何永明，劉遂飛，雷抒情

(江西農(nóng)業(yè)大學(xué) 作物生理生態(tài)與遺傳育種教育部重點(diǎn)實(shí)驗(yàn)室/江西省作物生理生態(tài)與遺傳育種重點(diǎn)實(shí)驗(yàn)室，江西 南昌 330045)

水稻穎花開(kāi)放(或稱開(kāi)花)是其生殖生長(zhǎng)的重要環(huán)節(jié)，直接影響授粉、受精和結(jié)實(shí)。成熟稻穗的穎花開(kāi)放時(shí)間容易受到品種特性和環(huán)境條件的影響，通常發(fā)生在09:00—12:00[1]。水稻開(kāi)花期遇35 ℃以上高溫引起的穎花不育現(xiàn)象與開(kāi)花后花藥不開(kāi)裂密切相關(guān)[2]。除常見(jiàn)的花粉敗育外，花藥開(kāi)裂異常也是水稻雄性不育系的性狀之一[3]。研究水稻花藥開(kāi)裂機(jī)制不僅有助于揭示水稻雄性生殖發(fā)育過(guò)程，同時(shí)對(duì)花期高溫不育危害的解決及新型雄性不育系的創(chuàng)制也具有實(shí)踐意義。

植物激素茉莉酸類(jasmonates，JAs)屬于氧化的脂肪酸衍生物，是由脂類經(jīng)十八烷酸途徑產(chǎn)生的末端化合物。大量研究表明，JAs在植物根系生長(zhǎng)、花器官發(fā)育、花青素合成、卷須環(huán)繞、塊莖形成、葉片衰老以及抗病蟲(chóng)反應(yīng)等方面發(fā)揮重要調(diào)控作用[4]。近年研究還發(fā)現(xiàn)，JA信號(hào)轉(zhuǎn)導(dǎo)涉及SCFCOI1復(fù)合體依賴的JAZ抑制蛋白的降解[5]。許多研究發(fā)現(xiàn)，JA在水稻穎花開(kāi)放中發(fā)揮了關(guān)鍵作用。穎花開(kāi)放是由漿片膨大推開(kāi)外稃所引起的，并同步發(fā)生花絲伸長(zhǎng)和花藥開(kāi)裂的復(fù)雜事件。外源MeJA或JA對(duì)水稻、小麥、黑麥、高粱等禾本科植物穎花開(kāi)放有強(qiáng)烈的誘導(dǎo)作用[6-7]。水稻穎花和漿片內(nèi)源JA水平在穎花張開(kāi)時(shí)會(huì)大幅上升，相應(yīng)地JA途徑相關(guān)基因表達(dá)的也會(huì)上調(diào)[8-9]；并且漿片內(nèi)源JA缺乏是導(dǎo)致雄性不育系珍汕97A花時(shí)零散的主要原因[10]。JA途徑突變體dad1、aos、opr3和coi1花藥均異常開(kāi)裂[4]。近期發(fā)現(xiàn)水稻JA不敏感突變體osjar1[11]花藥開(kāi)裂異常并導(dǎo)致雄性不育，但是花藥開(kāi)裂前內(nèi)源JA信號(hào)的動(dòng)態(tài)變化和調(diào)控位點(diǎn)目前并不清楚。為此，本文以粳稻中花11為試驗(yàn)材料，測(cè)定和分析其花藥開(kāi)裂前內(nèi)源JA水平以及JA合成和信號(hào)途徑關(guān)鍵基因表達(dá)的變化，以期進(jìn)一步闡明JA調(diào)控水稻花藥開(kāi)裂的分子機(jī)制。

1 材料與方法

1.1 試驗(yàn)材料

水稻品種為粳稻中花11，2015年4月10日播種，種植于江西農(nóng)業(yè)大學(xué)科技園試驗(yàn)田，常規(guī)管理，抽穗期為7月上旬。

1.2 試驗(yàn)方法

1.2.1 穎花開(kāi)放動(dòng)態(tài) 調(diào)查08:00隨機(jī)選取6株上部已少量開(kāi)花的大分蘗穗，調(diào)查08:00—16:00的穎花開(kāi)放數(shù)，每30 min調(diào)查1次。

