陳凌云　余芳潔　陳君杰　朱祝軍　王華森　郁有健

摘要：硫代葡萄糖苷（簡(jiǎn)稱硫苷）是十字花科植物中富含氮、硫的次生代謝產(chǎn)物，在植物防御和人類營(yíng)養(yǎng)健康方面具有重要作用。源于硫苷可變氨基酸側(cè)鏈的不同修飾，賦予了硫苷結(jié)構(gòu)的多樣性及其代謝產(chǎn)物的特殊活性。歸納和總結(jié)了近年來(lái)脂肪族、吲哚族和芳香族硫苷的二次修飾、轉(zhuǎn)錄因子和幾種關(guān)鍵植物激素對(duì)硫苷二次修飾的調(diào)控作用以及硫苷二次修飾相關(guān)基因?qū)α蜍蘸铣煞答佌{(diào)節(jié)的研究進(jìn)展。這對(duì)于深入認(rèn)識(shí)硫苷合成和調(diào)控的分子機(jī)理以及十字花科蔬菜作物的抗性和高品質(zhì)育種具有重要意義。

關(guān)鍵詞：硫代葡萄糖苷;二次修飾;轉(zhuǎn)錄因子;調(diào)控;多樣性;研究進(jìn)展

中圖分類號(hào)： S184? 文獻(xiàn)標(biāo)志碼： A? 文章編號(hào)：1002-1302（2019）04-0022-07

硫代葡萄糖苷（glucosinolates，GSLs）簡(jiǎn)稱硫苷，是富含氮、硫的植物次生代謝產(chǎn)物，主要存在于十字花科植物中，它的降解產(chǎn)物在植物的防御性反應(yīng)中起重要作用[1-2]，同時(shí)這些代謝產(chǎn)物也與人類的營(yíng)養(yǎng)和健康息息相關(guān)[3]。截至2011年，在自然界植物中發(fā)現(xiàn)的硫苷已達(dá)132種[4]。硫苷種類豐富，結(jié)構(gòu)多樣，但都具有相同的基本結(jié)構(gòu)，包括含糖基團(tuán)、硫酸鹽基團(tuán)和可變的非糖側(cè)鏈（R）3個(gè)部分。根據(jù)R的不同，可將硫苷分成脂肪族、吲哚族和芳香族三大類。硫苷的合成可分為氨基酸側(cè)鏈的延伸、核心結(jié)構(gòu)的形成和側(cè)鏈的二次修飾這3個(gè)步驟[5]。

側(cè)鏈的二次修飾是不同硫苷合成的最后一步，不同修飾路徑能夠得到具有特殊活性的硫苷，在很大程度上促成了硫苷種類的多樣性[6-7]，因此側(cè)鏈的二次修飾在硫苷合成的整個(gè)路徑中具有突出的意義。例如，脂肪族硫苷降解得到的異硫氰酸鹽可以抵抗核盤菌，它的毒性取決于其側(cè)鏈的結(jié)構(gòu)[1];甲基亞磺酰烷硫苷側(cè)鏈上的硫原子經(jīng)過氧化之后其降解產(chǎn)物才具有抗癌活性，并且抗癌活性根據(jù)其側(cè)鏈長(zhǎng)度不同而存在差異[8]。因此，明確硫苷側(cè)鏈二次修飾過程中相關(guān)基因的功能，解析各種硫苷形成相關(guān)關(guān)鍵基因的調(diào)控機(jī)理，對(duì)于培育抗性強(qiáng)、品質(zhì)好的十字花科蔬菜等農(nóng)作物有重要的意義。

本文從脂肪族、吲哚族和芳香族硫苷的二次修飾、轉(zhuǎn)錄因子和幾種關(guān)鍵植物激素對(duì)硫苷二次修飾的調(diào)控作用以及硫苷二次修飾相關(guān)基因?qū)α蜍蘸铣傻姆答佌{(diào)節(jié)幾個(gè)方面，對(duì)硫苷二次修飾相關(guān)基因及其調(diào)控的最新研究進(jìn)展進(jìn)行了歸納和總結(jié)，對(duì)于深入認(rèn)識(shí)硫苷合成和調(diào)控的分子機(jī)理及十字花科蔬菜作物的抗性和高品質(zhì)育種具有重要意義。

1 脂肪族硫苷二次修飾的研究進(jìn)展

脂肪族硫苷是植物硫苷中最大的家族，種類也最為豐富。脂肪族硫苷核心結(jié)構(gòu)合成之后，主要經(jīng)過氧化、烯基化、羥基化、苯甲酰化和芥子?；男揎椇笮纬缮锘钚远鄻拥牧蜍铡?/p>

