盧 媛崔超凡胡 平陳佩度沈雪芳韓 晴王義發(fā)邢莉萍,*曹愛忠,*

1上海市農(nóng)業(yè)科學(xué)院作物育種栽培研究所, 上海 201403;2南京農(nóng)業(yè)大學(xué)作物遺傳與種質(zhì)創(chuàng)新國家重點(diǎn)實(shí)驗室 / 細(xì)胞遺傳研究所 / 江蘇省現(xiàn)代作物生產(chǎn)協(xié)同創(chuàng)新中心, 江蘇南京 210095

矮稈基因Rht_NM9在小麥株高建成中對內(nèi)源激素含量的影響

盧 媛1,2崔超凡2胡 平2陳佩度2沈雪芳1韓 晴1王義發(fā)1邢莉萍2,*曹愛忠2,*

1上海市農(nóng)業(yè)科學(xué)院作物育種栽培研究所, 上海 201403;2南京農(nóng)業(yè)大學(xué)作物遺傳與種質(zhì)創(chuàng)新國家重點(diǎn)實(shí)驗室 / 細(xì)胞遺傳研究所 / 江蘇省現(xiàn)代作物生產(chǎn)協(xié)同創(chuàng)新中心, 江蘇南京 210095

普通小麥品種“南農(nóng)9918”經(jīng)甲基磺酸乙酯(ethyl methanesulfonate, EMS)誘變獲得一個矮稈、多蘗、長穗突變體“NM9”, 在該突變體中定位到一個新的矮稈突變基因 Rht_NM9。內(nèi)源激素在普通小麥株高建成的過程中發(fā)揮重要的調(diào)節(jié)作用, 為了解析Rht_NM9致矮的生理機(jī)制, 本研究以南農(nóng)9918及其矮稈突變體NM9為材料, 利用酶聯(lián)免疫吸附分析法(enzyme-linked immunosorbent assays, ELISA)測定了不同生育期各節(jié)間內(nèi)源赤霉素(GA)、生長素(IAA)、脫落酸(ABA)和玉米素核苷(ZR)的含量, 分析小麥發(fā)育關(guān)鍵時期的內(nèi)源激素含量變化與株高的關(guān)系。結(jié)果表明, 在孕穗期和抽穗期, 矮稈突變體NM9中GA、ABA含量均顯著高于南農(nóng)9918, 而ZR含量則顯著低于南農(nóng)9918, IAA含量在南農(nóng)9918和突變體NM9之間無明顯差異。此外, 突變體NM9各節(jié)間中GA/ABA比值顯著高于南農(nóng)9918,而IAA/ABA、(IAA+GA)/ABA、ZR/ABA比值顯著低于南農(nóng)9918。以上結(jié)果表明小麥株高受多種激素調(diào)控, 突變體中內(nèi)源ABA含量升高, IAA/ABA和ZR/ABA比值降低會抑制植物株高伸長。

小麥; 株高; 突變體; 內(nèi)源激素

株高是禾本科作物的重要農(nóng)藝性狀, 它不僅影響植株表型, 還影響作物的高產(chǎn)穩(wěn)產(chǎn)。近年來, 隨著肥水條件的不斷改善, 倒伏仍是限制小麥高產(chǎn)的重要因素。倒伏與小麥千粒重、經(jīng)濟(jì)系數(shù)和產(chǎn)量均呈負(fù)相關(guān)[1]。此外, 倒伏不僅會對小麥產(chǎn)量造成不良影響, 嚴(yán)重時可減產(chǎn)80%, 同時還會降低籽粒品質(zhì)[2]。株高與倒伏呈正相關(guān)[3]。目前, 降低株高仍是提高抗倒伏性最主要的措施[4]。從“第一次綠色革命”開始,植物株高性狀的調(diào)控機(jī)制和遺傳基礎(chǔ)一直是遺傳育種研究的熱點(diǎn)。

植物內(nèi)源激素通過促進(jìn)、抑制或改變生理活動,調(diào)控植物的生長發(fā)育進(jìn)程[5]。在已發(fā)現(xiàn)的植物激素中, 赤霉素(gibberellin, GA)、細(xì)胞分裂素(cytokinin, CTK)、生長素(auxin, IAA)和脫落酸(abscisic acid, ABA)均參與了植物的株高建成[6-9]。目前, 在模式植物擬南芥和水稻中, 對植株的矮化機(jī)制已有較深入的研究。例如, 過表達(dá)水稻 GA信號轉(zhuǎn)導(dǎo)抑制因子SLR1, 會導(dǎo)致株高降低[10]。擬南芥DDF1基因通過抑制GA合成, 降低內(nèi)源GA含量, 使植株矮化[11]。在ACL5等位基因突變體tkv中, 通過抑制IAA極性運(yùn)輸, 使株高降低[12]。矮稈突變體nhr1中內(nèi)源ABA含量較野生型顯著提高; 對其野生型外施 ABA, 野生型株高顯著降低[13]。在小麥中, 對矮稈基因的研究還遠(yuǎn)不如擬南芥和水稻深入。目前, 在小麥中僅克隆了矮稈基因Rht-B1b、Rht-D1b和Rht-B1c, 均是擬南芥GAI基因的同源基因, 編碼GA信號轉(zhuǎn)導(dǎo)通路的抑制因子DELLA蛋白, DELLA蛋白的GA信號感知區(qū)發(fā)生突變, 導(dǎo)致突變體對外源 GA信號感知功能喪失, 從而對莖稈伸長產(chǎn)生持續(xù)的抑制作用,最終形成對GA不敏感的矮化表型[10,14-16]。

