鄧卉 鄂志國 牛百曉 王磊 陳忱, *

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DNA甲基化抑制劑5-氮脫氧胞苷對水稻基因組甲基化及幼苗生長發(fā)育的影響

鄧卉1鄂志國2牛百曉1王磊2陳忱1, *

(1揚州大學 江蘇省作物遺傳生理重點實驗室/植物功能基因組學教育部重點實驗室/江蘇省作物基因組學與分子育種重點實驗室/江蘇省糧食作物現(xiàn)代產(chǎn)業(yè)技術(shù)協(xié)同創(chuàng)新中心, 江蘇 揚州 225009；2中國水稻研究所 水稻生物學重點實驗室, 杭州 311401;*通訊聯(lián)系人, E-mail: chenchen@yzu.edu.cn)

【目的】DNA甲基化是高等植物中普遍存在的一種表觀修飾形式，其在調(diào)節(jié)基因表達、維持基因組穩(wěn)定以及調(diào)控植物生長發(fā)育等方面發(fā)揮重要作用。本研究擬對基因組甲基化如何影響水稻發(fā)育進行解析?！痉椒ā坷肈NA甲基化抑制劑5-氮脫氧胞苷(AZA, 5-Aza-2′-deoxycytidine)處理水稻幼苗，研究DNA甲基化抑制劑對水稻幼苗生長發(fā)育及相關(guān)基因表達的影響?！窘Y(jié)果】AZA處理后水稻基因組甲基化水平下降、植株發(fā)育遲緩，但種子萌發(fā)并不受AZA處理的影響；DNA和組蛋白表觀修飾相關(guān)基因的表達受到AZA處理抑制。此外，防衛(wèi)反應(yīng)和光合通路相關(guān)基因表達也受到AZA處理的影響，暗示DNA甲基化在這些基因的表達調(diào)控中可能發(fā)揮作用?！窘Y(jié)論】這些結(jié)果表明AZA是一種有效的DNA甲基化抑制劑，AZA處理可以破壞水稻基因組甲基化水平的正常狀態(tài)，從而影響水稻的正常發(fā)育。

DNA甲基化；幼苗生長；基因表達；水稻

表觀遺傳是指在核苷酸序列不發(fā)生改變的情況下，基因表達和功能發(fā)生的可遺傳的變化[1]。表觀遺傳調(diào)控對于植物生長發(fā)育過程起著重要作用[2]，如組蛋白甲基化修飾的位點及其修飾豐度均能參與基因的表達調(diào)控[3]；植物DNA甲基化也參與植物基因表達調(diào)控，調(diào)節(jié)植物的生長發(fā)育[4]。

DNA甲基化在高等生物中普遍存在。與動物不同，高等植物基因組DNA甲基化除了發(fā)生在對稱序列CG區(qū)，也會發(fā)生在非對稱位點CHG和CHH(H=A、C或T)序列中[5]。植物DNA甲基化的發(fā)生和維持主要依賴3種在結(jié)構(gòu)和功能上不同的甲基轉(zhuǎn)移酶，即甲基轉(zhuǎn)移酶1(MET1)、結(jié)構(gòu)域重排甲基轉(zhuǎn)移酶(DRM)和染色質(zhì)甲基化酶(CMT)[6]。正常的DNA甲基化狀態(tài)對于植物生長發(fā)育是必需的。DNA甲基化可以參與植物的逆境響應(yīng)。植物通過調(diào)節(jié)相關(guān)基因的DNA甲基化狀態(tài)或甲基化程度影響基因表達，以適應(yīng)或減輕生物脅迫或非生物脅迫對植物造成的傷害[7-11]。此外，甲基化修飾或甲基化水平異常，會直接影響植株的正常生長發(fā)育[12-13]。DNA甲基化抑制劑是一類能使基因組甲基化水平降低、抑制DNA甲基化發(fā)生的化學物質(zhì)。目前在植物生理研究上常用的DNA甲基化酶抑制劑包括5-氮胞苷(5-azacytidine)和5-氮脫氧胞苷(5-Aza-2′-deoxycytidine, AZA)，其本質(zhì)是一種胞嘧啶的類似物，它們能夠與DNA甲基化轉(zhuǎn)移酶共價結(jié)合，降低DNA甲基化轉(zhuǎn)移酶的催化活性，從而降低DNA甲基化水平[14]。與此同時，另外一種胞苷類似物折布拉林(zebularine)也被廣泛應(yīng)用于植物的DNA甲基化研究中。對擬南芥等植物的研究表明，這些DNA甲基化抑制劑能夠影響植物生長發(fā)育進程以及植株表型[15-18]。但是，對于DNA甲基化抑制劑處理影響生長發(fā)育的機制仍有待深入研究。本研究嘗試利用DNA甲基化抑制劑AZA處理水稻幼苗，以探索DNA甲基化調(diào)控水稻生長發(fā)育過程的可能機理。

