王小莉,付 博,趙銘欽,賀 凡,王鵬澤,劉鵬飛
(河南農(nóng)業(yè)大學(xué)煙草學(xué)院,國家煙草栽培生理生化研究基地,鄭州 450002)
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代謝組學(xué)技術(shù)在煙草研究中的應(yīng)用進(jìn)展
王小莉,付 博,趙銘欽*,賀 凡,王鵬澤,劉鵬飛
(河南農(nóng)業(yè)大學(xué)煙草學(xué)院,國家煙草栽培生理生化研究基地,鄭州 450002)
摘 要:簡述了作為研究植物生理生化和基因功能新方法的代謝組學(xué)在煙草研究中的主要技術(shù)流程及其應(yīng)用現(xiàn)狀,歸納了不同生態(tài)環(huán)境和不同組織中煙草代謝物差異及產(chǎn)生原因,總結(jié)了生物和非生物脅迫及化學(xué)誘導(dǎo)處理等條件下的煙草生理生化變化及相關(guān)基因功能。最后提出了目前煙草代謝組學(xué)研究所面臨的問題,并指出與其他組學(xué)整合應(yīng)用是代謝組學(xué)在煙草研究領(lǐng)域的發(fā)展趨勢。
關(guān)鍵詞:煙草;代謝組學(xué);脅迫;化學(xué)誘導(dǎo);基因功能
代謝組學(xué)與基因組學(xué)、轉(zhuǎn)錄組學(xué)和蛋白質(zhì)組學(xué)分別從不同層面研究生物體對環(huán)境或基因改變的響應(yīng),它們都是系統(tǒng)生物學(xué)的重要組成部分。植物代謝組學(xué)是21世紀(jì)初產(chǎn)生的一門新學(xué)科,主要通過研究植物的次生代謝物受環(huán)境或基因擾動前后差異來研究植物代謝網(wǎng)絡(luò)和基因功能[1-2]。與微生物和動物相比,植物的獨特性在于它擁有復(fù)雜的代謝途徑,目前發(fā)現(xiàn)的次生代謝產(chǎn)物達(dá)20萬種以上[3]。代謝物差異是植物對基因或環(huán)境改變的最終響應(yīng)[4],因此,對代謝物進(jìn)行全面解析,探索相關(guān)代謝網(wǎng)絡(luò)和基因調(diào)控機制,是從分子層面深入認(rèn)識植物生命活動規(guī)律的一個重要環(huán)節(jié)[5-7]。
煙草不僅是重要的經(jīng)濟作物,同時還是一種重要的模式植物,作為生物反應(yīng)器在研究植物遺傳、發(fā)育、防御反應(yīng)和轉(zhuǎn)基因等領(lǐng)域中具有重要意義[8-10]。煙草代謝物非常豐富,目前從煙葉中已鑒定出3000多種[11],且代謝物理化性質(zhì)和含量差異較大,給煙草化學(xué)及代謝規(guī)律研究帶來挑戰(zhàn)。傳統(tǒng)的煙草化學(xué)主要集中于研究某一類化學(xué)成分或某幾種重要物質(zhì),如萜類[12]、生物堿類[13]、多酚類等[14],這很難全面地系統(tǒng)地闡述煙草代謝網(wǎng)絡(luò)。隨著系統(tǒng)生物學(xué)的發(fā)展,煙草越來越廣泛地被用于基因組學(xué)、轉(zhuǎn)錄組學(xué)、蛋白質(zhì)組學(xué)和代謝組學(xué)的研究中,例如采用系統(tǒng)生物學(xué)的方法找出目標(biāo)物質(zhì)的功能基因和代謝通路,通過基因修飾和田間管理減少有害物質(zhì)的合成、增加香味物質(zhì)的積累、培育低危害高香氣品種等等。因此,將代謝組學(xué)用于煙草生理生化、基因功能及代謝通路研究中十分必要,而且已經(jīng)取得了豐碩的成果。本文對代謝組學(xué)技術(shù)在煙草研究中的應(yīng)用進(jìn)行了綜述。