多種植物激素間的相互作用對植物生長發(fā)育起著綜合調(diào)控作用。熊國勝等[17]認(rèn)為大多數(shù)植物激素對植物生長發(fā)育的調(diào)控作用比較復(fù)雜, 同一種激素可以調(diào)控多個發(fā)育過程, 而一個特定的發(fā)育過程同時需要多種不同激素的協(xié)同作用。其中, 激素含量比值變化就是影響植物發(fā)育的重要因素。張立軍等[18]研究發(fā)現(xiàn), GA/ABA、IAA/ABA和(IAA+GA)/ABA的比值能反映植物生長與休止?fàn)顩r, 比值較低時抑制型激素ABA的含量占優(yōu)勢, 植物處于緩慢發(fā)育或休止?fàn)顟B(tài); 比值高則相反。殷穩(wěn)娜等[19]發(fā)現(xiàn), 高稈型小黑麥中GA/ABA、IAA/ABA、(IAA+GA)/ABA比值均高于矮稈型小黑麥, 這 3種內(nèi)源激素間比值與小黑麥的株高密切相關(guān)。苜蓿中隨著外施ABA濃度的提高, GA/ABA、IAA/ABA、ZR/ABA比值明顯下降, 株高也隨之降低[20]。Dong等[21]研究發(fā)現(xiàn), GA/ABA和(IAA+GA+ZR)/ABA比值升高, 能促進(jìn)蘋果晚熟品種的種子萌發(fā)。此外, IAA/ABA比值與板栗生根率高度正相關(guān), 連續(xù)繼代培養(yǎng)時IAA/ABA比值增加有利于生根率提高[22]。小麥籽粒中ZR/ABA、GA/ABA、IAA/ABA比值與籽粒產(chǎn)量和淀粉含量極顯著正相關(guān)[23]。以上研究結(jié)果表明, 植物內(nèi)源激素含量以及內(nèi)源激素含量比值變化與包括株高在內(nèi)的植物生長發(fā)育密切相關(guān)。

本研究前期利用EMS對普通小麥“南農(nóng)9918”進(jìn)行誘變, 獲得一個矮稈、多蘗、長穗突變體“NM9”,并在其 2A染色體短臂上定位了一個新的小麥矮稈基因 Rht_NM9。本研究以普通小麥品種南農(nóng) 9918及其矮稈突變體NM9為材料, 通過對其不同生育期各節(jié)間中內(nèi)源 GA、IAA、ZR和 ABA含量, 以及GA/ABA、IAA/ABA、(IAA+GA)/ABA、ZR/ABA比值變化的比較, 分析小麥株高建成中內(nèi)源激素含量變化和激素間的相互作用, 探究Rht_NM9對激素的調(diào)控模式。

1 材料與方法

1.1 試驗材料

以南農(nóng)9918和NM9為試材。普通小麥品種南農(nóng)9918含有矮稈基因Rht-B1b和Rht8, 由南京農(nóng)業(yè)大學(xué)細(xì)胞遺傳研究所培育。NM9為前期研究利用EMS對南農(nóng)9918進(jìn)行誘變, 獲得的一個矮稈、多蘗、長穗突變體, 其株高(28.95±3.46 cm)較野生型(89.95±2.65 cm)降低了68%, 表現(xiàn)為極度矮化, 且有效分蘗數(shù)較野生型增加近 1倍, 穗長較野生型長了約3 cm[24]。Lu等[24]利用F2遺傳群體及其F2:3家系,在突變體 NM9中定位到一個新的小麥部分顯性矮稈基因Rht_NM9。

1.2 材料種植和取樣

2013年和2014年的11月10日于南京農(nóng)業(yè)大學(xué)江浦試驗站塑料大棚種植試驗, 行長 1.50 m, 行距0.25 m, 每行播 30粒, 二葉一心期間苗, 每行保留長勢一致的7株(株距0.25 m)。田間常規(guī)管理, 在冬季氣溫較低時, 將塑料大棚內(nèi)與外環(huán)境隔離, 以提升棚內(nèi)溫度, 提高材料的生長速度; 在氣溫較高的3月中旬至成熟, 打開大棚兩側(cè)通風(fēng)降溫。

前期研究發(fā)現(xiàn), 突變體在孕穗期和抽穗期的苗高極顯著低于野生型, 各節(jié)間長度顯著縮短, 導(dǎo)致成株期突變體株高較野生型極顯著降低[24]。因此,本研究在孕穗期隨機(jī)選取每行中間的共 10個單株,在測量株高的同時, 分別在孕穗期和抽穗期從突變體及野生型頂端第 1節(jié)間(1IU, 節(jié)向上 1 cm處取樣)、第2節(jié)間(2IU)、第3節(jié)間(3IU), 以及抽穗期頂端數(shù)第4節(jié)間(4IU)取0.5 g樣品, 液氮速凍, -70℃保存, 取樣結(jié)束后統(tǒng)一測定內(nèi)源激素含量。

1.3 激素提取及其含量測定

向樣品中加入 2 mL提取液(80%甲醇, 含 1 mmol L–1二叔丁基對甲苯酚), 在冰浴下研磨成勻漿,轉(zhuǎn)入10 mL試管中, 再用2 mL提取液分2次將研缽沖洗干凈, 一并轉(zhuǎn)入試管中, 搖勻后放置在4℃冰箱中浸提 4 h。取上清液過 C-18固相萃取柱(C18 Sep-Park Cartridge, Waters Corp, USA), 真空濃縮干燥過柱后的樣品, 除去甲醇, 最后用1 mL樣品稀釋液(PBS, pH 7.5, 含0.1% Tween-20, 0.1%明膠)溶解。