1 材料與方法

1.1 材料培養(yǎng)與處理

取粳稻品種Kitaake干燥、飽滿的當季籽粒去殼，先用70%的酒精消毒1 min，10%次氯酸鈉溶液浸泡60 min，再用滅菌蒸餾水清洗3次，每次1 min，最后分別播種于常規(guī)1/2 MS培養(yǎng)基（對照，CK）和AZA濃度為40 mg/L的1/2 MS培養(yǎng)基，放置于25℃恒溫培養(yǎng)箱中生長。

1.2 方法

1.2.1 葉綠素含量測定

采用熱乙醇浸提葉綠素的方法。對照苗和AZA處理苗生長7 d后，分別稱取100 mg水稻根部以上部位，剪成長度約為20 mm的條狀，放入盛有7 mL 95%乙醇、避光的試管中，加塞，置于60℃的溫箱中保溫浸提1 h，直至組織變白后取出，將浸提液浸入另一試管，再用2 mL 95%乙醇沖洗葉片3次，將沖洗液一并倒入試管，稀釋3倍后，分別測定663 nm、645 nm和652 nm處吸光值，按Arnon公式計算葉綠素含量[19]。

1.2.2 葉片半薄樹脂切片

采集AZA處理和對照生長7 d的幼苗葉片固定于2.5%戊二醛溶液，浸泡2 d；用0.1 mol/L磷酸緩沖液(pH 7.2)清洗3次，20 min/次；接著用不同濃度酒精(25%-50%-70%-90%-100%-100%)逐級脫水，20 min/次；再用不同濃度倫敦白膠(25%-50%-75%- 100%-100%)滲透，12 h/次。以上步驟均在4℃下進行。包埋樣品，60℃下聚合2 d，樣品切2 μm厚度半薄切片后用1%甲苯胺藍染色后進行顯微觀察。

1.2.3 葉片表皮細胞顯微觀察

取長度2 cm左右葉片材料，放入1%纖維素酶R10溶液中，50℃下消化8 h后用1%的甲苯胺藍溶液染色，再用刀片慢慢刮取葉片表皮，封片、壓片后鏡檢。

1.2.4 RNA抽提和反轉(zhuǎn)錄

采集AZA處理和對照生長7 d的幼苗各3個生物學重復，液氮速凍后利用OMEGA植物RNA抽提試劑盒抽提RNA，再使用TaKaRa的反轉(zhuǎn)錄試劑盒對RNA進行反轉(zhuǎn)錄。

1.2.5 熒光定量PCR

利用Bio-RAD公司的SYBR Green熒光定量試劑盒對基因表達情況進行分析，20 μL反應(yīng)體系中加入2 μL cDNA模板，以作為內(nèi)參基因，利用ΔΔC法對基因表達水平進行比較(表1)。

1.2.6 DNA提取與重亞硫酸鹽測序

分別采集AZA處理和對照生長7 d的幼苗樣本，利用全式金DNA快速抽提試劑盒抽提DNA，抽提的DNA用ZYMO甲基化試劑盒進行亞硫酸氫鹽處理。所有步驟均按照試劑盒推薦流程進行。根據(jù)CpG島預測設(shè)計引物(表1)擴增目的片段，目的片段連進T載體，挑選至少10個單克隆測序后進行甲基化分析。