1.2.2 花藥樣品的采集 根據(jù)調(diào)查，穎花開(kāi)放的高峰時(shí)間為11:30，高峰期開(kāi)花數(shù)占日總開(kāi)花數(shù)的80%左右。掛牌標(biāo)記前1～2 d已開(kāi)過(guò)少量穎花的大分蘗，分別剝?nèi)》f花開(kāi)放前24，4，2，0 h(剛開(kāi)放)的花藥，花藥成熟度的判斷依據(jù)穎花著生位置和花藥長(zhǎng)度。所剝?nèi)〉幕ㄋ幜⒓从靡旱賰觯４嬗?80 ℃冰箱中備用。

1.2.3 JA和JA-Ile的提取和測(cè)定 激素提取方法參照黃俊寶等[9]。液氮研磨樣品，準(zhǔn)確稱取約0.1 g粉末，裝入1.5 mL離心管中，加500 μL預(yù)冷的提取液(甲醇/水/乙酸=90/9/1)，置于平板搖床(200 r/min)上，4 ℃避光浸提24 h，4 ℃ 12 000 r/min離心15 min，吸取上清液；共提3次，合并3次提取液。提取液在室溫下用N2吹干，加200 μL甲醇溶解過(guò)夜，甲醇容液經(jīng)0.22 μm尼龍濾膜過(guò)濾后保存于-20 ℃冰箱中待測(cè)。采用UFLC-ESI-MS系統(tǒng)，按Liu等[12]的方法測(cè)定JA和JA-Ile含量。每份樣品4次生物學(xué)重復(fù)。

1.2.4 Real-time PCR分析方法 參考何永明和曾曉春[13]?；ㄋ幙俁NA的提取采用Trizol試劑(北京全式金公司)。取1 μg RNA，先用DNaseⅠ(Invitrogen)去除少量的基因組DNA，再用M-MLV逆轉(zhuǎn)錄酶(Invitrogen)反轉(zhuǎn)錄合成cDNA。Real-time PCR采用SYBR Premix Ex TaqⅡ試劑盒(大連TaKaRa公司)，樣品cDNA(10 ng/μL)2 μL，F(xiàn)/R引物(10 μmol/L)各0.2 μL，反應(yīng)體積10 μL。擴(kuò)增反應(yīng)在ABI PRISM 7500 real-time PCR系統(tǒng)上進(jìn)行，反應(yīng)條件為95 ℃ 30 s；95 ℃ 5 s，60 ℃ 35 s，40個(gè)循環(huán)。以O(shè)sGAPDH作內(nèi)參，目標(biāo)基因和內(nèi)參基因的信息和引物序列參見(jiàn)黃俊寶等[9]，此外脂氧合酶OsLOX6的登錄號(hào)是LOC_Os03g08220，檢測(cè)引物F：5′-CTTCTTCCTGAACGCGATG-3′，R：5′-TCAGATGGAGATGCTGTTGG-3′。每份樣品3次生物學(xué)重復(fù)。

1.3 數(shù)據(jù)處理

以Microsoft Excel 2010軟件處理數(shù)據(jù)和作圖，差異顯著性分析采用LSD法。

2 結(jié)果與分析

2.1 試驗(yàn)條件下中花11的穎花開(kāi)放動(dòng)態(tài)和結(jié)實(shí)率

圖1 試驗(yàn)條件下粳稻中花11的穎花開(kāi)放動(dòng)態(tài)Fig.1 The floret opening time of Japonica rice cultivar Zhonghua 11 in experiment condition

