畢水蓮,羅永文,關(guān)小鶯

(1.廣東藥科大學 食品科學學院，廣東 中山 528458；2.華南農(nóng)業(yè)大學 獸醫(yī)學院，廣東 廣州 510642)

PCR衍生技術(shù)快速檢測副溶血弧菌的研究進展

畢水蓮1,羅永文2,關(guān)小鶯1

(1.廣東藥科大學 食品科學學院，廣東 中山 528458；2.華南農(nóng)業(yè)大學 獸醫(yī)學院，廣東 廣州 510642)

副溶血弧菌(Vibrioparahaemolyticus)是引發(fā)食物中毒的重要病原菌，因此，快速、準確地對食品中副溶血弧菌進行檢測是預防該菌引起食物中毒的關(guān)鍵。綜述了近年來國內(nèi)外利用PCR衍生技術(shù)快速檢測該菌的研究進展，為該菌檢測方法的應用與開發(fā)提供一定的參考和理論依據(jù)。

副溶血弧菌;聚合酶鏈反應;食源性致病菌；檢測方法

副溶血弧菌(Vibrioparahaemolyticus)是一種重要的食源性致病菌，主要存在于魚蝦貝類等海產(chǎn)品中。食用了被該菌污染的海產(chǎn)品時，容易出現(xiàn)腹瀉、腹痛、惡心、嘔吐等急性胃腸炎癥狀[1-2]。近年來，由副溶血弧菌引發(fā)的食物中毒人數(shù)呈明顯上升的趨勢，已超過沙門氏菌食物中毒人數(shù)，躍居首位。因此，建立一種快速、準確的檢測副溶血弧菌的方法，對控制和預防該菌引起的食源性疾病具有重要意義。目前，聚合酶鏈式反應(Polymerase Chain Reaction,PCR)是檢測食源性致病菌應用最廣泛的技術(shù)，以普通PCR為基礎(chǔ)，又衍生出許多新技術(shù)。本文就近年來國內(nèi)外在檢測副溶血弧菌時采用的各種PCR衍生技術(shù)的研究進展進行了綜述。

1 多重PCR檢測技術(shù)

多重PCR(multiplex PCR)又稱多重引物PCR或復合PCR，是指在一個PCR反應體系中包括2對以上引物，同時擴增出多個核酸片段的PCR方法。多重PCR技術(shù)具有簡便、經(jīng)濟、高效、高通量等優(yōu)點，因此在食品檢測中得到了廣泛應用[3]。但由于某些致病菌在食品中的菌體含量較低，直接檢測不易被檢出，可能會造成漏檢，且食品中成分非常復雜，可能存在許多抑制或干擾PCR反應的因素，導致出現(xiàn)假陰性結(jié)果，在試驗過程中，多對引物同時擴增，如果試驗條件控制不當，也很容易導致擴增失敗或出現(xiàn)非特異性擴增，此外，引物的設(shè)計、DNA提取方法等也都會對檢測結(jié)果產(chǎn)生重要影響。

Whistler等[4]應用多重PCR方法對副溶血弧菌的ST36型進行了鑒定，準確率達99%以上，與培養(yǎng)法相比，具有更高的靈敏度和特異性。Malcolm等[5]分別采用多重PCR和環(huán)介導等溫擴增(loop-mediated isothermal amplification,LAMP)方法對農(nóng)貿(mào)市場和超市的貝類和甲殼類動物進行副溶血弧菌的監(jiān)測，當檢測靶基因為tdh時，這2種方法無明顯差異，但檢測靶基因為trh時，LAMP法比多重PCR法具有明顯的優(yōu)勢。

2 巢式PCR方法

巢式PCR(nested-PCR)可細分為完全巢式PCR和半巢式PCR(seminested-PCR)，前者是指使用1對引物對目標片段進行擴增后，在這對引物之間再設(shè)計1對引物對第1對引物的擴增產(chǎn)物進行二次擴增；后者是在第1對引物之間加1條引物，利用2對(3條)引物先后進行擴增。通過巢式PCR可從極微量的模板中獲得高濃度和高純度的靶基因片段，避免因第1對引物擴增產(chǎn)量低和目標基因含量低而造成假陰性，大大提高了PCR方法的靈敏度(通常比常規(guī)PCR靈敏度高100倍以上)。但該法存在進行第二次PCR擴增時易引起交叉污染的缺點。張德福等[6]以VP1331基因作為副溶血弧菌的種特異性標記基因，建立了一種可快速、特異地檢測海產(chǎn)品中副溶血弧菌的方法，該方法的最低檢測限可達副溶血弧菌基因組DNA 10 fg、純培養(yǎng)物6.6 CFU。