1.2.7 葉綠體透射電鏡觀察

取邊長為1 cm的正方形葉片固定于2.5% GA溶液中，用注射器抽氣去除葉片表面空氣后4℃下過夜浸泡。用0.1 mol/L磷酸緩沖液(pH 7.2)清洗樣品3次，20 min/次，4℃下進行。再用1%鋨酸溶液固定20 min。用不同濃度丙酮(30%-50%-70%-80%- 90%-100%)逐級脫水，20 min/次。再用不同濃度樹脂進行滲透包埋后切片觀察。

表1 本研究所用PCR引物

2 結(jié)果與分析

2.1 5-氮脫氧胞苷(AZA)對水稻幼苗基因組甲基化水平的影響

為了研究甲基化抑制劑AZA對水稻幼苗基因組甲基化水平的影響，利用CG甲基化敏感的限制性內(nèi)切酶Ⅰ對AZA處理后的幼苗基因組DNA進行酶切。Ⅰ能酶切未甲基化的限制性位點，而不能對甲基化的性位點進行酶切。與對照相比，在不同酶切反應(yīng)條件下，AZA處理使植株基因組DNA對Ⅰ更敏感，其酶切條帶大小整體小于未用AZA處理的幼苗(圖1-A)。這一結(jié)果表明，AZA處理使基因組的CG形式甲基化水平下降。是水稻內(nèi)源轉(zhuǎn)座子，通常條件下處于高度甲基化狀態(tài)以抑制其活性[20]。利用重甲硫酸鹽轉(zhuǎn)化的方法，對用AZA處理和未用AZA處理的水稻幼苗體內(nèi)chr7(AP005292, nt 186 486?190 599, in GenBank)甲基化程度也進行了分析。發(fā)現(xiàn)在AZA處理的幼苗中chr7的CG、CHG和CHH甲基化均有不同程度下降，其中CG甲基化和CHG甲基化水平降低尤為顯著(圖1-B~C)。這些表明AZA處理能夠有效降低水稻基因組的甲基化水平。

同時，為了研究AZA處理導致的基因組低甲基化狀態(tài)對DNA甲基化酶相關(guān)基因表達的影響，我們利用熒光定量PCR對DNA甲基化酶、、、和的表達情況進行了分析。結(jié)果表明，除了的表達被顯著上調(diào)外，其他4個基因的表達均明顯受到AZA的抑制(圖2)，暗示AZA處理除了直接影響抑制基因組甲基化外，還能影響基因組甲基化相關(guān)酶編碼基因的表達活性。

2.2 AZA處理對水稻幼苗生長發(fā)育的影響

在1/2 MS培養(yǎng)基中加入40 mg/L AZA處理水稻種子，種子的萌發(fā)與對照相比并無顯著影響，其萌發(fā)速率和萌發(fā)率均與對照無明顯差異(圖3-A)。在AZA處理2 d后，幼苗生長狀況與對照相比無明顯差異，但隨后幼苗的生長受到顯著抑制。在AZA處理7 d后，水稻幼苗出現(xiàn)矮化表型(圖3-B)。同時，AZA處理的植株葉片明顯小于對照，葉色黃化，葉片相對卷曲，不能完全展開(圖3-C)。

A?基因組DNA甲基化；B?轉(zhuǎn)座子Tos17chr7的甲基化水平；C?轉(zhuǎn)座子Tos17chr7的甲基化模式。

Fig. 1. Effects of AZA treatment on genomic methylation.

圖中所顯示數(shù)據(jù)為平均值±標準差(n=3)。

Fig. 2. Relative expression level of DNA methylation related genes in AZA-untreated and -treated rice seedlings.

進一步對水稻幼苗葉片中葉綠素的含量進行測定，發(fā)現(xiàn)AZA處理后植株的葉綠素a、葉綠素b和總?cè)~綠素含量均呈顯著下降趨勢(圖3-D)，表明AZA能夠抑制水稻葉片中葉綠素的積累。隨后我們通過透射電鏡，比較了AZA處理和未用AZA處理植株葉片中葉綠體的超微結(jié)構(gòu)。結(jié)果顯示，AZA處理并未顯著改變?nèi)~片中葉綠體的形態(tài)和結(jié)構(gòu)，葉綠體的基粒和垛疊均無明顯差異(圖3-E)。同時，利用定量PCR分析，我們對參與光合反應(yīng)相關(guān)基因表達量進行了分析。選取了8個在光合作用中參與了光合電子傳遞的基因包括光合反應(yīng)中心蛋白編碼基因，光合系統(tǒng)Ⅰ復合體蛋白編碼基因，光合系統(tǒng)Ⅱ復合體蛋白編碼基因以及細胞色素b6/f復合體蛋白編碼基因。在AZA處理后，這些基因中除了沒有變化外，其他基因的表達均受到顯著抑制(圖4)。