1.1 脂肪族硫苷側(cè)鏈的氧化修飾

脂肪族硫苷核心結(jié)構(gòu)形成之后得到甲基硫烷硫苷（methylthioalkyl GSLs，MtGSLs），其側(cè)鏈上的硫原子經(jīng)黃素單氧化酶氧化修飾之后生成甲基亞磺酰烷硫苷（methylsulfinylalkyl GSLs，MsGSLs）（圖1中的b1～b2）。值得注意的是MsGSLs側(cè)鏈的碳原子為3～8個(gè)，其中側(cè)鏈碳原子數(shù)為4、7、8的MsGSLs的降解產(chǎn)物具有很強(qiáng)的抗癌活性[8]。目前，在擬南芥中共鑒定了7個(gè)黃素單氧化酶基因[AtFMOGS-OX（1-7）][9-10]（表1），AtFMOGS-OX（1-4）主要在葉脈、主根和側(cè)根等局部中表達(dá)，AtFMOGS-OX5則在主脈、各個(gè)分支葉脈及根的全部維管組織中表達(dá)，AtFMOGS-OX6和AtFMOGS-OX7主要在幼苗時(shí)期的維管束細(xì)胞、成熟植株的葉片、花萼、心皮和雄蕊花絲中表達(dá)。除了AtFMOGS-OX4，其余6個(gè)基因都能夠催化硫苷側(cè)鏈上的硫原子氧化，其中AtFMOGS-OX5能夠特異性識(shí)別長(zhǎng)鏈底物[10-12]。此外，最新研究表明，擬南芥中參與黃酮類O-甲基化的重要酶O-甲基轉(zhuǎn)移酶1（AtOMT1）（表1）可能通過一種與FMOGS-OX1相互作用的方式，也參與了甲基亞磺酰硫苷形成相關(guān)的氧化修飾作用[13]，但在該修飾作用中的具體功能和作用方式還須要進(jìn)一步的研究去證明。

1.2 脂肪族硫苷側(cè)鏈的烯基化、羥基化修飾

脂肪族硫苷側(cè)鏈上的硫原子被氧化后，依次再經(jīng)過烯基化和羥基化兩步修飾，或是直接羥基化修飾形成羥基化硫苷（OH-GSLs）。研究表明，2個(gè)編碼2酮-戊二酸的雙加氧酶的基因AOP2和AOP3（表1）對(duì)于脂肪族硫苷側(cè)鏈的烯基化、羥基化修飾具有重要作用，其中AOP2能夠催化MtGSLs形成鏈烯基硫苷，而AOP3能夠催化MtGSLs形成羥烷基硫苷（圖1中的b2～b3）[14]。值得注意的是，4-甲基亞磺酰丁基硫苷（4MSOB）的降解產(chǎn)物被證明具有很好的抗癌活性，因此目前受到更多研究人員的關(guān)注[15]。在蕓薹屬（Brassica）蔬菜作物中，白菜、甘藍(lán)和芥藍(lán)都含有具有功能的AOP2基因，所以它們的4MSOB多數(shù)進(jìn)一步被烯基化，因此含量很低。

西蘭花是甘藍(lán)一個(gè)缺失功能性AOP2基因的變種，其4MSOB不能夠進(jìn)一步被烯基化，故4MSOB的含量相對(duì)較豐富，同時(shí)采用反義RNA的方法抑制芥藍(lán)中AOP2基因的表達(dá)，能夠顯著提高轉(zhuǎn)基因芥藍(lán)株系中4MSOB的含量[16]。鏈烯基硫苷在GS-OH[現(xiàn)證明是一種Fe（Ⅱ）依賴的加氧酶超家族蛋白At2g25450，表1]的進(jìn)一步作用下[17]，能夠進(jìn)一步被修飾成羥基-烯基硫苷[18]（圖1中的b4～b5），這類羥基化的硫苷因其降解產(chǎn)物唑烷-2-硫酮會(huì)引起家畜的甲狀腺腫大，從而使油菜等蕓薹屬作物的應(yīng)用價(jià)值大大降低[17]。

1.3 脂肪族硫苷側(cè)鏈的芥子?；捅郊柞；揎?/p>

目前研究表明，羥基化的脂肪族硫苷3-羥基丙基硫苷（3OHP）和4-羥基丁基硫苷（4OHB），能夠進(jìn)一步通過苯甲?；纬?-苯甲酰氧基丙基硫苷（3BZO）和4-苯甲酰氧基丁基硫苷（4BZO），或是芥子?；揎椇笮纬?-芥子?；趸蜍眨?SIN）和4-芥子酰基氧基丁基硫苷（4SIN）（圖1）[19]。苯甲?；橇蜍毡郊柞；揎椝匦璧?，它是由苯丙氨酸在肉桂酰輔酶A參與下，以β-氧化或非氧化的方式縮短側(cè)鏈后生成的苯甲酸再經(jīng)一系列的反應(yīng)形成的。研究表明，肉桂酰輔酶A連接酶（BZO1）（表1）能夠催化肉桂酸和輔酶A形成肉桂酰輔酶A[19]，進(jìn)一步代謝生成苯甲酰葡萄糖而參與苯甲酰化硫苷的合成[19-20]（圖1）。Lee等研究發(fā)現(xiàn)，擬南芥中絲氨酸羧肽酶類（SCPL）基因AtSCPL19可以催化苯甲酰葡萄糖形成苯甲酰膽堿，從而間接影響苯甲酰化硫苷合成（圖1）;AtSCPL17很可能也是與苯甲?；揎椫苯酉嚓P(guān)的基因，但它是不是硫苷苯甲?；揎椬詈笠徊降男揎椈?，目前仍沒有確切的試驗(yàn)證據(jù)（圖1中的b3～b8、b3～b6）[20]（表1）。值得注意的是，雖然已經(jīng)證明BzGSLs和SnGSLs被修飾之前的硫苷降解產(chǎn)物在抗癌和抗病原菌方面有著重要的應(yīng)用價(jià)值。但是它們的降解產(chǎn)物及其本身到底有怎樣的生物活性，目前尚沒有明確的報(bào)道，有待進(jìn)一步深入研究。