3 實時熒光定量PCR技術(shù)

實時熒光定量PCR(real-time quantitative PCR，RT-qPCR)是指在反應體系中加入熒光基團，利用熒光信號積累實時監(jiān)測整個PCR的進程，最后通過標準曲線對未知模板進行定量分析的方法。RT-qPCR所使用的熒光物質(zhì)可分為2種：熒光探針和熒光染料。常用的熒光探針有TaqMan探針、分子信標、雙雜交探針等；最常用的熒光染料則是SYBR Green[7]。RT-qPCR結(jié)合利用了PCR技術(shù)的核酸擴增高效性，探針技術(shù)的高特異性，光譜技術(shù)的高敏感性和高精確定量等多種優(yōu)點，且操作完全封閉，儀器直接讀數(shù)，結(jié)果判斷更加客觀真實。

Rehnstam-Holm等[8]利用RT-qPCR技術(shù)檢測了不同季節(jié)熱帶沿海地區(qū)副溶血弧菌。He等[9]以副溶血弧菌的toxR、tdh、trh基因為靶基因，建立了EvaGreen多重RT-qPCR檢測副溶血弧菌的方法。該方法特異性好，靈敏度高，檢測限可達1.4 pg DNA，能夠高通量檢測副溶血弧菌。Garrido-Maestu等[10]建立了基于特異性引物和探針檢測副溶血弧菌、霍亂弧菌(Vibriocholerae)和創(chuàng)傷弧菌(Vibriovulnificus)的RT-qPCR方法，檢測限低于10 CFU/25 g。

由于許多食品基質(zhì)、培養(yǎng)基、核酸提取試劑等都可能會對RT-qPCR的熒光信號產(chǎn)生抑制，導致檢測敏感性顯著降低，甚至出現(xiàn)假陰性結(jié)果，嚴重影響該精確定量技術(shù)的適用性，是迄今為止RT-qPCR全面引入常規(guī)食品檢測的一大障礙。而且探針成本較高、檢測儀器昂貴等諸多因素也給RT-qPCR在基層單位的推廣應用帶來很多困難。

4 連接介導PCR方法

連接介導PCR(ligation-mediated PCR, LM-PCR)方法是以連接反應為基礎(chǔ)的單側(cè)PCR技術(shù)，通過在DNA片段的一端連接上已知序列，使用與此已知序列互補的引物專一性地擴增目的DNA片段的方法[11]。LM-PCR方法能夠?qū)嗔押蟮腄NA片段大量擴增，顯著提高了檢測的靈敏度，同時具有受樣品質(zhì)量影響小、擴增效率高的優(yōu)點，特別適用于目標DNA含量低或破壞程度高的樣品的分析，但也存在模板片段間可能發(fā)生自連的弊端。Pan等[12]采用IIS型限制性內(nèi)切酶(BbvI和Alw26I)對模板DNA進行酶切，產(chǎn)生具有隨機堿基粘性末端的片段以減少片段間自連的概率，并使用一組含有隨機堿基的接頭混合物與模板片段進行連接，最終使用通用引物實現(xiàn)副溶血弧菌基因組的高靈敏度和高效全擴增。

5 免疫磁分離-熒光PCR方法

免疫磁分離技術(shù)(immunomagnetic separation,IMS)是指以免疫捕獲為基礎(chǔ)的濃縮分離技術(shù)。它通過將特異性抗體偶聯(lián)在磁性顆粒的表面組成免疫磁珠特異性吸附目標微生物，載有目標微生物的磁珠在外加磁場的作用下向磁極的方向聚集，能夠直接從樣品或增菌培養(yǎng)基中分離目標菌。因此，IMS代替了常規(guī)的分離、濃縮，也代替了常規(guī)的選擇性增菌培養(yǎng)過程，能夠特異有效地將目標菌從樣品中快速分離[13]，但對大體積樣本中微量目標菌的檢測靈敏度略低。在實際應用中，IMS技術(shù)常與PCR技術(shù)結(jié)合使用，使免疫磁性分離技術(shù)的應用更加廣泛。張蕾等[14]建立了海產(chǎn)品中副溶血弧菌納米免疫磁分離-熒光PCR(immunomagnetic separation-fluorescent PCR,IMS-FPCR)檢測方法。納米免疫磁珠在菌體濃度為103CFU/mL水平時，對副溶血弧菌的捕獲率達到74%。在純培養(yǎng)、無需增菌的情況下，該方法的檢測靈敏度可達140 CFU/mL。