根據(jù)Teng等[25]的方法, 用酶聯(lián)免疫吸附分析法(enzyme-linked immunosorbent assays, ELISA)測定內(nèi)源赤霉素(GA)、脫落酸(ABA)、玉米素核苷(ZR,細(xì)胞分裂素類物質(zhì))和生長素(IAA)的總含量。用酶標(biāo)儀(Tecan M200 PRO, Tecan, Switzerland)測定標(biāo)準(zhǔn)物和各樣品在490 nm處的OD值。最后, 用激素標(biāo)樣各濃度(ng mL–1)的自然對數(shù)與各濃度顯色值的logit值的回歸方程, 求樣品激素濃度。試劑盒購于中國農(nóng)業(yè)大學(xué)作物化學(xué)控制研究中心, 標(biāo)準(zhǔn)樣的最大濃度, IAA、ABA為100 ng mL–1, ZR為20 ng mL–1, GA為10 ng mL-1。重復(fù)2年試驗, 每年重復(fù)2次, 每次每樣品均設(shè)置3個重復(fù)。

1.4 統(tǒng)計分析

用 SPSS 16.0軟件計算內(nèi)源激素含量和激素含量比值的標(biāo)準(zhǔn)差; 以t-test統(tǒng)計分析突變體與野生型對應(yīng)節(jié)間內(nèi)源激素含量、激素含量比值的差異顯著性。用SigmaPlot 12.5軟件根據(jù)內(nèi)源激素含量、激素含量比值的平均值和標(biāo)準(zhǔn)差繪制柱形圖。

2 結(jié)果與分析

2.1 突變體 NM9及其野生型株高建成中內(nèi)源GA、IAA、ZR、ABA含量變化

比對野生型和突變體各個節(jié)間長度及細(xì)胞形態(tài),發(fā)現(xiàn)突變體 NM9莖稈薄壁細(xì)胞及各節(jié)間長度的顯著縮短, 導(dǎo)致突變體株高較野生型極顯著降低。為了研究 NM9莖稈中內(nèi)源激素含量變化是否是Rht_NM9基因引起突變體表型變異的原因, 分別在孕穗期和抽穗期對突變體及其野生型各節(jié)間內(nèi)源GA、IAA、ZR、ABA含量進(jìn)行了測定。

2.1.1 突變體和野生型 GA 含量變化 在孕穗期和抽穗期, 突變體各節(jié)間中GA含量均極顯著高于野生型(圖 1-A)。野生型在抽穗期頂端第 3節(jié)間的 GA含量最低(5.68±1.79 ng g–1), 而突變體在孕穗期頂端第3節(jié)間的GA含量最低, 為64.25±5.18 ng g–1, 是野生型GA最低含量的11倍; 野生型在孕穗期頂端第 1節(jié)間的 GA含量最高(17.36±4.85 ng g–1), 而突變體在抽穗期頂端第4節(jié)間的GA含量最高, 為155.15±14.56 ng g–1, 是野生型GA最高含量的 9倍(圖 1-A)。此外, 比較發(fā)現(xiàn), 即使突變體節(jié)間中GA最低含量也是野生型節(jié)間中GA最高含量的4倍, 突變體各節(jié)間中GA含量遠(yuǎn)高于野生型(圖1-A)。

2.1.2 突變體和野生型 ABA含量變化 在孕穗期和抽穗期, 突變體各節(jié)間內(nèi)源ABA含量極顯著高于野生型的對應(yīng)節(jié)間(圖1-B)。突變體中, 孕穗期頂端第2節(jié)間的ABA含量最高, 為809.25±50.31 ng g–1,在抽穗期頂端第 1節(jié)間的 ABA含量最低, 為183.44±7.77 ng g–1; 而在野生型中, 在孕穗期頂端第3節(jié)間ABA含量最高, 僅為152.96±9.18 ng g–1,顯著低于突變體各節(jié)間 ABA最低含量(圖 1-B), 可見突變體莖稈中ABA含量遠(yuǎn)高于野生型。

2.1.3 突變體和野生型 ZR含量變化 在孕穗期和抽穗期, 突變體和野生型 內(nèi)源 ZR含量變化趨勢相同, 均呈先上升后下降(圖1-C)。突變體和野生型ZR含量在各節(jié)間的分布相同, 孕穗期突變體(25.87±1.67 ng g–1)和野生型(32.71±0.38 ng g–1)頂端第2節(jié)間的ZR含量最高, 抽穗期突變體(21.51±2.05 ng g–1)和野生型(41.51±2.10 ng g–1)頂端第3節(jié)間的ZR含量最高(圖1-C)。比較發(fā)現(xiàn), 孕穗期和抽穗期突變體各節(jié)間內(nèi)源 ZR含量均顯著低于野生型對應(yīng)節(jié)間(圖1-C)。

2.1.4 突變體和野生型IAA含量變化 在孕穗期和抽穗期, 突變體和野生型各節(jié)間中IAA含量變化趨勢相同, 表現(xiàn)為從形態(tài)學(xué)上端節(jié)間(頂端第1節(jié)間)至形態(tài)學(xué)基部節(jié)間(孕穗期頂端第3節(jié)間, 抽穗期頂端第4節(jié)間) IAA含量呈逐漸上升趨勢, 在基部節(jié)間IAA含量達(dá)到最大值(圖1-D), 在突變體和野生型各節(jié)間之間形成了IAA濃度梯度。然而, 將突變體各節(jié)間內(nèi)源IAA含量和野生型對應(yīng)節(jié)間相比, 均無顯著差異(圖1-D)。