A?萌發(fā)率動態(tài)曲線，圖中所顯示數(shù)據(jù)為平均值±標準差(n=50)；B?生長2 d后及7 d后植株表型；C?葉片表型；D?葉綠素含量測定，圖中所顯示數(shù)據(jù)為平均值±標準差(n=3)，**表示差異達0.01顯著水平；E?葉綠體結(jié)構(gòu)觀察，標尺為0.5 μm。

Fig. 3. Phenotypic analysis of the AZA-treated rice seedlings.

為了進一步探討AZA抑制水稻幼苗發(fā)育的細胞學基礎(chǔ)，我們對AZA處理和未處理的幼苗葉片進行了顯微觀察。半薄樹脂切片結(jié)果表明AZA處理后植株葉片維管束數(shù)目減少4個左右(圖5-A~B)。與對照相比，運動細胞結(jié)構(gòu)異常，運動細胞的過度彎曲導致AZA處理幼苗葉片卷曲(圖5-C~D)。通過對葉表皮細胞大小的量化分析，我們發(fā)現(xiàn)AZA處理后葉片表皮細胞的長度和寬度均顯著降低(圖5-F)。另外我們發(fā)現(xiàn)，AZA處理后，葉片上的硅細胞數(shù)目明顯將少(圖5-E)。因而，我們對硅轉(zhuǎn)運蛋白基因的表達也進行了分析。結(jié)果顯示3個重要的水稻硅轉(zhuǎn)運蛋白基因、和的表達均受到AZA的顯著抑制(圖5-G)，這與葉片中硅細胞數(shù)目減少的表型一致。

圖中所顯示數(shù)據(jù)為平均值±標準差(n=3)。**表示差異達0.01顯著水平, ns表示無差異。

Fig. 4. Relative expression level of photosynthetic genes in AZA-untreated and AZA-treated plants.

2.3 AZA對于病程相關(guān)基因表達以及內(nèi)源激素含量的影響

近年來有研究顯示DNA甲基化參與逆境脅迫下的基因表達調(diào)控[21-22]，如病原菌侵襲時，植物病程相關(guān)基因表現(xiàn)出低甲基化，從而激活基因的表達，有助于激活植物對病原菌的防衛(wèi)反應(yīng)[23]。AZA處理能夠降低基因組的甲基化水平，因此我們對AZA處理的幼苗中病程相關(guān)基因的表達也進行了分析。定量PCR結(jié)果顯示，隨機篩選的3個病程相關(guān)基因、和的表達在AZA處理苗中極顯著激活，表達量增加了20~120倍(圖6-A)。脫落酸(abscisic acid, ABA)、水楊酸(salicylic acid, SA)和茉莉酸(jasmonic acid, JA)是參與調(diào)控植物生物脅迫和非生物脅迫的主要激素，因而對ABA、SA和JA含量進行測定。結(jié)果表明在AZA處理后，ABA和SA的積累顯著增加，但JA的含量卻有所下降(圖6-B)。這暗示AZA處理后植株呈現(xiàn)的低甲基化狀態(tài)，除了導致病程相關(guān)基因的高表達，也導致內(nèi)源激素的含量變化。