脂肪族硫苷二次修飾分別涉及多個(gè)與氧化、烯基化、羥基化、苯甲?；徒孀吁；嚓P(guān)的基因，它們的多態(tài)性和多樣性是導(dǎo)致脂肪族硫苷種類多變和功能差異的主要原因之一[21]。此外，是否還有其他基團(tuán)能與羥基發(fā)生酰化反應(yīng)，從而使脂肪族硫苷的種類和功能具有更多的可能性，這些也須進(jìn)一步研究和關(guān)注。

2 吲哚族硫苷二次修飾的研究進(jìn)展

側(cè)鏈源于色氨酸的硫苷稱為吲哚族硫苷，其代謝產(chǎn)物涉及植物生長(zhǎng)發(fā)育的多個(gè)方面，并且有助于防御煙蚜等害蟲的侵害和提高植物先天的免疫能力[22-23]。目前研究表明，吲哚族硫苷的二次修飾主要包括氧化、羥基化和甲氧基化。在吲哚族硫苷修飾過程中，細(xì)胞色素P450蛋白家族的CYP81F（1-4）（表1）能夠催化吲哚-3-甲基硫苷（I3M）形成4-羥基-吲哚-3-甲基硫苷（4OH-I3M）或1-羥基-吲哚-3-甲基硫苷（1OH-I3M），再經(jīng)過O-甲基轉(zhuǎn)移酶IGMT1和IGMT2（表1）催化作用， 分別形成1-甲氧基吲哚-3-甲基

硫苷（1MO-I3M）和4-甲氧基吲哚-3-甲基硫苷（4MO-I3M）[24-25]（圖1中的a2～a4、a3～a5）。

研究表明，AtCYP81F（1-4）均能催化I3M形成OH-I3M（圖1中的a1～a2）。CYP81F1、CYP81F2和CYP81F3主要催化I3M生成4OH-I3M，其中CYP81F2起著更加主效的作用。在缺失AtCYP81F2的擬南芥突變體中只能檢測(cè)到少量的4OH-I3M和4MO-I3M，且溫和的滲透脅迫誘導(dǎo)的 4MO-I3M的積累顯著降低，表明AtCYP81F2是4MO-I3M合成的關(guān)鍵基因[24，26]。CYP81F4主要催化1OH-I3M的生成。在白菜中，存在2個(gè)AtCYP81F4的直系同源基因BrCYP81F4-1和BrCYP81F4-2，它們是白菜中1MO-I3M合成的關(guān)鍵基因，其中BrCYP81F4-2在白菜葉中的相對(duì)表達(dá)量最高，而BrCYP81F4-1主要在根中表達(dá)[27]。在擬南芥AtCYP81F4的缺失突變體中分別過表達(dá)這2個(gè)基因表明，植株中1MO-I3M都有較高的積累，而過表達(dá)BrCYP81F4-2植株中的1MO-I3M積累更高，說明BrCYP81F4-2的催化效率更高[27]。此外，不同植物中CYP81F家族的基因還可能存在器官或組織的特異性，有些成員還會(huì)產(chǎn)生亞功能化或新功能化[24，28]。同樣，在擬南芥中的研究也表明，2個(gè)O-甲基轉(zhuǎn)移酶AtIGMT1和AtIGMT2也存在一定的功能冗余[24-25]

關(guān)于擬南芥吲哚族硫苷合成的關(guān)鍵催化酶cyp79B2B3雙突變體的膜蛋白組學(xué)的最新研究表明，擬南芥中參與黃酮類O-甲基化的重要酶AtOMT1（表1）除了參與脂肪族硫苷的二次修飾外，它還可能以一種類似于將甲基槲皮素轉(zhuǎn)變?yōu)楫愂罄钏氐募谆饔梅绞皆诹u基吲哚族硫苷的甲基化過程中起重要作用[13]。此外，細(xì)胞色素P450蛋白家族的AtCYP71B26和主要參與脂肪酸代謝氧化還原反應(yīng)的AtCYP86A7（表1），可能通過與AtCYP81F2直接或間接作用的方式影響4OH-I3M的合成，并且也可能是參與修飾產(chǎn)生1OH-I3M的關(guān)鍵酶[13，29]。到目前為止，有關(guān)AtOMT1、AtCYP86A7和AtCYP71B26在催化生成4OH-I3M和1OH-I3M的過程中所具有的確切生物學(xué)功能，還需要更多的試驗(yàn)去鑒定。