由于水稻穎花開(kāi)放容易受到品種基因型和環(huán)境條件的影響，本研究取樣前先考查了試驗(yàn)條件下中花11的穎花開(kāi)放動(dòng)態(tài)。由圖1可知，試驗(yàn)材料的盛花時(shí)間為11:30，約占日開(kāi)花總數(shù)的80%，因此以11:30作為穎花開(kāi)放時(shí)間。正常情況下，水稻花藥開(kāi)裂與穎花開(kāi)放是同步進(jìn)行的，否則影響結(jié)實(shí)率。試驗(yàn)材料的結(jié)實(shí)率為(84.6±2.8)%，說(shuō)明花粉活力和花藥開(kāi)裂正常。

2.2 花藥開(kāi)裂時(shí)JA和JA-Ile水平急劇增加

植物細(xì)胞新合成的JA不能直接激活下游信號(hào)轉(zhuǎn)導(dǎo)途徑，需進(jìn)一步與異亮氨酸(isoleucine，Ile)結(jié)合形成茉莉脂異亮氨酸(JA-Ile)后，才能誘導(dǎo)下游響應(yīng)基因的表達(dá)[5]。JA-Ile是細(xì)胞內(nèi)JA眾多代謝物之一。為此，本試驗(yàn)同時(shí)測(cè)定花藥JA和JA-Ile的水平。從表1可知，花藥JA水平從開(kāi)裂前24 h至2 h增加4.1倍，開(kāi)裂時(shí)花藥JA水平較開(kāi)裂前2 h增加8.3倍；從開(kāi)裂前24 h至2 h，花藥JA-Ile水平無(wú)顯著變化，但開(kāi)裂時(shí)花藥JA-Ile水平急劇上升，較開(kāi)裂前2 h增加55倍。這說(shuō)明，花藥JA和JA-Ile水平從花藥開(kāi)裂前2 h起會(huì)急劇上升。開(kāi)裂時(shí)花藥JA-Ile與JA含量的摩爾比為4.2，表明新形成的JA迅速與異亮氨酸結(jié)合，轉(zhuǎn)變?yōu)镴A-Ile。

表1 水稻花藥開(kāi)裂前不同時(shí)間點(diǎn)JA和JA-Ile的水平Tab.1 The levels of JA and JA-Ile in rice anthers at different points before splitting

-24 h、-4 h、-2 h及0 h表示花藥開(kāi)裂24、4、2、0 h；不同小寫字母表示在P<0.05水平上差異顯著
-24 h,-4 h,-2 h and 0 h mean 24,4,2,0 h before anther dehiscence.Different small letters indicate significant difference at 0.05 level

2.3 花藥開(kāi)裂前JA代謝途徑相關(guān)基因的表達(dá)變化

圖2 水稻花藥開(kāi)裂前不同時(shí)間點(diǎn)JA代謝途徑相關(guān)基因的表達(dá)水平 Fig.2 The expression levels of genes related to JA metabolism pathway in rice anthers at different points before splitting

細(xì)胞內(nèi)JA生物合成起始于亞麻酸(a-linolenic acid)，亞麻酸經(jīng)13-LOX、AOS、AOC和OPR3的依次催化和3步β-氧化反應(yīng)(β-oxidation)后，最終生成(3R,7S)-JA[4]。擬南芥lox3lox4雙突變體出現(xiàn)開(kāi)花時(shí)花藥不開(kāi)裂的表型[14]，水稻基因組含有6個(gè)13-LOX家族基因，其中與AtLOX3和AtLOX4同源性最高的是OsLOX6，達(dá)到62.8%和64.4%[15]。水稻編碼AOS同工酶的基因?yàn)镺sAOS1和OsAOS2；OsAOS2在成熟花藥中的表達(dá)量非常低[9]，本文也得到相同的結(jié)果(數(shù)據(jù)未給出)，OsAOS2在花藥晚期發(fā)育中應(yīng)該不起主要作用。催化水稻JA生物合成的AOC和OPR3分別由單個(gè)同源基因OsAOC和OsOPR7編碼[8]。從圖2可知，隨著穎花開(kāi)放的臨近，花藥JA生物合成關(guān)鍵基因OsLOX6、OsAOS1、OsAOC和OsOPR7的表達(dá)量均有一定程度的上升，分別較開(kāi)裂前24 h增加12、2.4、4.5和2.8倍，其中OsLOX6表達(dá)上調(diào)幅度最大。