6 PCR-變性梯度凝膠電泳方法

PCR-變性梯度凝膠電泳(PCR-denaturing gradientgel electrophoresis,PCR-DGGE)技術(shù)于1993年首次應用于分子微生物學研究領(lǐng)域，近幾年來，開始逐步應用于食品中微生物的分離與鑒定、食品發(fā)酵過程中微生物群落的動態(tài)監(jiān)測、食品質(zhì)量監(jiān)測與控制等方面[15-16]。該技術(shù)對操作人員經(jīng)驗的要求較高，但與傳統(tǒng)微生物研究方法相比，它具有不依賴于培養(yǎng)、可靠性強、重現(xiàn)性高、能快速分析大量樣品、容易操作等優(yōu)點，因此應用前景廣闊。

蘇婷等[17]采用PCR-DGGE技術(shù)分析比較了34株分離于環(huán)境和水產(chǎn)養(yǎng)殖動物體內(nèi)的副溶血弧菌及標準株16 S～23 S rDNA間區(qū)的多態(tài)性和親緣關(guān)系。結(jié)果表明，34株副溶血弧菌經(jīng)PCR-DGGE電泳后均能分離出4～10條條帶，共產(chǎn)生15個多態(tài)性位點，較好地實現(xiàn)了副溶血弧菌的基因分型。Liao等[18]應用PCR-DGGE技術(shù)構(gòu)建了熟蝦中副溶血弧菌和單增李斯特氏菌(Listeriamonocytogenes)在4 ℃和10 ℃時的生長和生存預測模型，為分子預測模型的構(gòu)建提供了一種新方法。

7 PCR-變性高效液相色譜方法

DHPLC是基于高效液相色譜(high performance liquid chromatography,HPLC)法在分子DNA水平上進行微生物檢測的一種新方法。PCR-變性高效液相色譜(PCR-denaturing high performance liquid chromatography,PCR-DHPLC)法是利用PCR結(jié)合DHPLC快速檢測PCR擴增產(chǎn)物的新技術(shù)。該技術(shù)對基因突變、小片段核苷酸的插入或缺失等DNA序列變異的檢測具有快速、準確、經(jīng)濟、靈敏、自動化和高通量的特點[19]，可準確、穩(wěn)定地從種屬和菌株水平識別微生物，彌補傳統(tǒng)表型識別方法的缺陷；能夠自動分析檢測混合微生物樣本中的所有微生物；能夠根據(jù)特定樣本中各種微生物的峰形對目標菌進行鑒定，樣本的峰形譜可用于定性和定量監(jiān)測樣本中各種微生物的動態(tài)變化。該技術(shù)美中不足的是檢測儀器昂貴，成本較高，在一定程度上限制了該技術(shù)的推廣應用。

Xu等[20]建立了多重PCR-HPLC方法同時檢測海產(chǎn)品中副溶血弧菌、霍亂弧菌、創(chuàng)傷弧菌(Vibriovulnificus)、溶藻弧菌(Vibrioalginolyticus)和擬態(tài)弧菌(Vibriomimicus)。該方法的特異性好，靈敏度高達約10 CFU/mL(g)純培養(yǎng)物或食物勻漿。錢云開等[21]建立了檢測水產(chǎn)品中包括副溶血弧菌在內(nèi)的5種常見致病菌的多重PCR-DHPLC方法，具有良好的重現(xiàn)性和特異性，對副溶血弧菌的檢測靈敏度為280 CFU/mL。不同水產(chǎn)品的狀態(tài)、成分以及增菌液類型對檢測結(jié)果不產(chǎn)生影響，可以很好地滿足實際食品中微生物檢測的要求。