圖1 孕穗期和抽穗期矮稈突變體NM9及其野生型南農(nóng)9918各節(jié)間內(nèi)源激素含量變化Fig. 1 Changes of endogenous phytohormone contents in different internodes of dwarf mutant NM9 and its wild-type NAU9918 at booting and heading stageA: GA含量; B: ABA含量; C: ZR含量; D: IAA含量; 1IU～4IU: 頂端第1～第4節(jié)間。*和**分別表示突變體和野生型在P ＜ 0.05 和P ＜ 0.01水平差異顯著。A: GA content; B: ABA content; C: ZR content; D: IAA content; 1IU–4IU: the first, second, third, and forth internode from the top, respectively. * and ** indicate significant difference between the mutant and the wild-type at the 0.05 and 0.01 probability level, respectively.

2.2 突變體 NM9和野生型各節(jié)間內(nèi)源激素含量比值變化

突變體孕穗期頂端第 3節(jié)間以及抽穗期各節(jié)間的 GA/ABA比值均顯著高于野生型(圖 2-A)。除了抽穗期頂端第1節(jié)間中(IAA+GA)/ABA比值在突變體和野生型之間無顯著差異外, 突變體各節(jié)間的IAA/ABA、(IAA+GA)/ABA、ZR/ABA比值均極顯著低于野生型對應(yīng)節(jié)間(圖2-B, C, D)。

3 討論

3.1 小麥株高發(fā)育與內(nèi)源GA激素含量變化的關(guān)系

GA是促進(jìn)植物莖稈伸長的重要激素[26-27]。目前,在水稻、擬南芥等模式植物中對內(nèi)源 GA含量變化與株高發(fā)育的關(guān)系已有較深入的研究, 發(fā)現(xiàn) GA合成代謝和信號轉(zhuǎn)導(dǎo)通路相關(guān)基因, 通過對 GA合成代謝途徑或信號轉(zhuǎn)導(dǎo)通路的調(diào)控, 調(diào)節(jié)植株 內(nèi)源GA含量, 控制植物株高發(fā)育。例如GA合成通路中,赤霉素合成關(guān)鍵酶基因OsGA20ox2突變會抑制GA合成, 降低內(nèi)源GA含量, 導(dǎo)致植株矮化[28]。GA代謝通路中, OsGA2ox1基因通過2β-羥基化活性GA降低突變體內(nèi)源活性 GA含量, 導(dǎo)致株高降低[29]。PHOR1是GA信號轉(zhuǎn)導(dǎo)通路的正向調(diào)控因子, 抑制PHOR1表達(dá)會降低植株對GA的響應(yīng), 使內(nèi)源GA大量累積, GA含量顯著提高, 植株矮化[30]。雖然小麥中根據(jù)植株對外施 GA的響應(yīng), 將矮稈突變體分為GA敏感型和GA不敏感型兩大類, 認(rèn)為GA敏感型矮化突變體內(nèi)源GA合成通路受阻, 內(nèi)源GA缺乏或痕量存在; 而GA不敏感型矮化突變體的內(nèi)源GA含量變化不大, 甚至顯著高于野生型。然而, 目前對GA含量變化對小麥株高發(fā)育影響的定量分析研究還很少。突變體 NM9株高降低是由 GA不敏感型小麥矮稈基因Rht_NM9導(dǎo)致[24]。本研究發(fā)現(xiàn), 矮稈突變體NM9各節(jié)間中GA含量均極顯著高于野生型,該結(jié)果與前人對 GA信號轉(zhuǎn)導(dǎo)通路受阻的矮稈突變體中 GA含量變化的研究結(jié)果相同, 推測Rht_NM9基因通過抑制突變體中GA信號轉(zhuǎn)導(dǎo)途徑抑制受GA誘導(dǎo)的植物生長發(fā)育, 導(dǎo)致突變體內(nèi)源 GA含量顯著升高, 植株矮化。

圖2 孕穗期和抽穗期矮稈突變體NM9及其野生型南農(nóng)9918各節(jié)間激素含量比值變化Fig. 2 Changes of phytohormone content ratio in different internodes of dwarf mutant NM9 and its wild-type NAU9918 at booting and heading stageA: GA/ABA比值; B: IAA/ABA比值; C: (IAA + GA)/ABA比值; D: ZR/ABA比值; 1IU～4IU: 頂端第1～第4節(jié)間。*和**分別表示突變體和野生型在P ＜ 0.05 和P ＜ 0.01水平差異顯著。A: GA/ABA ratio; B: IAA/ABA ratio; C: (IAA + GA)/ABA ratio; D: ZR/ABA ratio; 1IU–4IU: the first, second, third, and forth internode from the top, respectively. * and ** indicate significant difference between the mutant and the wild-type at the 0.05 and 0.01 probability level, respectively.