植物吲哚族硫苷能迅速響應(yīng)環(huán)境的變化，例如在有害蟲脅迫時(shí)，超過90%的吲哚族硫苷含量增幅可以達(dá)到1.2～20倍[30]。不同的植物逆境還能夠顯著影響吲哚族硫苷的組分、結(jié)構(gòu)及其二次修飾相關(guān)基因的表達(dá)量，因此未來(lái)同樣須對(duì)吲哚族硫苷的二次修飾進(jìn)行深入的研究和探索。

3 芳香族族硫苷二次修飾的研究進(jìn)展

R基具有芳香基團(tuán)的硫苷稱為芳香族硫苷，分為側(cè)鏈源于絡(luò)氨酸的苯乙基硫苷和苯丙氨酸的芐基硫苷[31]，前者屬于鏈延長(zhǎng)，后者屬于非鏈延長(zhǎng)，它們?cè)谥参锟共∠x害和消除炎癥方面都有獨(dú)特的作用[32]。目前，在十字花科植物中檢測(cè)到的芳香族硫苷有2-苯乙基硫苷、（2R）-2-羥基-2-苯乙基硫苷、（2S）-2-羥基-2-苯乙基硫苷、（3R）-2-羥基-2-（4-羥基苯基）乙基硫苷、4-甲氧基苯乙基硫苷、（R）-2-（4-甲氧基苯基）-乙基硫苷、4-羥基苯硫苷和芐基硫苷、4-羥基芐基硫苷、4-羥基-3，5-二甲氧基芐基硫苷、3，4-二甲氧基芐基硫苷、3，4，5-三甲氧基芐基硫苷、3-羥基芐基硫苷、3-甲氧基芐基硫苷、4-羥基-3-甲氧基芐基硫苷[33-35]。因此，芳香族硫苷側(cè)鏈目前能檢測(cè)到的二次修飾主要是羥基化，可能還存在甲基化和甲氧基化（圖2）。在G型（抗小菜蛾）和P型（不抗小菜蛾）的歐洲山芥中，unigene：CL12207.Contig1All（S-羥基化酶，SHO）和T-Unigene.BMK. 14596（R-羥基化酶，RHO）（表1）是擬南芥中編碼烯烴基脂肪族硫苷羥基化的重要修飾酶At2g25450的同源基因，它們分別能夠催化2-苯乙基硫苷產(chǎn)生2-羥基-2-苯乙基硫苷的異構(gòu)體[36]。另外1種目前未知的para-羥基化酶（PHO）（表1）則能夠繼續(xù)催化（2R）-2-羥基-2-苯乙基硫苷羥基化形成（3R）-2-羥基-2-（4-羥基苯基）乙基硫苷，該硫苷的降解產(chǎn)物為具有很好的殺蟲和抗菌效果的2-噻唑烷酮，不同于它的前體硫苷降解所產(chǎn)生的唑-2-硫酮，且該基因的活性受到植株生長(zhǎng)環(huán)境變化的調(diào)控，但蟲吃處理不能誘導(dǎo)它表達(dá)量的升高和修飾產(chǎn)物的含量增加[34，36]。與芳香族硫苷羥基化修飾相關(guān)基因的研究相比，其甲基化和甲氧基化修飾相關(guān)的基因尚沒有相關(guān)的報(bào)道。目前，雖然對(duì)于十字花科植物中芳香族硫苷種類及其功能的報(bào)道不斷增加，但是關(guān)于芳香族硫苷的二次修飾相關(guān)基因的研究和報(bào)道仍然很少，須進(jìn)一步加深對(duì)這一領(lǐng)域的研究，從分子水平上對(duì)芳香族硫苷苯基及其衍生物的合成進(jìn)行解析，以進(jìn)一步揭示它們?cè)谔岣咧参锟剐赃^程中的作用。