3 討論

本研究以粳稻品種Kitaake為研究對象，對甲基化抑制劑AZA處理后植株的DNA甲基化狀態(tài)、表型以及差異表達基因進行了詳細的分析。結(jié)果發(fā)現(xiàn)AZA處理后，植株的CG形式甲基化水平(圖1-A)和DNA甲基化酶相關(guān)基因表達降低(圖2)，基因組的CG形式甲基化水平下降，植株幼苗矮化，葉片較小且葉綠素含量的顯著下降(圖3-B~D)。這與之前發(fā)現(xiàn)的DNA甲基化水平異常會影響植株形態(tài)特征的結(jié)論一致。當植物中維持CG甲基化的DNA甲基化轉(zhuǎn)移酶MET突變后，水稻種子嚴重萎縮，幼苗發(fā)育遲緩，甚至死亡[24]；擬南芥植株呈現(xiàn)矮小的表型等[25]。這些結(jié)果表明甲基化抑制劑AZA處理可以降低水稻體內(nèi)的DNA甲基化水平，進而影響植株的正常生長和發(fā)育。根據(jù)前人報道，突變后沒有可見表型，而突變后純合致死，因此可以推測起著更重要的作用[24]。已知突變水稻植株的DNA甲基化水平降低[24]，這和AZA處理后的DNA低甲基化水平結(jié)果一致。我們發(fā)現(xiàn)大多數(shù)表觀修飾相關(guān)的基因在AZA處理的幼苗中表達量降低，但是的表達卻被顯著激活。有意思的是，在突變植株中，的表達量也是上升的[24]，我們推測當受到抑制后，能通過激活其表達，部分補償突變帶來的不利效應(yīng)。由于和表現(xiàn)出不同的AZA響應(yīng)形式，我們推測這兩個基因的表觀調(diào)控可能存在差異，AZA處理的植株的低甲基化狀態(tài)能夠抑制的表達，但是卻能激活的表達。其背后的具體作用機理需要進一步深入研究。

A?AZA未處理植株葉片半薄切片，*表示維管束，標尺為200 μm；B?AZA處理植株葉片半薄切片，*表示維管束，標尺為200 μm；C?AZA未處理植株葉片放大；D?AZA處理植株葉片放大；E?葉片表皮細胞觀察，標尺為25 μm；F?葉片表皮細胞長度和寬度統(tǒng)計，圖中所顯示數(shù)據(jù)為平均值±標準差(n=100)，0.01

Fig. 5. Leaf phenotype and relative expression level of silicon transporter.

A?病程相關(guān)基因JIOsPR10、RSOsPR10和OsPR10a的相對表達量, 圖中所顯示數(shù)據(jù)為平均值±標準差(n=3)；B?AZA處理植株和未處理植株的脫落酸、水楊酸及茉莉酸含量, 圖中所顯示數(shù)據(jù)為平均值±標準差(n=3)。

Fig. 6. Relative expression level of pathogenesis-related genes and contents of resistance-related hormones.

前人研究發(fā)現(xiàn)，DNA甲基化作用可以通過調(diào)節(jié)雜交種中某些基因的表達去實現(xiàn)雜種優(yōu)勢。這一結(jié)論在水稻、高粱等雜交種中得以證實[26-27]。水稻雜交種轉(zhuǎn)錄組分析發(fā)現(xiàn)差異表達基因顯著富集在光合作用生物學路徑上[28]，同時玉米雜交種、小麥雜交種都呈現(xiàn)較高的光系統(tǒng)活化能力及電子傳遞效率[27]。表明在雜交種中DNA甲基化通過調(diào)節(jié)基因表達可以影響光合系統(tǒng)通路。在我們的研究中，也發(fā)現(xiàn)AZA處理植株的光合系統(tǒng)通路相關(guān)基因表達被顯著抑制了(圖4)，即基因組DNA甲基化水平降低會抑制光合基因的表達，光合反應(yīng)過程對于DNA甲基化水平敏感。

葉片表皮細胞觀察發(fā)現(xiàn)AZA處理之后，葉片上的“乳突”結(jié)構(gòu)數(shù)目明顯減少(圖5-E)，“乳突”是水稻葉片硅質(zhì)化過程中形成的一種硅質(zhì)細胞。同時，3個重要的水稻硅轉(zhuǎn)運蛋白基因，和的表達均受到AZA的顯著抑制(圖5-G)，這暗示DNA甲基化抑制劑降低了硅轉(zhuǎn)運蛋白的活性，使植物對硅的吸收效率降低，影響了硅在水稻葉片上的積累和分布。