植物代謝組學(xué)是植物學(xué)、有機化學(xué)、分析化學(xué)、化學(xué)計量學(xué)、生物信息學(xué)、統(tǒng)計學(xué)等多門學(xué)科的交叉整合,具有整體性、高通量和無偏向性等特點[15]。從分析流程上講可以分為樣品制備、數(shù)據(jù)采集和數(shù)據(jù)處理等三大部分。樣品制備包括植物組織或細(xì)胞的培養(yǎng)、采集、代謝物的提取和分離等步驟[16],每個步驟都直接關(guān)系到結(jié)果的可靠性。
數(shù)據(jù)采集目前使用最廣泛的技術(shù)平臺是具有高通量、高分辨率、重現(xiàn)性好和操作簡單等特點的核磁共振(NMR)和質(zhì)譜(MS)及其聯(lián)用技術(shù),如氣相色譜-質(zhì)譜(GC-MS)、液相色譜-質(zhì)譜(LCMS)、毛細(xì)管電泳-質(zhì)譜(CE-MS)聯(lián)用等,滿足了代謝組學(xué)對盡可能多的化合物進(jìn)行檢測的目標(biāo),根據(jù)研究對象性質(zhì)可選擇合適的分析平臺,如GC-MS主要用于分析易揮發(fā)及衍生化的初生代謝物,LC-MS主要用于分析次生代謝物和脂類,CE-MS主要用于分析可離子化的初生代謝物[17]。
另外,所有組學(xué)都會產(chǎn)生大量的數(shù)據(jù),代謝組學(xué)也不例外。代謝組學(xué)的數(shù)據(jù)處理主要包括:原始數(shù)據(jù)的預(yù)處理、統(tǒng)計分析、代謝物及路徑識別和代謝網(wǎng)絡(luò)的構(gòu)建[18],龐大而復(fù)雜的數(shù)據(jù)處理和信息挖掘過程需要綜合運用多種統(tǒng)計軟件和數(shù)據(jù)庫,從而得出正確的生物學(xué)信息。這是代謝組學(xué)的重點和難點,也是其區(qū)別于傳統(tǒng)植物化學(xué)研究的獨特之處。
2.1 不同生態(tài)環(huán)境下煙草代謝組學(xué)研究
煙草中代謝物的合成與積累易受光照、溫度、降水、海拔、土壤質(zhì)地等生態(tài)因素影響,造成不同地區(qū)煙葉中代謝物產(chǎn)生明顯差異,并最終形成了不同生態(tài)區(qū)煙葉的風(fēng)格特色和質(zhì)量差異。通過代謝組學(xué)的方法可以深入認(rèn)識不同生態(tài)環(huán)境對煙草代謝物合成與積累的影響。
采用GC-MS、CE-MS和LC-MS技術(shù)對津巴布韋和國內(nèi)(云南)煙葉以及國內(nèi)三個地區(qū)(云南、貴州和河南)的煙葉進(jìn)行脂質(zhì)組和代謝組學(xué)分析,找到了區(qū)分各地區(qū)煙葉的差異代謝物,并分析了代謝物差異的產(chǎn)生與氣候因子的關(guān)系[19-24]。結(jié)果顯示,云南煙葉比津巴布韋煙葉富含糖類,但蔗糖、山梨醇、葡萄糖酸和某些氨基酸較少。國內(nèi)3個地區(qū)的鮮煙葉脂質(zhì)組和代謝組輪廓都有顯著差異,主要表現(xiàn)為高不飽和度的半乳糖脂、磷脂酰乙醇胺、主要的卵磷脂、多酚、氨基酸和多胺含量在云南煙葉中高于貴州和河南煙葉;低不飽和度半乳糖脂、三?;视汀⒕哂腥u基長鏈堿基的葡糖神經(jīng)酰胺、酰化甾醇糖苷在河南煙葉中最高,其次是貴州和云南煙葉。