4 轉(zhuǎn)錄因子對(duì)硫苷二次修飾的調(diào)控研究進(jìn)展

在植物發(fā)育的不同階段，硫苷的合成和降解及其在不同器官和組織之間的積累和分布都會(huì)受到各類轉(zhuǎn)錄因子的調(diào)控。MYB是植物最大的轉(zhuǎn)錄因子家族之一，參與調(diào)控植物新陳代謝和生長(zhǎng)發(fā)育的多個(gè)方面，其中一個(gè)亞類的成員能在轉(zhuǎn)錄水平上調(diào)節(jié)硫苷修飾相關(guān)基因的表達(dá)。擬南芥中的硫苷合成的調(diào)控相關(guān)研究表明，AtMYB28、AtMYB29、AtMYB76、AtMYB115和AtMYB118能夠調(diào)控脂肪族硫苷的合成[37-38]，AtMYB34、AtMYB51和AtMYB122可以調(diào)節(jié)吲哚族硫苷的合成[39-40]，AtMYB115和AtMYB118可以調(diào)控苯甲酰氧基硫苷的代謝（表2）。在myb118擬南芥突變體中，硫苷修飾相關(guān)的基因AtAOP3、AtBZO1、AtSCPL17和AtFMOGS-OX2的表達(dá)量均顯著上升。在myb34myb51myb122擬南芥突變中，4MO-I3M的重要修飾基因AtCYP81F2的表達(dá)量上升了10倍[39]。在myb28myb29雙突變體中，脂肪族硫苷修飾的關(guān)鍵基因FMOGS-OX1和FMOGS-OX3的含量不足野生型的1%[38]（表3）。在結(jié)球甘藍(lán)中，MYB28有4個(gè)拷貝分別是（Bol017019、Bol036743、Bol007795、Bol036286），F(xiàn)MOGS-OX5則有2個(gè)拷貝分別是（Bol031350和Bol029100），其中MYB28（Bol017019，Bol036743）與FMOGS-OX5（Bol031350）具有高度的正相關(guān)性[41]。除了MYB家族外，bHLH轉(zhuǎn)錄因子家族的AtMYC2、AtMYC3和AtMYC4的3個(gè)成員（表2）同樣能在轉(zhuǎn)錄水平上調(diào)節(jié)硫苷二次修飾的相關(guān)基因（表3）。研究發(fā)現(xiàn)，在擬南芥myc2myc3myc4突變體中，脂肪族硫苷側(cè)鏈二次修飾相關(guān)的基因AtFMOGS-OX3、AtFMOGS-OX1和AtAOP2的表達(dá)量降低極其顯著（表3）。AtMYC2、AtMYC3和AtMYC4這些轉(zhuǎn)錄因子還可能是硫苷二次修飾的復(fù)雜調(diào)控過程中的重要輔助因子，可以使植株更加精細(xì)和有效地調(diào)控硫苷合成和修飾[42]。不同的轉(zhuǎn)錄因子對(duì)于硫苷二次修飾的調(diào)節(jié)正在由單線模式向模塊化系統(tǒng)轉(zhuǎn)變，隨著新bHLH轉(zhuǎn)錄因子家族的成員不斷被發(fā)現(xiàn)和鑒定[43]，它們對(duì)硫苷二次修飾相關(guān)基因的調(diào)控作用也將不斷被揭示。同時(shí)對(duì)bHLH、MYB和MYC家族成員之間相互影響的研究[44]，也將能夠更加詳細(xì)地闡明它們?cè)诹蜍斩涡揎椡緩街械膹?fù)雜和多維的調(diào)控作用。

5 植物激素對(duì)硫苷二次修飾調(diào)控作用的研究進(jìn)展

脫落酸（ABA）、乙烯（ET）、茉莉酸甲酯（MeJA）、水楊酸（SA）和生長(zhǎng)素（IAA）是常見的植物激素，它們?cè)谥参锏纳L(zhǎng)發(fā)育過程中具有重要的調(diào)控作用，研究表明它們對(duì)于硫苷的二次修飾也均具有重要的調(diào)控作用（表4）。

幾乎所有的硫苷二次修飾相關(guān)的一系列基因在ABA和ET處理后表達(dá)均上調(diào)，但是不同的基因上調(diào)的幅度不同[10]。在植株被真菌病原體感染時(shí)，ABA可以激活MPK3和短暫激活MPK4和MPK6，從而MPK3和MPK6可以進(jìn)一步激活ERF6的表達(dá)，ERF6能夠促進(jìn)吲哚族硫苷修飾的關(guān)鍵基因CYP81F2、IGMT1和IGMT2的表達(dá)，從而催化I3M轉(zhuǎn)化為4MO-I3M，以抵抗真菌病原體侵染[45-47]。此外，ABA處理還可以使脂肪族硫苷修飾的關(guān)鍵基因FMOGS-OX1、FMOGS-OX2和FMOGS-OX6的表達(dá)量上升5倍[10]。乙烯利（ACC）處理能顯著增加脂肪族硫苷修飾關(guān)鍵基因FMOGS-OX5、FMOGS-OX6和FMOGS-OX7的表達(dá)量，ET還可以提高脂肪族硫苷的含量并且抑制由植食性昆蟲誘導(dǎo)產(chǎn)生的吲哚族硫苷的合成[48]。JA處理能夠顯著提高甘藍(lán)中BoAOP2的表達(dá)量，在擬南芥中MeJA能夠明顯促進(jìn)AtAOP2和AtFMOGS-OX1的表達(dá)，使吲哚基-3-甲基硫苷含量增加3倍，1-甲氧吲哚基-3-甲基硫苷增加7倍[10，49]。SA可以促進(jìn)植株中4MSOB和8-甲基亞磺酰辛基硫苷（8MSOO）的積累，其中短鏈脂肪族硫苷（4MSOB除外）所占比例先降低后升高，長(zhǎng)鏈脂肪族和4MSOB則先升高后降低[50]。IAA能夠明顯提升脂肪族硫苷修飾關(guān)鍵基因FMOGS-OX2和FMOGS-OX5的表達(dá)量[10]。雖然，目前的研究表明這些植物激素的單一處理對(duì)硫苷的二次修飾均存在一定的調(diào)控作用，但這些相關(guān)激素對(duì)植物代謝具有多維度的拓?fù)浣Y(jié)構(gòu)式的復(fù)雜網(wǎng)絡(luò)調(diào)控作用[51]，它們?cè)谡{(diào)控過程中也可能存在一定的相互協(xié)同或拮抗作用[52]。進(jìn)一步深入探索這些激素對(duì)于硫苷二次修飾的調(diào)控機(jī)制，將能夠?yàn)橥ㄟ^化學(xué)方法人為調(diào)控十字花科蔬菜作物中硫苷的組分和含量奠定基礎(chǔ)。