在茉莉酸-氨基酸合成酶(JAR1)的催化下，新合成JA與異亮氨酸(Ile)結(jié)合，轉(zhuǎn)變?yōu)镴A信號(hào)轉(zhuǎn)導(dǎo)活性形式JA-Ile。擬南芥中該酶由單基因AtJAR1編碼，水稻基因組中與AtJAR1同源的基因?yàn)镺sJAR1和OsJAR2[16]。從開(kāi)裂前24 h至0 h，花藥OsJAR1的表達(dá)水平略有增加，而OsJAR2的表達(dá)水平急速下降(圖2)。

2.4 花藥開(kāi)裂前JA信號(hào)轉(zhuǎn)導(dǎo)途徑相關(guān)基因的表達(dá)變化

圖3 水稻花藥開(kāi)裂前不同時(shí)間點(diǎn)COI1同源基因的表達(dá)水平Fig.3 The expression levels of COI1 homologous genes in rice anthers at different points before splitting

JA信號(hào)感知的受體蛋白是COI1，其屬于SCF E3連接酶復(fù)合體的F-box蛋白組分，能特異識(shí)別活性分子JA-Ile，水稻基因組中存在3個(gè)編碼COI1蛋白的家族基因OsCOI1b、OsCOI1a和OsCOI2[17]，花藥開(kāi)裂時(shí)這3個(gè)基因的表達(dá)水平都略有下降，較開(kāi)裂前24 h分別降低50%左右(圖3)。

圖4 水稻花藥開(kāi)裂前不同時(shí)間點(diǎn)OsJAZ家族基因的表達(dá)水平Fig.4 The expression levels of OsJAZs in rice anthers at different points before splitting

JAZ蛋白家族是JA信號(hào)轉(zhuǎn)導(dǎo)的負(fù)向調(diào)控因子，在休止?fàn)顟B(tài)(JA-Ile低)，JAZ蛋白與轉(zhuǎn)錄因子(MYC2)結(jié)合，阻礙JA響應(yīng)基因的表達(dá)；在活化狀態(tài)(JA-Ile高)，SCFCOI1召喚JAZ蛋白并將其泛素化，導(dǎo)致JAZ蛋白被26S 蛋白酶體降解，從而啟動(dòng)JA 響應(yīng)基因的轉(zhuǎn)錄[5]。水稻OsJAZ基因家族共有15個(gè)成員(OsJAZ1-15)，發(fā)揮精細(xì)調(diào)控JA響應(yīng)的作用[18]。從圖4可知，花藥開(kāi)裂時(shí)OsJAZ1、OsJAZ2、OsJAZ5和OsJAZ15表達(dá)水平下降，其余11個(gè)OsJAZs的表達(dá)水平上升。其中，OsJAZ15下降幅度最大，較開(kāi)裂前24 h降低7.3倍；OsJAZ10和OsJAZ11上升幅度最大，比開(kāi)裂前24 h分別升高65和86倍。