已有研究表明DNA甲基化與植物的抗性相關(guān)。在AZA處理水稻幼苗中，病程相關(guān)基因、的表達均被顯著激活了(圖6-A)。擬南芥中病程相關(guān)基因的表達也會被基因組低甲基化水平所誘導表達[29]，同時DNA的低甲基化能夠激活植物防御反應(yīng)，擬南芥突變體對病原菌DC3000表現(xiàn)出比野生型更強的抗性[30]。水稻基因組DNA甲基化水平下降后，對于病原菌的抗性增強[31]，即植物在應(yīng)對脅迫時，會引發(fā)了大量的甲基化修飾改變?nèi)タ刂苹虻谋磉_，從而幫助植物抵御病原菌入侵[32]。在植物抗病反應(yīng)中，內(nèi)源信號分子如ABA、SA和JA等負責抗病信號的傳遞。我們發(fā)現(xiàn)在AZA處理后，水稻幼苗中這些內(nèi)源激素水平也受到影響，ABA和SA的積累顯著增加，JA的含量下降(圖6-B)，暗示DNA甲基化不僅能調(diào)控抗性相關(guān)基因表達，也能調(diào)控內(nèi)源分子的抗病信號傳遞，從多個方面參與植物的抗病防御。

DNA甲基化涉及植物生長過程的各個方面，我們的研究表明DNA甲基化抑制劑處理使植物基因組甲基化水平下降后，植物的光合作用、抗逆性及硅吸收等方面都會受到影響。這些發(fā)現(xiàn)為今后研究DNA甲基化調(diào)控水稻生長發(fā)育提供了有用信息。

[1] Springer N M, Schmitz R J. Exploiting induced and natural epigenetic variation for crop improvement., 2017, 18(9): 563.

[2] Shi J, Dong A, Shen W H. Epigenetic regulation of rice flowering and reproduction., 2015, 5: 803.

[3] 洪苓苓, 馬旭東. 組蛋白甲基化修飾的研究進展. 臨床血液學雜志, 2010, 23(1): 54-56.

Hong L L, Ma X D. Advances in histone methylation modification., 2010, 23(1): 54-56. (in Chinese)

[4] 關(guān)錄飛, 吳笑女, 徐啟江. DNA甲基化及其對植物發(fā)育的調(diào)控. 生物技術(shù)通訊, 2008, 19(4): 632-634.

Guan L F, Wu X N, Xu Q J. DNA methylation and its regulation effect during plant development., 2008, 19(4): 632-634. (in Chinese with English abstract)

[5] 郭廣平, 袁金玲, 吳曉麗, 顧小平. DNA甲基化在植物研究中的應(yīng)用現(xiàn)狀與前景. 植物遺傳資源學報, 2011, 12(3): 425-430.

Guo G P, Yuan J L, Wu X L, Gu X P. DNA methylation and its application in plant research., 2011, 12(3): 425-430. (in Chinese with English abstract)

[6] Finnegan E J, Kovac K A. Plant DNA methyltransferases., 2000, 43(2/3): 189-201.

[7] Dowen R H, Pelizzola M, Schmitz R J, Lister R, Dowen J M, Nery J R, Dixon J E, Ecker J R. Widespread dynamic DNA methylation in response to biotic stress., 2012, 109(32): E2183-91.

[8] Wang W S, Zhao X Q, Pan Y J, Zhu L H, Fu B Y, Li Z K. DNA methylation changes detected by methylation- sensitive amplified polymorphism in two contrasting rice genotypes under salt stress., 2011, 38(9): 419-424.

[9] 趙云雷, 葉武威, 王俊娟, 樊保香, 宋麗艷. DNA甲基化與植物抗逆性研究進展. 西北植物學報, 2009, 29(7): 1479-1489.

Zhao Y L, Ye W W, Wang J J, Fan B X, Song L Y. Review of DNA methylation and plant stress tolerance., 2009, 29(7): 1479-1489. (in Chinese with English abstract)

[10] Ou X F, Zhang Y H, Xu C M, Lin X Y, Zang Q, Zhuang T T, Jiang L L, Wettstein D V, Liu B. Transgenerational inheritance of modified DNA methylation patterns and enhanced tolerance induced by heavy metal stress in rice (L.)., 2012, 7(9): e41143.

[11] Goll M G, Bestor T H. Eukaryotic cytosine methyltransferases., 2005, 74: 481-514.