將代謝物和氣候因子進(jìn)行關(guān)聯(lián)分析,結(jié)果顯示溫度因素至關(guān)重要,能夠影響半乳糖脂中脂肪酸的不飽和度和多酚的積累。Zhang Li等[25]和Zhao Y等[26]運用GC-MS技術(shù)對不同地區(qū)鮮煙葉進(jìn)行代謝輪廓分析,能很好地區(qū)分云南、貴州和河南煙葉,并找到20種差異代謝物,探討了代謝物差異與不同氣候因子間的關(guān)系。結(jié)果顯示,3個地區(qū)的煙葉中代謝物含量有明顯差異,如與三羧酸(TCA)循環(huán)相關(guān)的有機酸(異檸檬酸、檸檬酸鹽和延胡索酸鹽等)和抗氧化劑(如奎尼酸、綠原酸和抗壞血酸)含量在貴州煙葉中最高。代謝物含量與氣候因子(降雨、日照和溫度)之間的相關(guān)性分析表明,干旱有利于糖和氨基酸的積累。Ma D M等[27]基于GC-MS和頂空固相微萃?。℉S-SPME)聯(lián)用技術(shù)對美國、印度和巴西煙葉中的揮發(fā)性物質(zhì)進(jìn)行分析,差異性代謝物主要有降茄二酮、螺巖蘭草酮、日齊素等。這表明,代謝組學(xué)技術(shù)適用于煙葉的代謝輪廓分析和不同生態(tài)環(huán)境下差異代謝物的評估。
2.2 煙草脅迫代謝組學(xué)研究
煙草在生長發(fā)育過程中不可避免地會受到各種生物和非生物脅迫,如紫外線、旱災(zāi)、洪澇、高溫、低溫、鹽堿、病蟲害、機械損傷等。這些逆境因素會對煙草的正常生長發(fā)育產(chǎn)生不利影響,使煙葉代謝物產(chǎn)生較大差異[28]。植物代謝產(chǎn)物尤其是次生代謝產(chǎn)物是植物在長期生長和進(jìn)化過程中對周圍生態(tài)環(huán)境慢慢適應(yīng)的結(jié)果,植物在受到環(huán)境變化、機械損傷或病原微生物浸染后,會產(chǎn)生并積累次生代謝產(chǎn)物,用以增強自身的抵抗力[29],煙草受到各種逆境脅迫時其代謝產(chǎn)物也會發(fā)生顯著變化。運用代謝組學(xué)的方法研究煙草受脅迫條件下代謝物變化規(guī)律已經(jīng)成為一種切實可行的技術(shù)手段。
Choi Y H等[30]運用NMR對正常煙葉和系統(tǒng)獲得性抗性(SAR)煙葉感染煙草花葉病毒(TMV)后進(jìn)行代謝組學(xué)分析,鑒定出煙葉受感染部分產(chǎn)生與抗性相關(guān)的5-咖啡奎尼酸、α-亞麻酸類似物、倍半萜和二萜類等防御物質(zhì)。結(jié)果表明,SAR煙葉與正常煙葉相比各代謝物隨時間變化差異明顯,但SAR煙葉和首次被TMV感染的煙葉含有的與抗性相關(guān)代謝物并沒有明顯的差異,說明萜類和黃酮類化合物等抗性代謝物的生物合成始于SAR煙葉,黃酮類化合物也在SAR煙葉中誘導(dǎo)產(chǎn)生。Cho K等[31]運用超高效液相色譜串聯(lián)四級桿飛行時間質(zhì)譜(UPLC-Q-TOF-MS)分析接種Ppn后煙草代謝物的變化,發(fā)現(xiàn)氨基酸、酚類、苯丙素類、脂肪酸類等代謝物差異顯著。Ibá ?ez A J等[32]采用紅外激光解吸電離串聯(lián)飛行時間質(zhì)譜(IR-LDI-oTOF-MS)研究了感染Ppn的煙草的防御反應(yīng),分析了生物堿和酚類、游離脂肪酸和氧化脂類、糖類以及植物激素類物質(zhì)的變化,找到了關(guān)鍵代謝物及其代謝途徑,為快速評價煙草感染病毒的生物指征提供了新方法。