3 討 論

花藥開(kāi)裂為花藥發(fā)育過(guò)程中需經(jīng)歷的最后一個(gè)階段，花藥能否適時(shí)開(kāi)裂直接影響植物的傳粉和受精。JA是調(diào)控雙子葉擬南芥花藥開(kāi)裂的重要信號(hào)分子。例如，擬南芥JA缺失突變體lox3lox4、opr3、aos以及JA不敏感突變體coi1均表現(xiàn)出開(kāi)花時(shí)花藥不同步開(kāi)裂的異常現(xiàn)象[4,15]。同時(shí)，擬南芥花苞JA水平在接近花藥開(kāi)裂時(shí)(11-12期)會(huì)顯著上升，較發(fā)育早中期(1-10期)增加6.7倍[19]。早期鑒定的JA缺失突變體hebiba是雄性不育，但它是雄性器官早期發(fā)育缺陷所導(dǎo)致的[20]。近期研究[11]發(fā)現(xiàn)，水稻JA不敏感突變體osjar1也表現(xiàn)出開(kāi)穎時(shí)花藥不正常開(kāi)裂的現(xiàn)象。osjar1的穎花JA水平比野生型高3.5倍，但JA-Ile水平比野生型低100倍，即JA-Ile是調(diào)控花藥開(kāi)裂的的JA信號(hào)分子。本研究表明，水稻花藥開(kāi)裂時(shí)JA和JA-Ile水平較開(kāi)裂前2 h分別升高8.3和55倍，這表明花藥臨近開(kāi)裂前會(huì)產(chǎn)生大量的JA，并迅速轉(zhuǎn)變?yōu)镴A-Ile，佐證了Xiao等[11]的結(jié)果。

雄性不育系珍汕97A花時(shí)零散的現(xiàn)象與漿片OsAOC表達(dá)水平較低引起的JA含量不足有關(guān)[10]，同樣花藥開(kāi)裂時(shí)OsAOC的表達(dá)水平較開(kāi)裂前2 h升高2.8，以滿足JA大量合成的需要。新合成的JA轉(zhuǎn)變?yōu)镴A-Ile需要JAR1的催化，OsJAR1和OsJAR2均有此功能，但OsAJAR1的表達(dá)與花器官發(fā)育更密切[11,17]。水稻漿片膨大時(shí)JA含量快速上升，OsJAR1的表達(dá)也相應(yīng)顯著上調(diào)[9]。本研究通過(guò)檢測(cè)JA合成途徑關(guān)鍵基因的表達(dá)，發(fā)現(xiàn)花藥開(kāi)裂前OsLOX6、OsAOS1、OsAOC和OsOPR7的表達(dá)量均上升，這與花藥JA水平的上升相對(duì)應(yīng)。OsLOX6表達(dá)水平的增加幅度較其他3個(gè)基因大的多，表明上游催化酶的表達(dá)對(duì)JA生物合成的影響更大，這與非誘導(dǎo)植株JA生物合成嚴(yán)格受到底物供給的限制相一致[21]。雖然花藥開(kāi)裂時(shí)JA-Ile的水平急速上升，但OsJAR1的表達(dá)水平不明顯上調(diào)，OsJAR2表達(dá)水平顯著下調(diào)。這可能與花藥開(kāi)裂早期OsJAR1的表達(dá)水平就已非常高，OsJAR1的酶活性不是限制JA-Ile形成的主要因素有關(guān)。相關(guān)研究[22]也指出，JAR1雖必需但不是主要調(diào)控位點(diǎn)，前體物JA或OPDA的供應(yīng)對(duì)JA-Ile迸發(fā)有直接影響。