8 PCR-酶聯(lián)免疫吸附法

PCR-酶聯(lián)免疫吸附法(PCR-enzyme-linked immunosorbent assay,PCR-ELISA)是將PCR方法與免疫學ELISA方法結(jié)合起來的一種技術(shù)，主要是利用ELISA方法檢測PCR擴增產(chǎn)物來代替電泳檢測，兼具PCR的高敏感性和酶標儀直接讀取結(jié)果的客觀性等優(yōu)點，但容易產(chǎn)生污染而引起假陽性，且操作略顯繁瑣[22]。Di Pinto等[23]應用PCR-ELISA方法對貝類中副溶血弧菌進行了檢測，結(jié)果表明：所建立的PCR-ELISA方法是一種經(jīng)濟、快速、特異、敏感的檢測方法，每份樣品檢測成本大約為9歐元，從DNA提取到檢測完成僅需8 h，與傳統(tǒng)凝膠電泳檢測方法相比，對貝類中副溶血弧菌的檢測靈敏度提高了100倍。

9 最大可能數(shù)方法

最大可能數(shù)(most-probable number,MPN)方法是一種采用多管發(fā)酵法，應用概率理論來估算樣品中含有細菌的最大可能數(shù)，已廣泛用于食品病原菌及工農(nóng)業(yè)微生物的定量檢測，但操作繁瑣、耗時長[24]。將MPN技術(shù)與PCR技術(shù)結(jié)合，即最大可能數(shù)-PCR(most-probable number PCR,MPN-PCR)方法，可以簡化實驗室操作流程，使操作過程更加簡便快捷，且更節(jié)省材料。目前，MPN-PCR法已被公認為最有發(fā)展前景的定量檢測技術(shù)之一。New等[25]采用MPN-PCR方法測定生蠔中副溶血弧菌的帶菌情況，結(jié)果表明：MPN-PCR方法可以用于生蠔的微生物風險評估。Aranda等[26]應用MPN-PCR方法對智利南部內(nèi)海中蛤蜊和藍貽貝攜帶的副溶血弧菌的tlh、tdh、trh基因進行檢測，以評估智利南部內(nèi)陸海中副溶血弧菌的分布。

10 環(huán)介導等溫擴增技術(shù)

環(huán)介導等溫擴增技術(shù)(Loop-mediated isothermal amplification method, LAMP)是一種新型的核酸擴增技術(shù)，其原理是針對靶基因的6個區(qū)域設(shè)計4種特異性引物，在具有鏈置換活性的Bst DNA聚合酶的恒溫條件下(60～65 ℃)，15～60 min可實現(xiàn)靶序列1×109～1×1010倍的擴增。擴增產(chǎn)物可根據(jù)反應中有無產(chǎn)生白色焦磷酸鎂沉淀直接鑒定，或通過加入染料進行實時檢測，也可以通過擴增產(chǎn)物的渾濁度對初始序列進行定量分析。由于LAMP不需要使用PCR儀和昂貴的試劑，且具有操作簡單、快速準確、特異性強、靈敏度高等優(yōu)點，在臨床診斷、細菌或病毒的定性定量檢測、轉(zhuǎn)基因食品檢測及動物胚胎性別鑒定等方面應用廣泛[27-28]。由于靈敏度極高，LAMP反應后一旦開蓋很容易形成氣溶膠污染，假陽性問題相對比較嚴重。

Yamazaki等[29]針對副溶血弧菌的tlh基因設(shè)計特異性引物，建立LAMP方法并用于檢測171份海產(chǎn)品中該菌的污染情況，結(jié)果建立的LAMP方法靈敏度和特異性分別達到100%和90.8%，比傳統(tǒng)方法檢出率更高，適用性更強。Di等[30]開發(fā)了一種快速檢測副溶血弧菌的LAMP方法，對該菌的富集過程進行了優(yōu)化，可在3 h內(nèi)檢測含量非常低的副溶血弧菌，完整的測定過程最短僅為5 h，適用于大量環(huán)境和海鮮樣品中副溶血弧菌的快速篩選。

11 結(jié)語

PCR衍生技術(shù)的發(fā)展為副溶血弧菌的檢測提供了快速、靈敏、準確的手段。綜上所述，以上每種檢測方法都有各自的優(yōu)缺點，但與傳統(tǒng)的副溶血弧菌檢測方法相比，均具有明顯的優(yōu)勢。在臨床和食品實際樣品檢測時，應根據(jù)每種方法的特點、優(yōu)勢及適用范圍合理選擇使用，并在實驗過程中不斷積累經(jīng)驗，優(yōu)化各項技術(shù)。隨著分子生物學技術(shù)的快速發(fā)展，各種分子技術(shù)的融合與創(chuàng)新，PCR技術(shù)將具有更廣闊的發(fā)展空間，必將會帶動副溶血弧菌的檢測向著更快速簡便、更靈敏特異、更高通量、成本更低的方向飛速發(fā)展。

[1] Raszl S M, Froelich B A, Vieira C R, et al.VibrioparahaemolyticusandVibriovulnificusin South America: water, seafood, and human infections[J]. Journal of Applied Microbiology, 2016, 121(5): 1201-1222.