鹽脅迫是植物生長過程中面臨的嚴(yán)重的非生物脅迫之一[33],通過進(jìn)行煙草鹽脅迫下代謝物差異研究,為研究煙草抗逆性提供新思路。Zhang J等[34]采用 NMR對鹽脅迫下煙草的代謝物變化情況進(jìn)行研究,發(fā)現(xiàn)煙草中與新陳代謝相關(guān)的化合物主要有40類,包括有機酸、生物堿、氨基酸、糖類、膽堿、嘧啶和嘌呤代謝物等。清楚地檢測到煙草受不同劑量鹽脅迫的代謝物變化軌跡,短時間低劑量的鹽脅迫導(dǎo)致代謝物朝著糖異生方向偏移,同時伴隨消耗嘧啶和嘌呤代謝物;高劑量長時間的鹽脅迫使得滲透物質(zhì)逐漸積累,如脯氨酸和肌醇,并改變氨基丁酸分路,同時促使莽草酸酯調(diào)節(jié)的次生代謝中芳香族氨基酸合成增加。這些證據(jù)為煙草適應(yīng)鹽滲透提供了新的視角。
2.3 煙草化學(xué)誘導(dǎo)代謝組學(xué)研究
植物在生長、發(fā)育、生殖等過程中,常常受到外界的物理、化學(xué)和生物等因素的影響,而在這些影響因素中,體內(nèi)外的相關(guān)化學(xué)誘導(dǎo)劑對植物生育過程的影響非常廣泛。植物僅僅依靠先天免疫性防御病原體攻擊,對具體的應(yīng)激方式?jīng)]有記憶力,但在對植物進(jìn)行預(yù)激活之后,當(dāng)再次受到脅迫時它便能夠發(fā)動強烈的應(yīng)激反應(yīng)[35-36]。化學(xué)誘導(dǎo)劑對植物生長、發(fā)育、生殖的影響大多是通過作用于植物的啟動子來調(diào)控植物基因表達(dá)和蛋白表達(dá),進(jìn)而影響植物的生育以及對內(nèi)外環(huán)境的反應(yīng)[37]。
以往的研究認(rèn)為植物中只有反式綠原酸,然而在一些受過機械損傷的植物組織中以及暴露于紫外光下的煙葉中,已經(jīng)發(fā)現(xiàn)其順式異構(gòu)體[38]。Mhlongo M I等[39-40]用不同的植物防御誘導(dǎo)劑——脂多糖、鞭毛蛋白-22、殼聚糖、活化酯和異亞硝基苯乙酮(INAP)處理煙草培養(yǎng)細(xì)胞,發(fā)現(xiàn)這些結(jié)構(gòu)和功能多樣的誘導(dǎo)劑均能引起綠原酸的積累,包括單?;投;目Х弱?鼘幩幔ňG原酸,新綠原酸,異綠原酸B和異綠原酸C),提出綠原酸在能動性地參與引發(fā)植物防御作用中扮演新角色,首次發(fā)現(xiàn)順式新綠原酸的積累,說明煙草植物中存在產(chǎn)生順式綠原酸異構(gòu)體的生物途徑。
據(jù)文獻(xiàn)[41-43]報道,麥角固醇可以激活煙草細(xì)胞中的防御基因,從而誘導(dǎo)與防御相關(guān)的次生代謝物質(zhì)產(chǎn)生。Tugizimana F等[44-45]通過多種代謝組學(xué)分析平臺考察麥角固醇對煙草細(xì)胞代謝物的影響。結(jié)果表明,麥角固醇可以改變細(xì)胞的新陳代謝,并鑒定出防御性代謝物包括5種萜類化合物(辣椒素、魯比民醛、日齊素、螺巖蘭草酮和馬鈴薯松弛素)、脫落酸(ABA)、植物固醇等。Gaquerel E等[46]研究了煙草受傷和使用蛾誘導(dǎo)劑后代謝物的變化,發(fā)現(xiàn)173種代謝物具有統(tǒng)計學(xué)差異,其中128種受時間影響,85種受處理方式影響。