3.2 小麥株高發(fā)育與內(nèi)源ABA含量變化的關(guān)系

ABA是一種抑制生長的植物激素, 對 ABA和植物株高關(guān)系的研究認(rèn)為, 內(nèi)源ABA含量變化會影響植物株高。Hoffmann等[31]用不同濃度ABA溶液處理深水稻莖稈切段, 發(fā)現(xiàn)ABA能抑制節(jié)間伸長。宋平等[32]研究發(fā)現(xiàn), 矮稈秈稻品種幼苗內(nèi)源ABA含量顯著高于高稈品種, 含有強(qiáng)矮化效應(yīng) sd-g基因的“新桂矮”內(nèi)源ABA含量明顯高于含半矮稈基因sd-1的“廣場矮”。殷穩(wěn)娜等[19]研究發(fā)現(xiàn), 矮稈小黑麥品種的ABA含量顯著高于高稈品種, 推測ABA具有抑制小黑麥莖稈生長的作用。Wu等[33]發(fā)現(xiàn)普通小麥矮稈突變體“Meh0239”內(nèi)源ABA含量極顯著高于野生型。和以上結(jié)果相同的是, 本研究中矮稈突變體NM9 各節(jié)間 內(nèi)源ABA含量也均極顯著高于高稈野生型, 說明小麥 內(nèi)源ABA含量提高會抑制株高伸長。

3.3 內(nèi)源激素的相互作用對小麥株高發(fā)育的影響

植物的生長發(fā)育不是由單一激素調(diào)控, 而是多種激素協(xié)調(diào)作用的結(jié)果[5]。本研究發(fā)現(xiàn), 在不同生育期, 矮稈突變體NM9各節(jié)間內(nèi)源GA、ZR、ABA含量均較野生型有顯著差異, 說明NM9的矮化同樣并不是由單一激素調(diào)控, 而是多種激素協(xié)調(diào)作用的結(jié)果。研究發(fā)現(xiàn), 矮稈型小黑麥中的 GA/ABA、IAA/ABA、(IAA+GA)/ABA比值較高稈型小黑麥均顯著降低[19]。苜蓿中GA/ABA、(IAA+GA)/ABA比值與株高極顯著正相關(guān), 隨著GA/ABA、IAA/ABA、ZR/ABA 比值下降, 株高也隨之降低[20]。本研究的矮稈突變體NM9中IAA/ABA、(IAA+GA)/ABA、ZR/ABA比值均極顯著低于野生型, 這和前人研究結(jié)果一致, 再次說明突變體 IAA/ABA、(IAA+GA)/ ABA、ZR/ABA比值降低會抑制株高伸長。然而, 與前人研究結(jié)果不同的是, 突變體NM9中GA/ABA比值顯著高于野生型, 推測前人研究的多是 GA合成通路受阻的矮稈突變體, 突變體內(nèi)源 GA含量降低,導(dǎo)致矮稈突變體中GA/ABA比值低于野生型; 而本研究中NM9為GA不敏感型突變體, 內(nèi)源GA大量積累, GA增加幅度遠(yuǎn)高于ABA含量的上升幅度, 導(dǎo)致矮稈突變體NM9中GA/ABA比值顯著高于野生型。可見 GA對植物株高發(fā)育的影響是一個復(fù)雜過程, 由于 GA合成通路或信號通路受阻導(dǎo)致植株矮化的機(jī)制不同, 突變體中 GA含量分別表現(xiàn)為升高和降低, 因此, 不能僅根據(jù)突變體中 GA/ABA比值變化判斷其對植物株高發(fā)育的影響。目前, 在小麥中對內(nèi)源激素含量比值與株高發(fā)育關(guān)系的研究還較少, 本結(jié)果豐富了該領(lǐng)域的研究。

3.4 GA與ABA的互作與競爭

GA和ABA的代謝和信號途徑通過互作和競爭,對植物的生長發(fā)育進(jìn)行調(diào)控[34]。已有研究表明, GA和ABA信號互作存在拮抗作用, 抑制ABA合成可激活GA信號轉(zhuǎn)導(dǎo), 促進(jìn)植株莖稈伸長[35]。水稻中, SUB1A基因通過提高GA信號抑制因子SLR1、SLRL1的表達(dá), 降低植株對 GA的響應(yīng), 同時提高其對ABA 的響應(yīng), 抑制株高和根系的伸長[36-37]。FUS3基因過表達(dá)可降低GA合成代謝關(guān)鍵酶基因GA3ox1和GA20ox1的表達(dá), 抑制GA合成, 同時促進(jìn)ABA合成[38-39]。大麥糊粉層細(xì)胞中, ABA通過誘導(dǎo)ABA響應(yīng)激酶基因PKABA1的表達(dá)抑制受GA調(diào)控的轉(zhuǎn)錄因子GAMyb, 導(dǎo)致GA信號轉(zhuǎn)導(dǎo)通路受阻, 抑制GA通路下游α淀粉酶基因的表達(dá)[40]。目前, 在水稻和擬南芥中的研究認(rèn)為, 植物體內(nèi)GA與ABA之間主要是通過對 DELLA蛋白代謝的調(diào)節(jié)達(dá)到動態(tài)平衡。DELLA蛋白是GA信號途徑的抑制因子, GA通過泛素/蛋白酶途徑誘導(dǎo) DELLA蛋白降解, 解除DELLA蛋白對下游因子的抑制作用, 促進(jìn)植物生長發(fā)育[41]。同時, DELLA蛋白也可通過上調(diào)E3連接酶基因XERICO的表達(dá)促進(jìn)內(nèi)源ABA積累, 抑制植物生長[42]。相比之下, 小麥中對ABA參與調(diào)控的植株矮化機(jī)制、GA和ABA通路互作對植物株高建成影響的研究還鮮有報道。目前, 小麥中對矮稈基因致矮機(jī)制的研究還主要集中在由GAI基因參與調(diào)控的 GA信號轉(zhuǎn)導(dǎo)通路。已克隆的小麥矮稈基因Rht-B1b、Rht-D1b和Rht-B1c都是擬南芥GAI基因的直系同源基因[10], 它們在DELLA蛋白的GA信號感知區(qū)發(fā)生突變, 導(dǎo)致對 GA的信號感知功能受阻,抑制了受GA誘導(dǎo)的DELLA蛋白降解, 從而無法解除對下游生長響應(yīng)基因的抑制作用, 導(dǎo)致莖稈伸長受阻[43]。本研究發(fā)現(xiàn), 突變體 NM9中內(nèi)源 GA和ABA含量較野生型均極顯著提高, 推測GA不敏感型矮稈基因Rht_NM9可能在GA和ABA的信號通路互作中起一定作用, 在抑制 GA信號傳導(dǎo)的同時,促進(jìn)了ABA的合成, 導(dǎo)致突變體內(nèi)ABA和GA大量積累, 植株表現(xiàn)矮化。本研究的發(fā)現(xiàn)為解析小麥矮化過程中的植物激素控制機(jī)制提供了新模型。