[12] Kakutani T, Jeddeloh J A, Flowers S K, Munakata K, Richards E J. Developmental abnormalities and epimutations associated with DNA hypomethylation mutations., 1996, 93(22): 12406-12411.

[13] Asao H, Eun S H, Okano Y, Moritoh S, One A, Okano Y, Yamaguchi K, Shimatani Z, Koizumi A, Terada R. Targeted disruption of an orthologue of DOMAINS REARRANGED METHYLASE 2, OsDRM2, impairs the growth of rice plants by abnormal DNA methylation., 2012, 71(1): 85.

[14] Baubec T, Pecinka A, Rozhon W, Scheid O M. Effective, homogeneous and transient interference with cytosine methylation in plant genomic DNA by zebularine., 2010, 57(3): 542-554.

[15] 袁建民, 木萬福, 麻繼仙, 楊龍, 李易蓉, 但忠, 蘇銀玲. DNA甲基化抑制劑5-azaC對花椰菜生長發(fā)育的影響. 江西農(nóng)業(yè)學報, 2018, 30(2): 42-45.

Yuan J M, Mu W F, Ma J X, Yang L, Li Y R, Dan Z, Su Y L. The effects of DNA methylation inhibitor 5-azaC on growth and development of cauliflower., 2018, 30(2): 42-45. (in Chinese with English abstract)

[16] 汪媛媛. 兩種DNA甲基化抑制劑對菊花表型和DNA甲基化的影響. 開封: 河南大學, 2012.

Wang Y Y. The effect of two different DNA methylation inhibitors on curcumin phenotype and DNA methylation. Kaifeng: Henan University, 2012. (in Chinese with English abstract)

[17] 劉秋香. DNA甲基化抑制劑5-Aza-2′-deoxycytidine處理后水稻的DNA甲基化研究. 杭州: 浙江大學, 2014.

Liu Q X. The research on DNA methylation of rice treated with DNA methylation inhibitor 5-Aza-2′- deoxycytidine. Hangzhou: Zhejiang University, 2014. (in Chinese with English abstract)

[18] Sano H, Kamada I, Youssefian S, Katsumi M, Wabiko H. A single treatment of rice seedlings with 5-azacytidine induces heritable dwarfism and undermethylation of genomic DNA., 1990, 220(3): 441-447.

[19] 段光明. 葉綠素含量測定中Arnon公式的推導. 植物生理學報, 1992(3): 221.

Duan G M. Derivation of Arnon formula in determination of chlorophyll content., 1992(3): 221. (in Chinese)

[20] Cheng C, Daigen M, Hirochika H. Epigenetic regulation of the rice retrotransposon Tos17., 2006, 276(4): 378.

[21] 黃菲, 李雪梅, 王文生, 傅彬英. DNA甲基化在植物抗逆反應(yīng)中的研究進展及其育種應(yīng)用. 中國農(nóng)業(yè)科技導報, 2013, 15(6): 83-91.

Huang F, Li X M, Wang W S, Fu B Y. Research progress of DNA methylation in stress response and breeding in plant., 2013, 15(6): 83-91. (in Chinese with English abstract)

[22] Boyko A, Kovalchuk I. Epigenetic control of plant stress response., 2008, 49(1): 61-72.

[23] 彭海, 席婷, 張靜, 吳先軍.脅迫條件下植物DNA甲基化的穩(wěn)定性. 中國農(nóng)業(yè)科學, 2011, 44(12): 2431-2438.

Peng H, Xi T, Zhang J, Wu X J. Stability of stress-induced DNA methylation in plant., 2011, 44(12): 2431-2438. (in Chinese with English abstract)

[24] Hu L J, Li N, Xu C M, Zhong S L, Lin X Y, Yang J J, Zhou T Q, Yuliang A, Wu Y, Chen Y R, Cao X F, Zemach A, Rustgi S, Wettstein D V, Liu B. Mutation of a major CG methylase in rice causes genome-wide hypomethylation, dysregulated genome expression, and seedling lethality., 2014, 111(29): 10642-10647.

[25] Kankel M W, Ramsey D E, Stokes T L, Flowers S K, Haag J R, Jeddeloh J A, Riddle N C, Verbsky M L, Rechards E J.MET1 cytosine methyltransferase mutants., 2003, 163(3): 1109.