鳥氨酸在煙草尿素循環(huán)和多胺生物合成中起著重要作用[47-48],與鳥氨酸的左旋異構(gòu)體(L-Orn)截然相反,鳥氨酸的右旋異構(gòu)體(D-Orn)可以積極參與煙草細(xì)胞代謝,誘導(dǎo)產(chǎn)生自由態(tài)、束縛態(tài)和結(jié)合態(tài)的多胺[49]。Gholami M等[50]采用手性LCMS對氨基酸類物質(zhì)進(jìn)行代謝輪廓分析,發(fā)現(xiàn)DOrn對左旋精氨酸(L-Arg)有選擇性積累的優(yōu)勢,外源D-Orn能選擇性使L-Arg調(diào)高80倍,而LOrn使所有氨基酸略有增加,說明D-Orn能夠選擇性調(diào)控L-Arg和尿素循環(huán)。
Madala N E等[51-52]用INAP分別處理高粱和煙草細(xì)胞,考察了 INAP誘導(dǎo)后的代謝物分布變化情況。結(jié)果表明,INAP能夠誘導(dǎo)代謝物發(fā)生可逆變化。高粱細(xì)胞比煙草細(xì)胞在化學(xué)誘導(dǎo)下代謝物變化更協(xié)調(diào)一致,說明生氰植物和非生氰植物在亞硝基化合物次生代謝方面有差異;推測鑒定出8種代謝物,并指出INAP影響莽草酸途徑、苯丙烷途徑和類黃酮途徑,能促使體內(nèi)抗氧化環(huán)境的產(chǎn)生。
2.4 煙草功能基因代謝組學(xué)研究
活性氧和乙烯在確定植物對病原體侵襲是抗性或易感性方面發(fā)揮重要作用。為進(jìn)一步研究其機理,Cho K等[53]對野生煙草和乙烯信號受阻的轉(zhuǎn)基因煙草(Ein3-AS)進(jìn)行代謝組學(xué)研究,通過接種Ppn研究乙烯信號分子在對抗病原菌侵入時的防御功能。結(jié)果顯示,在Ppn作用下煙堿和苯丙烷-多胺綴合物以及它們的中間體,如精氨酸和腐胺的含量在Ein3-AS轉(zhuǎn)基因植株中低于野生煙草,而半乳糖脂和氧化的游離脂肪酸則相反。
黃酮類在多數(shù)植物中通過苯基丙酸類合成途徑進(jìn)行生物合成[54],Misra P等[55]將擬南芥轉(zhuǎn)錄因子 AtMYB12在煙草中表達(dá),促使包括苯基丙酸類合成途徑的基因表達(dá)增強,從而使得黃酮類物質(zhì)增加幾倍。由于增加了蕓香苷的積累,使得轉(zhuǎn)基因煙草對斜紋夜蛾和棉鈴蟲具有更好的抗性。
Choi H K等[56]和 Halim V A等[57]分別采用NMR和高效液相色譜-光電二極管陣列-質(zhì)譜(HPLC-PDA-MS)對野生和轉(zhuǎn)基因煙草(過表達(dá)合成水楊酸的基因,含高濃度水楊酸及其糖苷,增加煙草對花葉病毒的抗性)進(jìn)行代謝組學(xué)分析,結(jié)果表明,綠原酸和蕓香苷在轉(zhuǎn)基因煙草中含量比野生煙草中低。這可能是異分支酸和預(yù)苯酸途徑競爭所致,而水楊酸(SA)作為信號分子調(diào)控綠原酸和蕓香苷的生物合成。
Mungur R等[58]采用傅里葉變換離子回旋共振質(zhì)譜(FT-ICR-MS)研究谷氨酸脫氫酶(GDH)轉(zhuǎn)基因煙草。GDH轉(zhuǎn)基因煙草改變了谷氨酸鹽、氨基酸和碳代謝,這從根本上改變了煙草的生長發(fā)育。通過13NH4+對氨基酸碎片進(jìn)行生物標(biāo)記來分析GDH表達(dá)、谷氨酸鹽和植物表型之間的因果關(guān)系和相互影響,發(fā)現(xiàn)轉(zhuǎn)基因煙草的13N標(biāo)記的氨基酸鹽和氨基酰胺顯著上升,隨著GDH活性的變化,根部和葉中上百個離子豐度發(fā)生改變,其中具有生物醫(yī)藥意義的有23種。某些氨基酸、有機酸和糖增加,而有些脂肪酸下降,說明轉(zhuǎn)基因使銨吸收增加。
2.5 煙草不同組織器官代謝組學(xué)研究