COI1是感知JA-Ile的受體蛋白，多數(shù)情況下JA水平的升高會(huì)促進(jìn)COI1基因的表達(dá)，但在擬南芥花青素積累thf1突變體中JA含量的上升并不相應(yīng)伴隨COI1的上調(diào)表達(dá)[23]。水稻中3個(gè)COI1同源基因OsCOI1a、OsCOI1b和OsCOI2的表達(dá)水平在花藥開(kāi)裂時(shí)略有下降，并不隨JA-Ile的迸發(fā)而上調(diào)。這表明，JA依賴的花藥開(kāi)裂主要?dú)w功于JA和JA-Ile水平的大幅上升。JA-Ile信號(hào)引起JAZ抑制蛋白的泛素化途徑降解，從而誘導(dǎo)JA響應(yīng)基因的表達(dá)。JAZ家族蛋白間存在同型或異型的相互作用，形成精細(xì)的JAZs調(diào)控網(wǎng)絡(luò)，響應(yīng)JA特異生理功能。目前發(fā)現(xiàn)OsJAZ1、OsJAZ8、OsJAZ9和OsJAZ10分別參與花器官發(fā)育、抗病性、抗鹽性、莖稈發(fā)育[24]。水稻花藥開(kāi)裂時(shí)15個(gè)OsJAZs家族成員的表達(dá)差異很大，OsJAZ1、OsJAZ2、OsJAZ5和OsJAZ15表達(dá)水平下降，其余11個(gè)OsJAZs的表達(dá)水平均會(huì)上升?；ㄋ嶰sJAZ10和OsJAZ11的上升幅度最大，比開(kāi)裂前24 h分別增加了65和86倍。許多研究[5,25]已證實(shí)，JA誘導(dǎo)的JAZ抑制蛋白降解能反饋促進(jìn)JAZ基因的表達(dá)，以補(bǔ)充JAZ庫(kù)。結(jié)果表明，JA信號(hào)誘導(dǎo)的OsJAZ10和OsJAZ11蛋白的快速降解在花藥開(kāi)裂中發(fā)揮重要調(diào)控作用，后續(xù)將利用分子生物學(xué)手段深入研究。

參考文獻(xiàn)：

[1] 何永明,曾曉春,向妙蓮,等.水稻花時(shí)調(diào)控研究進(jìn)展[J].湖北農(nóng)業(yè)科學(xué),2014,53(7):1489-1492.

He Y M,Zeng X C,Xiang M L,et al.Advances on floret opening time of rice[J].Hubei Agricultural Sciences,2014,53(7):1489-1492.

[2] Ishimaru T,Hirabayashi H,Ida M,et al.A genetic resource for early-morning flowering trait of wild riceOryzaofficinalisto mitigate high temperature-induced spikelet sterility at anthesis[J].Annals of Botany,2010,106(3):515-520.

[3] 袁隆平.雜交水稻學(xué)[M].北京:中國(guó)農(nóng)業(yè)出版社,2002:246-279.

Yuan L P.Hybrid Rice Sciences[M].Beijing:China Agricultural Press,2002:246-279.

[4] Wasternack C.Jasmonates:an update on biosynthesis,signal transduction and action in plant stress response,growth and development[J].Annals of Botany,2007,100(4):681-697.

[5] Pauwels L,Goossens A.The JAZ proteins:a crucial interface in the jasmonate signaling cascade[J].The Plant Cell,2011,23(9):3089-3100.

[6] Zeng X C,Zhou X,Zhang W,et al.Opening of rice floret in rapid response to methyl jasmonate[J].Journal of Plant Growth Regulation,1999,18(4):153-158.

[7] 閆芝芬,周燮,馬春紅,等.冠毒素和茉莉酸甲酯對(duì)誘導(dǎo)小麥、黑麥和高羊茅草穎花開(kāi)放的效應(yīng)[J].中國(guó)農(nóng)業(yè)科學(xué),2001,34(3):334-337.

Yan Z F,Zhou X,Ma C H,et al.Inducing effect of coronatine and methyl jasmonate on the opening of spikelets in wheat,rye and mildew[J].Scientia Agricultura Sinica,2001,34(3):334-337.

[8] 何永明,林擁軍,曾曉春.水稻穎花自然開(kāi)放過(guò)程中茉莉酸(JA)生物合成的變化[J].作物學(xué)報(bào),2012,38(10):1891-1899.

He Y M,Lin Y J,Zeng X C.Dynamic changes of jasmonic acid biosynthesis in rice florets during natural anthesis[J].Acta Agronomica Sinica,2012,38(10):1891-1899.

[9] 黃俊寶,何永明,曾曉春,等.水稻穎花開(kāi)放前花器官茉莉酸水平變化及漿片茉莉酸信號(hào)基因表達(dá)分析[J].中國(guó)農(nóng)業(yè)科學(xué),2015,48(6):1219-1227.