4 結(jié)論

小麥矮稈突變體 NM9的矮化是多種激素相互作用、綜合調(diào)控的結(jié)果。矮稈基因Rht_NM9對GA不敏感, 導(dǎo)致突變體莖稈 GA含量較野生型極顯著提高, 進(jìn)而降低株高。此外, ABA 含量提高和IAA/ABA、ZR/ABA比值降低均會抑制植物株高的增長。

[1] 姚瑞亮, 朱文祥. 小麥形態(tài)性狀與倒伏的相關(guān)分析. 廣西農(nóng)業(yè)大學(xué)學(xué)報, 1998, 17(增刊): 16–18

Yao R L, Zhu W X. The correlation analysis of the stem traits and lodging in wheat. J Guangxi Agric Univ, 1998, 17(suppl): 16–18 (in Chinese with English abstract)

[2] Foulkes M J, Slafer G A, Davies W J, Berry P M, Sylvester-Bradley R, Martre P, Calderini D F, Griffiths S, Reynolds M P. Raising yield potential of wheat: III. Optimizing partitioning to grain while maintaining lodging resistance. J Exp Bot, 2011, 62: 469–486

[3] Wiersma D W, Oplinger E S, Guy S O. Environment and cultivar effects on winter wheat response to ethephon plant growth regulator1. Agron J, 1986, 78: 761–764

[4] Kashiwagi T, Ishimaru K. Identification and functional analysis of a locus for improvement of lodging resistance in rice. Plant Physiol, 2004, 134: 676–683

[5] Davies P J. Plant hormones and their role in plant growth and development. Netherlands: Springer Science & Business Media B V, 2012. pp 3–10

[6] Wang L, Mu C, Du M W, Chen Y, Tian X L, Zhang M C, Li Z H. The effect of mepiquat chloride on elongation of cotton (Gossypium hirsutum L.) internode is associated with low concentration of gibberellic acid. Plant Sci, 2014, 225: 15–23

[7] Srinivasan C, Liu Z R, Scorza R. Ectopic expression of class 1 KNOX genes induce adventitious shoot regeneration and altergrowth and development of tobacco (Nicotiana tabacum L.) and European plum (Prunus domestica L.). Plant Cell Rep, 2011, 30: 655–664

[8] Chen Y N, Fan X R, Song W J, Zhang Y L, Xu G H. Over-expression of OsPIN2 leads to increased tiller numbers, angle and shorter plant height through suppression of OsLAZY1. Plant Biotechnol J, 2012, 10: 139–149

[9] Agehara S, Leskovar D I. Age-dependent effectiveness of exogenous abscisic acid in height control of bell pepper and jalape?o transplants. Sci Hortic-Amsterdam, 2014, 175: 193–200

[10] Ikeda A, Ueguchi-Tanaka M, Sonoda Y, Kitano H, Koshioka M, Futsuhara Y, Matsuoka M, Yamaguchi J. Slender rice, a constitutive gibberellin response mutant, is caused by a null mutation of the SLR1 gene, an ortholog of the height-regulating gene GAI/RGA/RHT/D8. Plant Cell, 2001, 13: 999–1010

[11] Magome H, Yamaguchi S, Hanada A, Kamiya Y, Oda K. Dwarf and delayed-flowering 1, a novel Arabidopsis mutant deficient in gibberellin biosynthesis because of overexpression of a putative AP2 transcription factor. Plant J, 2004, 37: 720–729

[12] Clay N K, Nelson T. Arabidopsis thickvein mutation affects vein thickness and organ vascularization, and resides in a provascular cell-specific spermine synthase involved in vein definition and in polar auxin transport. Plant Physiol, 2005, 138: 767–777

[13] Quiroz-Figueroa F, Rodríguez-Acosta A, Salazar-Blas A, Hernández-Domínguez E, Campos M E, Kitahata N, Asami T, Galaz-Avalos R M, Cassab G I. Accumulation of high levels of ABA regulates the pleiotropic response of the nhr1 Arabidopsis mutant. J Plant Biol, 2010, 53: 32–44

[14] Fu X, Richards D E, Ait-Ali T, Hynes L W, Ougham H, Peng J, Harberd N P. Gibberellin-mediated proteasome-dependent degradation of the barley DELLA protein SLN1 repressor. Plant Cell, 2002, 14: 3191–3200