綠原酸是由肉桂酸和奎寧酸分子衍生物形成的酚類物質(zhì),它的積累與植物防御多種脅迫下的生理響應(yīng)聯(lián)系在一起。Ncube E N等[59]研究了煙葉組織和煙草懸浮細(xì)胞中綠原酸及其衍生物的代謝差異,共鑒定出19種含有肉桂酸核的代謝物。這些代謝物在煙葉組織和懸浮細(xì)胞中的分布明顯不同,說明綠原酸在兩種不同的體系中生物合成途徑有差異,這需要結(jié)合轉(zhuǎn)錄組學(xué)和蛋白組學(xué)對其進(jìn)行更深入的研究。
2.6 與其他組學(xué)結(jié)合應(yīng)用研究
木質(zhì)素是次生細(xì)胞壁的重要成分,肉桂酰輔酶A還原酶(CCR)和肉桂醇脫氫酶(CAD)是催化木質(zhì)素單體生物合成的最后兩個步驟的關(guān)鍵酶,現(xiàn)已經(jīng)證實下調(diào)煙草中的CCR會降低木質(zhì)素含量,而在下調(diào)CAD的煙草中木質(zhì)素結(jié)合更多的醛[60-62]。Dauwe R等[63]發(fā)現(xiàn),改變煙草中CCR和CAD兩個基因中任意一個的表達(dá),都會對其轉(zhuǎn)錄組和代謝組產(chǎn)生深遠(yuǎn)的影響。以基因擴增片段長度多態(tài)性為基礎(chǔ)的轉(zhuǎn)錄譜,結(jié)合HPLC和GC-MS代謝物圖譜,揭示了木質(zhì)素單體生物合成的特異轉(zhuǎn)錄因子和代謝產(chǎn)物,以及木質(zhì)素單體和其他代謝途徑之間的相互作用的主要網(wǎng)絡(luò)。
Lippmann R等[64]采用蛋白質(zhì)組學(xué)和代謝組學(xué)相結(jié)合的方法研究了煙草懸浮細(xì)胞分泌蛋白質(zhì)的過程。結(jié)果顯示在脅迫處理或缺乏誘導(dǎo)子時脅迫相關(guān)的蛋白質(zhì)和代謝物豐度加強,在脅迫防御和細(xì)胞再生過程中鑒定出32種蛋白質(zhì),腐胺明顯上升。Ferrario-Mery S等[65]研究了煙草中碳氮相關(guān)的代謝途徑,整合了該代謝路徑中轉(zhuǎn)錄組、酶活性及代謝組學(xué)的相互關(guān)系。通過對NH4+代謝過程中主要代謝物的定量分析,并整合先前關(guān)于氮在轉(zhuǎn)錄方面的知識,分析了谷氨酰胺合成酶在氮代謝過程中的作用,結(jié)論是代謝物量的變化與轉(zhuǎn)錄水平無關(guān),而與轉(zhuǎn)錄后修飾調(diào)節(jié)有關(guān)。
隨著各種分析技術(shù)在分辨率、檢測限和準(zhǔn)確度等方面的不斷提高,信息生物學(xué)的不斷完善以及各組學(xué)之間的結(jié)合,代謝組學(xué)也越來越廣泛地應(yīng)用于系統(tǒng)生物學(xué)的研究之中。從最初的代謝產(chǎn)物分析、單一代謝途徑探索走向與其他組學(xué)技術(shù)結(jié)合,研究特定的生物學(xué)問題,共同揭示植物生理活動的奧秘。代謝組學(xué)技術(shù)在煙草研究方面已經(jīng)取得了較為豐碩的成果,成為全面地系統(tǒng)地研究煙草在應(yīng)對外界環(huán)境和脅迫條件下的代謝物響應(yīng)變化的重要手段。但從總體來看,目前煙草代謝組學(xué)仍然處于初級階段,在分析技術(shù)、數(shù)據(jù)處理和生物信息整合等方面均面臨著巨大挑戰(zhàn)。