Huang J B,He Y M,Zeng X C,et al.Changes of JA levels in floral organs and expression analysis of JA signaling genes in lodicules before floret opening in rice[J].Scientia Agricultura Sinica,2015,48(6):1219-1227.

[10] Liu L,Zou Z,Qian K,et al.Jasmonic acid deficiency leads to scattered floret opening time in cytoplasmic male sterile rice Zhenshan 97A[J].Journal of Experimental Botany,2017,68(16):4613-4625.

[11] Xiao Y G,Chen Y,Charnikhova T,et al.OsJAR1 is required for JA-regulated floret opening and anther dehiscence in rice[J].Plant Molecular Biology,2014,86(1/2):19-33.

[12] Liu H,Li X,Xiao J,et al.A convenient method for simultaneous quantification of multiple phytohormones and metabolites:Application in study of rice-bacterium interaction[J].Plant Methods,2012,8(1):2.

[13] 何永明,曾曉春.開(kāi)花期水稻穎花實(shí)時(shí)定量RT-PCR分析中內(nèi)參基因的選擇[J].江西農(nóng)業(yè)大學(xué)學(xué)報(bào),2012,34(6):1086-1092.

He Y M,Zeng X C.Reference gene selection for quantitative real-time RT-PCR normalization in rice florets during anthesis[J].Acta Agriculturae Universitatis Jiangxiensis,2012,34(6):1086-1092.

[14] Caldelari D,Wang G,Farmer E E,et al.Arabidopsislox3lox4 double mutants are male sterile and defective in global proliferative arrest[J].Plant Molecular Biology,2011,75(1/2):25-33.

[15] Borrego E,Kolomiets M V.Synthesis and functions of jasmonates in maize[J].Plants,2016,5(4):41.

[16] Wakuta S,Suzuki E,Saburi W,et al.OsJAR1 and OsJAR2 are jasmonyl-L-isoleucine synthases involved in wound-and pathogen- induced jasmonic acid signaling[J].Biochemical and Biophysical Research Communications,2011,409(4):634-639.

[17] Lee H Y,Seo J S,Cho J H,et al.OryzasativaCOI homologues restore jasmonate signal transduction inArabidopsiscoi1-1 mutants[J].PLoS ONE,2013,8(1):e52802.

[18] Ye H,Du H,Tang N,Li X,et al.Identification and expression profiling analysis of TIFY family genes involved in stress and phytohormone responses in rice[J].Plant Molecular Biology,2009,71(3):291-305.

[19] Nagpal P,Ellis C M,Weber H,et al.Auxin response factors ARF6 and ARF8 promote jasmonic acid production and flower maturation[J].Development,2005,132(18):4107-4118.

[20] Riemann M,Muller A,KorteA,et al.Impaired induction of the jasmonate pathway in the rice mutanthebiba[J].Plant Physiology,2003,133(4):1820-1830.

[21] Laudert D,Schaller F,Weiler E W.TransgenicNicotianatabacumandArabidopsisthalianaplants overexpressing alleneoxide synthase[J].Planta,2000,211(1):163-165.

[22] Browse J.Jasmonate passes muster:a receptor and targets for the defense hormone[J].Annual Review of Plant Biology,2009,60:183-205.

[23] Gan Y,Li H,Xie Y,et al.THF1 mutations lead to increased basal and wound-induced levels of oxylipins that stimulate anthocyanin biosynthesis via COI1 signaling inArabidopsis[J].Journal of Integrative Plant Biology,2014,56(9):916-927.

[24] Dhakarey R,Peethambaran P K,Riemann M.Functional analysis of jasmonates in rice through mutant approaches[J].Plants,2016,5(1):15.

[25] Chung H S,Koo A J,Gao X,et al.Regulation and function ofArabidopsisJASMONATE ZIM-domain genes in response to woundingand herbivory[J].Plant Physiology,2008,146(3):952-964.