[26] Wang Z, Gerstein M, Snyder M. RNA-Seq: A revolutionary tool for transcriptomics., 2010, 10(1): 57-63.

[27] 儀治本, 孫毅, 牛天堂, 梁小紅, 劉龍龍, 趙威軍, 李炳林. 高粱基因組DNA胞嘧啶甲基化在雜交種和親本間差異研究. 作物學報, 2005, 31(9): 1138-1143.

Yi Z B, Sun Y, Niu T T, Liang X H, Liu L L, Zhao W J, Li B L. Patterns of DNA cytosine methylation between hybrids and their parents in sorghum genome., 2005, 31(9): 1138-1143. (in Chinese with English abstract)

[28] Song G S, Zhai H L, Peng Y G, Zhang L, Wei G, Chen X Y, Xiao Y G, Wang L L, Chen Y J, Wu B, Chen B, Zhang Y, Chen H, Feng X J, Gong W K, Liu Y, Yin Z J, Wang F, Liu G Z, Xu H L, Wei X L, Zhao X L, Ouwerkerk P, Hankemeier T, Reijmers T, Heijden R, Lu C M, Wang M, Greef J, Zhu Z. Comparative transcriptional profiling and preliminary study on heterosis mechanism of super- hybrid rice., 2010, 3(6): 1012-1025.

[29] Dowen R H, Pelizzola M, Schmitz R J, Lister R, Dowen J M, Nery J R, Dixon J E, Ecker J R. Widespread dynamic DNA methylation in response to biotic stress., 2012, 109(32): E2183.

[30] Yu A, Lepere G, Jay F, Wang J Y, Bapaume L, Wang Y, Abraham A L, Penterman J, Fischer R L, Voinnet O, Navarro L. Dynamics and biological relevance of DNA demethylation inantibacterial defense., 2013, 110(6): 2389-2394.

[31] Akimoto K, Katakami H, Kim H J, Ogawa E, Sano C M, Wada Y, Sano H. Epigenetic inheritance in rice plants., 2007, 100(2): 205-217.

[32] Deleris A, Halter T, Navarro L. DNA methylation and demethylation in plant immunity., 2016, 54(1): 579-603.

Influence of DNA Methylation Inhibitor 5-Aza-2′-deoxycytidine on DNA Methylation and Seedling Development of Rice

DENG Hui1, E Zhiguo2, NIU Baixiao1, WANG Lei2, CHEN Chen1,*

(Jiangsu Key Laboratory of Crop Genetics and Physiology / Key Laboratory of Plant Functional Genomics of the Ministry of Education / Jiangsu Key Laboratory of Crop Genomics and Molecular Breeding / Jiangsu Co-Innovation Center for Modern Production Technology of Grain Crops,,;State Key Laboratory of Rice Biology, China National Rice Research Institute, Hangzhou 311401,;Corresponding author, E-mail: chenchen@yzu.edu.cn)

【Objective】DNA methylation is an epigenetic modification broadly existed in higher plants. DNA methylation plays an important role in regulating gene expression, maintaining the genomic stability and modulating plant development. Here, we used a DNA methylation inhibitor, 5-Aza-2′-deoxycytidine (AZA), to study how the DNA methylation status influences rice development. 【Method】We applied AZA to the rice seedlings to explore its influence on seedling development. 【Results】AZA-treatment resulted in overall hypomethylation of the rice genome. AZA-treated plants were strikingly shorter than the control, indicating AZA treatment disturbed normal development of the plants. However, the seed germination was not significantly affected. Expression of several key genes involved in DNA methylation could be repressed by AZA treatment. In addition, some genes involving defense and photosynthesis pathways were also down-regulated. 【Conclusion】Our findings confirm that AZA is a potent DNA methylation inhibitor and suggest that to maintain proper DNA methylation status is important for rice development.

DNA methylation; seedling growth; gene expression; rice

10.16819/j.1001-7216.2019.9001

Q755; S511.01

A

1001-7216(2019)02-0108-10

2019-01-01;

2019-01-15。

國家自然科學基金資助項目(31571623, 31771744)；植物功能基因組學教育部重點實驗室開放課題資助項目(ML201805)。