[2] Letchumanan V, Chan K G, Lee L H.Vibrioparahaemolyticus: a review on the pathogenesis, prevalence, and advance molecular identification techniques[J]. Frontiers in Microbiology, 2014, 5(705): 705.

[3] Settanni L, Corsetti A. The use of multiplex PCR to detect and differentiate food- and beverage-associated microorganisms: a review[J]. Journal of Microbiological Methods, 2007, 69(1): 1-22.

[4] Whistler C A, Hall J A, Xu F, et al. Use of whole genome phylogeny and comparisons in the development of a multiplex-PCR assay to identify sequence type 36Vibrioparahaemolyticus[J]. Journal of Clinical Microbiology, 2015, 53(6): 1864-1872.

[5] Malcolm T T H, Cheah Y K, Radzi C W J W M, et al. Detection and quantification of pathogenicVibrioparahaemolyticusin shellfish by using multiplex PCR and loop-mediated isothermal amplification assay[J]. Food Control, 2015, 47: 664-671.

[6] 張德福,樊曉琳,付緒磊,等.巢式PCR快速檢測海產(chǎn)品中的副溶血弧菌[J].現(xiàn)代食品科技,2015,31(11): 307-312.

[7] Arya M, Shergill I S, Williamson M, et al. Basic principles of real-time quantitative PCR[J]. Expert Review of Molecular Diagnostics, 2005, 5(2): 209-219.

[8] Rehnstam-Holm A S, Atnur V, Godhe A. Defining the niche ofVibrioparahaemolyticusduring pre- and post-monsoon seasons in the coastal Arabian Sea[J]. Microbial Ecology, 2014, 67(1): 57-65.

[9] He P, Chen Z, Luo J, et al. Multiplex real-time PCR assay for detection of pathogenicVibrioparahaemolyticusstrains[J]. Molecular and Cellular Probes, 2014, 28(5): 246-250.

[10] Garrido-Maestu A, Chapela M J, Pearanda E, et al. In-house validation of novel multiplex real-time PCR gene combination for the simultaneous detection of the main human pathogenic vibrios (Vibriocholerae,Vibrioparahaemolyticus, andVibriovulnificus)[J]. Food Control, 2014, 37(1): 371-379.

[11] Krawczyk B, Kur J, Stojowska-Sw?drzyńska K, et al. Principles and applications of Ligation Mediated PCR methods for DNA-based typing of microbial organisms[J]. Acta Biochimica Polonica, 2016, 63(1): 39-52.

[12] Pan X, Wan B, Li C, et al. A novel whole genome amplification method using type IIS restriction enzymes to create overhangs with random sequences[J]. Journal of Biotechnology, 2014, 184: 1-6.

[13] Chen Q, Li Y, Tao T, et al. Development and application of a sensitive, rapid, and reliable immunomagnetic separation-PCR detection method forCronobacterspp[J]. Journal of Dairy Science, 2017, 100(2): 961-969.

[14] 張蕾,曾靜,魏海燕,等.納米免疫磁分離-實時熒光聚合酶鏈式反應快速檢測海產(chǎn)品中副溶血性弧菌[J].食品科學,2014,35(4):107-110.

[15] 畢水蓮,陳妙瑞,張志剛,等.Fla-DGGE法對食品中空腸彎曲菌和結(jié)腸彎曲菌的檢測和分型[J].現(xiàn)代食品科技,2010,26(10):1148-1152.

[16] 孟赫誠,畢水蓮,閆鶴,等.禽肉中彎曲菌的分離、PFGE和DGGE基因分型研究[J].華南理工大學學報,2012,40(5):149-154.

[17] 蘇婷,羅鵬,胡超群,等.34株副溶血弧菌16 S～23 S rDNA間區(qū)多態(tài)性DGGE分析[J].熱帶海洋學報,2010,29(3):55-60.

[18] Liao C, Peng Z Y, Li J B, et al. Simultaneous construction of PCR-DGGE-based predictive models ofListeriamonocytogenesandVibrioparahaemolyticuson cooked shrimps[J]. Letters in Applied Microbiology, 2015, 60(3): 210-216.