[15] Peng J, Richards D E, Hartley N M, Murphy G P, Devos K M, Flintham J E, Beales J, Fish L J, Worland A J, Pelica F. “Green revolution” genes encode mutant gibberellin response modulators. Nature, 1999, 400: 256–261

[16] Wu J, Kong X Y, Wan J M, Liu X Y, Zhang X, Guo X P, Zhou R H, Zhao G Y, Jing R L, Fu X D, Jia J Z. Dominant and pleiotropic effects of a GAI gene in wheat results from a lack of interaction between DELLA and GID1. Plant Physiol, 2011, 157: 2120–2130

[17] 熊國勝, 李家洋, 王永紅. 植物激素調(diào)控研究進(jìn)展. 科學(xué)通報, 2009, 54: 2718–2733

Xiong G S, Li J Y, Wang Y H. Advances in the regulation and crosstalks of phytohomones. Chin Sci Bull, 2009, 54: 2718–2733 (in Chinese)

[18] 張立軍, 梁宗鎖. 植物生理學(xué). 北京: 科學(xué)出版社, 2007. pp 205–237

Zhang L J, Liang Z S. Plant Physiology. Beijing: Science Press, 2007. pp 205–237 (in Chinese)

[19] 殷穩(wěn)娜, 孔廣超, 王雪玉, 高靜濤, 何萱. 六倍體小黑麥株高形成中內(nèi)源激素含量的變化. 麥類作物學(xué)報, 2011, 31: 953–958

Yin W N, Kong G C, Wang X Y, Gao J T, He X. Dynamic changes of plant hormone contents in hexapoid triticale (× Triticosecale Wittmack) with different plant height. J Triticeae Crops, 2011, 31: 953–958 (in Chinese with English abstract)

[20] 王成章, 潘曉建, 張春梅, 胡喜峰, 楊雨鑫. 外源ABA對不同秋眠型苜蓿品種植物激素含量的影響. 草業(yè)學(xué)報, 2006, 15(2): 30–36

Wang C Z, Pan X J, Zhang C M, Hu X F, Yang Y X. Effects of exogenous ABA on hormone content in different varieties of fall dormancy Medicago sativa varieties. Acta Pratacult Sin, 2006, 15(2): 30–36 (in Chinese with English abstract)

[21] Dong Q, Wang J Z, Guo J M, Heng Z. The relation between endogenous hormones and late-germination in buds of avrolles apple. Agric Sci China, 2009, 8: 564–571

[22] Hou J W, Guo S J, Wang G Y. Effects of in vitro subculture on the physiological characteristics of adventitious root formation in microshoots of Castanea mollissima cv. “Yanshanhong”. J For Res, 2010, 21: 155–160

[23] Xie Z J, Jiang D, Cao W X, Dai T B, Jing Q. Relationships of endogenous plant hormones to accumulation of grain protein and starch in winter wheat under different post-anthesis soil water statusses. Plant Growth Regul, 2003, 41: 117–127

[24] Lu Y, Xing L P, Xing S J, Hu P, Cui C F, Zhang M Y, Xiao J, Wang H Y, Zhang R Q, Wang X E, Chen P D, Cao A Z. Characterization of a putative new semi-dominant reduced height gene, Rht_NM9, in wheat (Triticum aestivum L.). J Genet Genomics, 2015, 42: 685–698

[25] Teng N J, Wang J, Chen T, Wu X Q, Wang Y H, Lin J X. Elevated CO2induces physiological, biochemical and structural changes in leaves of Arabidopsis thaliana. New Phytol, 2006, 172: 92–103

[26] Hooley R. Gibberellins: perception, transduction and responses. Plant Mol Biol, 1994, 26: 1529–1555

[27] Harberd N P, King K E, Carol P, Cowling R J, Peng J R, Richards D E. Gibberellin: inhibitor of an inhibitor of...? BioEssays, 1998, 20: 1001–1008

[28] Sasaki A, Ashikari M, Ueguchi-Tanaka M, Itoh H, Nishimura A, Swapan D, Ishiyama K, Saito T, Kobayashi M, Khush G S, Kitano H, Matsuoka M. Green revolution: a mutant gibberellin-synthesis gene in rice. Nature, 2002, 416: 701–702

[29] Sakamoto T, Kobayashi M, Itoh H, Tagiri A, Kayano T, Tanaka H, Iwahori S, Matsuoka M. Expression of a gibberellin 2-oxidase gene around the shoot apex is related to phase transition in rice. Plant Physiol, 2001, 125: 1508–1516

[30] Amador V, Monte E, García-Martínez J, Prat S. Gibberellins signal nuclear import of PHOR1, a photoperiod-responsive protein with homology to Drosophila armadillo. Cell, 2001, 106: 343–354

[31] Hoffmann-Benning S, Kende H. On the role of abscisic acid and gibberellin in the regulation of growth in rice. Plant Physiol, 1992, 99: 1156–1161

[32] 宋平, 高紅勝, 曹顯祖, 謝迎蘭. 不同秈稻品種的矮生性與內(nèi)源ABA水平及其結(jié)合蛋白的關(guān)系. 西北植物學(xué)報, 1998, 18: 380–385

Song P, Gao H S, Cao X Z, Xie Y L. The relationships between dwarfism of indica rice and ABA/ABA-binding proteins. Acta Bot Boreali-Occident Sin, 1998, 18: 380–385 (in Chinese with English abstract)