6 硫苷二次修飾相關(guān)基因的反饋調(diào)節(jié)

在植物次級(jí)代謝產(chǎn)物的代謝調(diào)控中，反饋調(diào)節(jié)是一個(gè)關(guān)鍵組成部分[53]。反饋調(diào)節(jié)是代謝反應(yīng)產(chǎn)物對(duì)關(guān)鍵酶的影響，這對(duì)整個(gè)代謝反應(yīng)中相關(guān)聯(lián)反應(yīng)的精準(zhǔn)調(diào)控是十分重要的[54]。

AOP2是脂肪族硫苷側(cè)鏈二次修飾中的關(guān)鍵基因，擬南芥中AtAOP2可能通過正反饋?zhàn)饔谜{(diào)控相關(guān)MYB轉(zhuǎn)錄因子，從而使烯烴基硫苷成為含量最高的脂肪族硫苷[55-56]。在擬南芥Col-0生態(tài)型（缺失AtAOP2基因）中，含量最少的脂肪族硫苷是甲基亞磺酰烷硫苷，過表達(dá)甘藍(lán)BoAOP2基因發(fā)現(xiàn)，該脂肪族硫苷的關(guān)鍵修飾基因能夠通過調(diào)節(jié)AtMYB28的表達(dá)來(lái)增加脂肪族硫苷含量，同時(shí)它還可以上調(diào)AtMYC2、AtLOX3、AtLOX4和AtAOC1等12個(gè)JA合成關(guān)鍵基因的表達(dá)量[57]。外源性烯丙基硫苷處理，能夠使擬南芥Col-0植株中的8-甲硫辛基硫苷（8MTO）等一系列脂肪族硫苷的含量都有所下降，但在導(dǎo)入AOP2基因后，該修飾關(guān)鍵基因能夠通過反饋調(diào)節(jié)，使植株內(nèi)的這些脂肪族硫苷的含量大幅增加[58]。此外，在擬南芥myb28myb29雙突變體中，脂肪族硫苷含量幾乎為0，AtAOP2仍可以調(diào)節(jié)植株對(duì)JA的敏感性和硫苷合成相關(guān)基因的表達(dá)，并且它的調(diào)節(jié)不依靠已知的它所具有的催化功能[57]。因此，AOP2的RNA或蛋白可能還有未被鑒定的調(diào)節(jié)功能，進(jìn)一步研究硫苷二次修飾關(guān)鍵基因AOP2的反饋調(diào)節(jié)作用機(jī)理，對(duì)于深入理解硫苷的合成與調(diào)控具有重要意義。

7 展望

近年來(lái)，隨著植物中發(fā)現(xiàn)的硫苷種類不斷增加，硫苷二次修飾相關(guān)基因的生物學(xué)功能以及相關(guān)代謝調(diào)控網(wǎng)絡(luò)途徑的相關(guān)研究也逐漸展開。通過對(duì)擬南芥硫苷二次修飾的代謝和調(diào)控關(guān)鍵基因的缺失突變或過表達(dá)相關(guān)基因的研究，能夠?yàn)樵谄渌锓N中開展這些基因功能的研究奠定基礎(chǔ)。須要對(duì)硫苷二次修飾過程中的目標(biāo)代謝和調(diào)控基因進(jìn)一步進(jìn)行敲除或過表達(dá)相關(guān)研究，以進(jìn)行相關(guān)代謝工程方面的研究與實(shí)踐和創(chuàng)造具有更高應(yīng)用價(jià)值的代謝產(chǎn)物，對(duì)于進(jìn)一步改善人們健康狀況和生活質(zhì)量具有重要意義。同時(shí)，在植物育種過程中，這些硫苷修飾及其調(diào)控關(guān)鍵基因的突變體和轉(zhuǎn)基因株系能為新品種的選育提供重要參考數(shù)據(jù)，對(duì)于十字花科蔬菜作物的品質(zhì)改良和抗性提高具有重要理論和實(shí)踐意義。

參考文獻(xiàn)：

[1]Stotz H U，Sawada Y，Shimada Y，et al. Role of camalexin，indole glucosinolates，and side chain modification of glucosinolate-derived isothiocyanates in defense of Arabidopsis against Sclerotinia sclerotiorum[J]. The Plant Journal，2011，67（1）：81-93.