[19] Kodama C S, Cuadros-Orellana S, Bandeira C H, et al. Use of PCR-DHPLC with fluorescence detection for the characterization of the bacterial diversity during cassava (ManihotesculentaCrantz) fermentation[J]. Genetics and Molecular Research, 2014, 13(1): 1304-1313.

[20] Xu Y G, Cui L C, Liu Z M, et al. Simultaneous detection of five pathogenicVibriospecies in seafood by a multiplex polymerase chain reaction coupled with high performance liquid chromatography assay[J]. Food Control, 2015, 53: 109-116.

[21] 錢云開,苑靜,高飛,等.水產(chǎn)品中常見5種致病菌的多重PCR-DHPLC快速檢測方法的建立[J].中國衛(wèi)生檢驗雜志,2014,24(14):2014-2016.

[22] Sue M J, Yeap S K, Omar A R, et al. Application of PCR-ELISA in molecular diagnosis[J]. BioMed Research International, 2014(1): 653014.

[23] Di P A, Terio V, Di P P, et al. Detection ofVibrioparahaemolyticusin shellfish using polymerase chain reaction-enzyme-linked immunosorbent assay[J]. Letters in Applied Microbiology, 2012, 54(6): 494-498.

[24] Sei K, Inoue D, Wada K, et al. Monitoring behavior of catabolic genes and change of microbial conmmity stluetures in seawater microcosms during aromatic compound degradation[J]. Water Research, 2004, 38(20): 4405-4414.

[25] New C Y, Kantilal H K, Tan M T H, et al. Consumption of raw oysters: a risk factor forVibrioparahaemolyticusinfection[J]. International Food Research Journal, 2014, 21(6): 2459-2472.

[26] Aranda C P, Yévenes M, Rodriguez-Benito C, et al. Distribution and growth ofVibrioparahaemolyticusin Southern Chilean Clams (Venusantiqua) and Blue Mussels (Mytiluschilensis)[J]. Foodborne Pathogens and Disease, 2015, 12(1): 1-7.

[27] Elvira-González L, Puchades A V, Carpino C, et al. Fast detection of Southern tomato virus by one-step transcription loop-mediated isothermal amplification (RT-LAMP)[J]. Journal of Virological Methods, 2017, 241: 11-14.

[28] Meng X L, Xie X W, Shi Y X, et al. Evaluation of a loop-mediated isothermal amplification assay based onhrpZgene for rapid detection and identification ofPseudomonassyringaepv.lachrymansin cucumber leaves[J]. Journal of Applied Microbiology, 2017, 122(2): 441-449.

[29] Yamazaki W, Kumeda Y, Uemura R, et al. Evaluation of a loop-mediated isothermal amplification assay for rapid and simple detection ofVibrioparahaemolyticusin naturally contaminated seafood samples[J]. Food Microbiology, 2011, 28(6): 1238-1241.

[30] Di H, Ye L, Neogi S B, et al. Development and evaluation of a loop-mediated isothermal amplification assay combined with enrichment culture for rapid detection of very low numbers ofVibrioparahaemolyticusin seafood samples[J]. Biological & Pharmaceutical Bulletin, 2015, 38(1): 82-87.

(責任編輯：曾小軍)

Research Advances in Rapid Detection ofVibrioparahaemolyticusby Derivative Techniques of PCR

BI Shui-lian1, LUO Yong-wen2, GUAN Xiao-ying1

(1. College of Food Science, Guangdong Pharmaceutical University, Zhongshan 528458, China; 2. College of Veterinary Medicine, South China Agricultural University, Guangzhou 510642, China)

Vibrioparahaemolyticusis an important pathogen causing food poisoning. The key to prevent the food poisoning caused byV.parahaemolyticusis the rapid and accurate detection of this pathogen in food. This paper summarized the recent research advances in the rapid detection ofV.parahaemolyticusby the derivative techniques of PCR in the world, in order to provide reference and theoretical basis for the application and development of this pathogen detection methods.

Vibrioparahaemolyticus; Polymerase chain reaction; Food-borne pathogen; Detection method

2017-04-18

國家自然科學基金資助項目(31401596);廣東省科技計劃項目(2014A040401087、2016A020210132);廣東省廣州市珠江 科技新星專項資助項目(201710010003)。

畢水蓮(1982─)，女，副教授，博士，主要從事食品安全及檢測技術(shù)研究。

TS201.3

A

1001-8581(2017)08-0105-05