[33] Wu K, Wang J Y, Kong Z X, Ma Z Q. Characterization of a single recessive yield trait mutant with elevated endogenous ABA concentration and deformed grains, spikelets and leaves. PlantSci, 2011, 180: 306–312

[34] Du H, Chang Y, Huang F, Xiong L Z. GID1 modulates stomatal response and submergence tolerance involving abscisic acid and gibberellic acid signaling in rice. J Integr Plant Biol, 2015, 57: 954–968

[35] Bailey-Serres J, Voesenek L A. Life in the balance: a signaling network controlling survival of flooding. Curr Opin Plant Biol, 2010, 13: 489–494

[36] Fukao T, Bailey-Serres J. Submergence tolerance conferred by Sub1A is mediated by SLR1 and SLRL1 restriction of gibberellin responses in rice. Proc Natl Acad Sci USA, 2008, 105: 16814–16819

[37] Fukao T, Yeung E, Bailey-Serres J. The submergence tolerance regulator SUB1A mediates crosstalk between submergence and drought tolerance in rice. Plant Cell, 2011, 23: 412–427

[38] Gazzarrini S, Tsuchiya Y, Lumba S, Okamoto M, McCourt P. The transcription factor FUSCA3 controls developmental timing in Arabidopsis through the hormones gibberellin and abscisic acid. Dev Cell, 2004, 7: 373–385

[39] Curaba J, Moritz T, Blervaque R, Parcy F, Raz V, Herzog M, Gilles V. AtGA3ox2, a key gene responsible for bioactive gibberellin biosynthesis, is regulated during embryogenesis by LEAFY COTYLEDON2 and FUSCA3 in Arabidopsis. Plant Physiol, 2004, 136: 3660–3669

[40] Gómez-Cadenas A, Zentella R, Walker-Simmons M K, Ho T D. Gibberellin/abscisic acid antagonism in barley aleurone cells: site of action of the protein kinase PKABA1 in relation to gibberellin signaling molecules. Plant Cell, 2001, 13: 667–679

[41] Hartweck L M, Olszewski N E. Rice GIBBERELLIN INSENSITIVE DWARF1 is a gibberellin receptor that illuminates and raises questions about GA signaling. Plant Cell, 2006, 18: 278–282

[42] Zentella R, Zhang Z L, Park M, Thomas S G, Endo A, Murase K, Fleet C M, Jikumaru Y, Nambara E, Kamiya Y, Sun T P. Global analysis of DELLA direct targets in early gibberellin signaling in Arabidopsis. Plant Cell, 2007, 10: 3037–3057

[43] Chandler P M, Harding C A. “Overgrowth” mutants in barley and wheat: new alleles and phenotypes of the “Green Revolution”DELLA gene. J Exp Bot, 2013, 64: 1603–1613

Effects of Dwarf Gene Rht_NM9 on Contents of Endogenous Hormone Regulating Plant Height of Common Wheat

LU Yuan1,2, CUI Chao-Fan2, HU Ping2, CHEN Pei-Du2, SHEN Xue-Fang1, HAN Qing1, WANG Yi-Fa1, XING Li-Ping2,*, and CAO Ai-Zhong2,*

1Crop Breeding and Cultivation Research Institute, Shanghai Academy of Agricultural Sciences, Shanghai 201403, China;2State Key Laboratory of Crop Genetics and Germplasm Enhancement / Cytogenetics Institute, Nanjing Agricultural University / Jiangsu Collaborative Innovation Center for Modern Crop Production, Nanjing 210095, China

A dwarf wheat mutant (NM9) with additional tillers and elongated spikes was obtained by treating NAU9918 seeds with ethyl methanesulfonate (EMS). The decreased plant height in NM9 was controlled by a novel dwarf gene Rht_NM9. The endogenous plant hormones play important roles in regulating plant height of common wheat. To understand the dwarfing mechanism of Rht_NM9 and the relationship between endogenous hormone contents and plant height, measured contents of endogenous gibberellic acid (GA), auxin (IAA), abscisic acid (ABA) and zeatin riboside (ZR) in internodes of NM9 and NAU9918 at different stages by enzyme-linked immunosorbent assays (ELISA). Our study indicated that contents of GA and ABA in NM9 were significantly higher than there in NAU9918, and ZR content in NM9 was significantly lower than that in NAU9918 at both booting and heading stages. Nevertheless, no difference of IAA content was observed between the mutant and the wild-type. In addition, the GA/ABA ratio in internodes of the mutant was significantly higher than that of the wild-type, however, the ratios of IAA/ABA, (IAA + GA)/ABA and ZR/ABA were significantly lower than there of the wild-type. All these results indicated that plant height in wheat was regulated by multiple hormones. Plant height would be inhibited with increasing content of endogenous ABA and decreasing ratios of IAA/ABA and ZR/ABA in wheat.

Wheat; Plant height; Mutant; Endogenous hormones

(

): 2016-12-16; Accepted(接受日期): 2017-05-10; Published online(網(wǎng)絡(luò)出版日期): 2017-06-05.

10.3724/SP.J.1006.2017.01272

本研究由中央高校基本科研業(yè)務(wù)費(fèi)專項(KYZ201601, KYYJ201602, KYZ201401)資助。

This study was supported by the Fundamental Research Funds for the Central Universities (KYZ201601, KYYJ201602, KYZ201401).

*通訊作者(Corresponding authors): 邢莉萍, E-mail: xingliping@njau.du.cn; 曹愛忠, E-mail: caoaz@njau.edu.cn

URL: http://kns.cnki.net/kcms/detail/11.1809.S.20170605.1650.002.html