[2]Falk K L，Kastner J，Bodenhausen N，et al. The role of glucosinolates and the jasmonic acid pathway in resistance of Arabidopsis thaliana against molluscan herbivores[J]. Molecular Ecology，2014，23（5）：1188-1203.

[3]Gu Z X，Guo Q H，Gu Y J. Factors influencing glucoraphanin and sulforaphane formation in Brassica plants：a review[J]. Journal of Integrative Agriculture，2012，11（11）：1804-1816.

[4]Agerbirk N，Olsen C E. Glucosinolate structures in evolution[J]. Phytochemistry，2012，77（1）：16-45.

[5]張園園. 油菜和擬南芥中幾個(gè)硫代葡萄糖苷合成及調(diào)控基因的功能分析[D]. 武漢：華中農(nóng)業(yè)大學(xué)，2015.

[6]Snderby I E，Geu-Flores F，Halkier B A. Biosynthesis of glucosinolates-gene discovery and beyond[J]. Trends in Plant Science，2010，15（5）：283-290.

[7]Hopkins R J，van Dam N M，van Loon J J. Role of glucosinolates in insect-plant relationships and multitrophic interactions[J]. Annual Review of Entomology，2009，54（1）：57-83.

[8]趙 宇，孔穩(wěn)穩(wěn)，沙 偉，等. 脂肪族芥子油苷側(cè)鏈修飾酶基因FMOGS-OX4表達(dá)模式分析[J]. 植物科學(xué)學(xué)報(bào)，2013，31（4）：406-414.

[9]Kliebenstein D J，Kroymann J，Brown P，et al. Genetic control of natural variation in Arabidopsis glucosinolate accumulation[J]. Plant Physiology，2001，126（2）：811-825.

[10]Kong W，Jing L，Yu Q，et al. Two novel flavin-containing monooxygenases involved in biosynthesis of aliphatic glucosinolates[J]. Frontiers in Plant Science，2016，7（e2068）：1292.

[11]Hansen B G，Kliebenstein D J，Halkier B A. Identification of a flavin-monooxygenase as the S-oxygenating enzyme in aliphatic glucosinolate biosynthesis in Arabidopsis[J]. The Plant Journal，2007，50（5）：902-910.

[12]Li J，Hansen B G，Ober J A，et al. Subclade of flavin-monooxygenases involved in aliphatic glucosinolate biosynthesis[J]. Plant Physiology，2008，148（3）：1721-1733.

[13]Mostafa I，Zhu N，Yoo M J，et al. New nodes and edges in the glucosinolate molecular network revealed by proteomics and metabolomics of Arabidopsis myb28/29 and cyp79B2/B3 glucosinolate mutants[J]. Journal of Proteomics，2016，138（1）：1-19.

[14]Kliebenstein D J，Lambrix V M，Reichelt M，et al. Gene duplication in the diversification of secondary metabolism：tandem 2-oxoglutarate-dependent dioxygenases control glucosinolate biosynthesis in Arabidopsis[J]. The Plant Cell，2001，13（3）：681-693.

[15]Giovannucci E，Rimm E B，Liu Y，et al. A prospective study of cruciferous vegetables and prostate cancer[J]. Cancer Epidemiology Biomarkers & Prevention，2003，12（12）：1403-1409.

[16]Qian H，Sun B，Miao H，et al. Variation of glucosinolates and quinone reductase activity among different varieties of Chinese kale and improvement of glucoraphanin by metabolic engineering[J]. Food Chemistry，2015，168（168）：321-326.

[17]Hansen B G，Kerwin R E，Ober J A，et al. A novel 2-oxoacid-dependent dioxygenase involved in the formation of the goiterogenic 2-hydroxybut-3-enyl glucosinolate and generalist insect resistance in Arabidopsis[J]. Plant Physiology，2008，148（4）：2096-2108.

[18]Dean C. Genetics of aliphatic glucosinolates. Ⅲ. Side chain structure of aliphatic glucosinolates in Arabidopsis thaliana[J]. Heredity，1995，74（2）：210-215.

[19]Klempien A，Kaminaga Y，Qualley A，et al. Contribution of CoA ligases to benzenoid biosynthesis in petunia flowers[J]. The Plant Cell，2012，24（5）：2015-2030.

