Ya-nan, LIU Deng-ping, LI Lei, LI Jiang

(College of Resources and Environmental Engineering, Guizhou University, Guiyang 550025, China)., 2019,39(10)：4387~4393

An aerobic methane oxidation coupled to denitrification (AME-D) was constructed using a gas circulation sequencing batch biofilm reactor (gcSBBR), and nitrogen loading in influent was observed. It was found that the removal rate of nitrate nitrogen reached 98.93% and the denitrification rate 74.25mg/(L·d) when the nitrogen load was 0.075kg/(m3·d), and the average daily consumption of methane was 35.91% (at the initial stage: 50%). According to scanning electron microscopy (SEM) results, microorganisms in the system were mainly(12~18μm), dotted with a few filamentous bacteria (150~200μm). The high-throughput sequencing of 16S rRNA indicated that methanotroph were,and, the denitrifying bacteria,,,and, and the main functional bacteria,andin this system. Nitrogen was removed by the synergism of aerobic methanotroph and denitrifying bacteria. In addition, a large volume of(30.4%), which utilized methanol and methylamine as growth substrates, was found.

An aerobic methane oxidation coupled to denitrification (AME-D)；methanotroph；denitrification；gcSBBR；functional microorganisms

X172

A

1000-6923(2019)10-4387-07

李彥澄(1989-),男,重慶人,講師,博士,主要從事廢水處理理論與技術(shù)方向研究.發(fā)表論文5篇.

2019-03-26

貴州省科技計(jì)劃項(xiàng)目(黔科合基礎(chǔ)[2019]1079號(hào));貴州省教育廳青年科技人才成長(zhǎng)項(xiàng)目(黔教合KY字[2018]118);貴州大學(xué)培育項(xiàng)目(黔科合平臺(tái)人才[2017]5788)

* 責(zé)任作者, 講師, flywithwin08@163.com