[20]Lee S，Kaminaga Y，Cooper B，et al. Benzoylation and sinapoylation of glucosinolate R-groups in Arabidopsis[J]. The Plant Journal，2012，72（3）：411-422.

[21]Kliebenstein D J，Dauria J C，Behere A S，et al. Characterization of seed-specific benzoyloxyglucosinolate mutations in Arabidopsis thaliana[J]. The Plant Journal，2007，51（6）：1062-1076.

[22]Bednarek P，Pi s′lewska-Bednarek M，Svato A，et al. A glucosinolate metabolism pathway in living plant cells mediates broad-spectrum antifungal defense[J]. Science，2009，323（5910）：101-106.

[23]Kim J H，Lee B W，Schroeder F C，et al. Identification of indole glucosinolate breakdown products with antifeedant effects on Myzus persicae （green peach aphid）[J]. The Plant Journal，2008，54（6）：1015-1026.

[24]Pfalz M，Mikkelsen M D，Bednarek P，et al. Metabolic engineering in Nicotiana benthamiana reveals key enzyme functions in Arabidopsis indole glucosinolate modification[J]. The Plant Cell，2011，23（2）：716-729.

[25]Pfalz M，Vogel H，Kroymann J. The gene controlling the indole glucosinolate modifier1 quantitative trait locus alters indole glucosinolate structures and aphid resistance in Arabidopsis[J]. The Plant Cell，2009，21（3）：985-999.

[26]Luo Z，Wang C，F(xiàn)an Z，et al. Mild osmotic stress promotes 4-methoxy indolyl-3-methyl glucosinolate biosynthesis mediated by the MKK9-MPK3/MPK6 cascade in Arabidopsis[J]. Plant Cell Reports，2017，36（4）：543-555.

[27]Wiesner M，Schreiner M，Zrenner R. Functional identification of genes responsible for the biosynthesis of 1-methoxy-indol-3-ylmethyl-glucosinolate in Brassica rapa ssp. chinensis[J]. BMC Plant Biology，2014，14（1）：220-222.

[28]Hamberger B，Bak S. Plant P450s as versatile drivers for evolution of species-specific chemical diversity[J]. Philosophical Transactions of the Royal Society B Biological Sciences，2013，368（1612）：934-942.

[29]Mostafa I，Yoo M J，Zhu N，et al. Membrane proteomics of Arabidopsis glucosinolate mutants cyp79B2/B3 and myb28/29[J]. Frontiers in Plant Science，2017，8：534.

[30]Textor S，Gershenzon J. Herbivore induction of the glucosinolate-myrosinase defense system：major trends，biochemical bases and ecological significance[J]. Phytochemistry Reviews，2009，8（1）：149-170.

[31]Sánchez-Pujante P J，Borja-Martínez M，Pedreo M ，et al. Biosynthesis and bioactivity of glucosinolates and their production in plant in vitro cultures[J]. Planta，2017，246（1）：19-32.

[32]Vo Q V，Trenerry C，Rochfort S，et al. Synthesis and anti-inflammatory activity of aromatic glucosinolates[J]. Bioorganic & Medicinal Chemistry，2013，21（19）：5945-5954.

[33]Agerbirk N，Olsen C E，Poulsen E，et al. Complex metabolism of aromatic glucosinolates in Pieris rapae caterpillars involving nitrile formation，hydroxylation，demethylation，sulfation，and host plant dependent carboxylic acid formation[J]. Insect Biochemistry & Molecular Biology，2010，40（2）：126-137.

[34]Agerbirk N，Warwick S I，Hansen P R，et al. Sinapis phylogeny and evolution of glucosinolates and specific nitrile degrading enzymes[J]. Phytochemistry，2008，69（17）：2937-2949.

[35]Pagnotta E，Agerbirk N，Olsen C E，et al. Hydroxyl and methoxyl derivatives of benzylglucosinolate in Lepidium densiflorum with hydrolysis to isothiocyanates and non-Isothiocyanate products：substitution governs product type and mass spectral fragmentation[J]. Journal of Agricultural & Food Chemistry，2017，65：3167-3178.

[36]Liu T，Zhang X，Yang H，et al. Aromatic glucosinolate biosynthesis pathway in Barbarea vulgaris and its response to Plutella xylostella infestation[J]. Frontiers in Plant Science，2016，7（1）：83.

[37]Zhang Y，Li B，Huai D，et al. The conserved transcription factors，MYB115 and MYB118，control expression of the newly evolved benzoyloxy glucosinolate pathway in Arabidopsis thaliana[J]. Frontiers in Plant Science，2015，6：343-343.

[38]Li Y M，Sawada Y，Hirai A，et al. Novel insights into the function of Arabidopsis R2R3-MYB transcription factors regulating aliphatic glucosinolate biosynthesis[J]. Plant and Cell Physiology，2013，54（8）：1335-1344.