首先是分析技術(shù)的局限性。代謝組學(xué)的深入研究得益于分析技術(shù)的不斷進(jìn)步,如高分辨質(zhì)譜(HRMS)、UPLC、NMR、傅里葉紅外(FTIR)、CE及其聯(lián)用技術(shù)的應(yīng)用。與其他各組學(xué)(基因組學(xué)、蛋白質(zhì)組學(xué)等)技術(shù)只分析特定類型的物質(zhì)不同,植物代謝物具有復(fù)雜多樣、理化性質(zhì)差異大、各組織中分布不均等特點,且在時間和空間上都具有高度的動態(tài)性[66],目前還沒有一種能夠無偏向性地分析所有代謝物的技術(shù)平臺。
其次是大量數(shù)據(jù)的分析處理。代謝組學(xué)的高通量性、整體性、系統(tǒng)性、動態(tài)性的特點決定了研究過程中將產(chǎn)生大量的數(shù)據(jù),如何篩選獲取有效數(shù)據(jù)并對其進(jìn)行科學(xué)解析是一項艱巨的工作,特別是大量代謝物的鑒定。在整合多種統(tǒng)計軟件和數(shù)據(jù)庫,提高數(shù)據(jù)處理的效率和準(zhǔn)確性方面同樣面臨著巨大挑戰(zhàn)。
最后是代謝組學(xué)與其他組學(xué)的結(jié)合。代謝組學(xué)與基因組學(xué)、轉(zhuǎn)錄組學(xué)及蛋白質(zhì)組學(xué)是研究系統(tǒng)生物學(xué)信息傳遞的幾個層次。代謝組學(xué)只揭示發(fā)生了什么,而研究生物體發(fā)生這些改變的原因和過程,需要將幾個組學(xué)結(jié)合起來,因此,代謝組學(xué)是服務(wù)于基因組學(xué)的。如何將代謝組學(xué)與其他相關(guān)組學(xué)以及代謝通路整合在一起,并科學(xué)地揭示植物的生理功能是能否發(fā)揮代謝組學(xué)潛能的重點和難點[67]。
我國《煙草行業(yè)中長期科技發(fā)展規(guī)劃綱要(2006—2020年)》中提出,要找到參與煙草抗性、營養(yǎng)吸收、香氣形成、煙堿代謝、有害成分合成與降解、煙葉成熟和烘烤等過程中相關(guān)的功能基因和蛋白質(zhì),培育出高香氣低危害品種,為中式卷煙的發(fā)展提供特色優(yōu)質(zhì)煙葉原料。這些工作的推進(jìn)都離不開對煙草代謝機理的深入認(rèn)識,只有全面系統(tǒng)地開展煙草代謝組學(xué)基本規(guī)律研究,并與其他組學(xué)整合、驗證,才能更好地指導(dǎo)煙草生產(chǎn),這是煙草代謝組學(xué)未來的發(fā)展方向[68-69]。
參考文獻(xiàn)
[1] Nicholson J K,Lindon J C,Holmes E. “Metabonomics”∶understanding the metabolic responses of living systems to path physiological stimul via multivariate statistical analysis of biological NMR spectroscopic data[J]. xenobiotica,1999,29(11)∶ 1181-1189.
[2] Fiehn O. Metabolomics-the link between genotypes and phenotypes[J]. Plant molecular biology,2002,48(1-2)∶155-171.
[3] Dixon R A,Strack D. Phytochemistry meets genome analysis,and beyond[J]. Phytochemistry,2003,62(6)∶815-816.
[4] Raamsdonk L M,Teusink B,Broadhurst D,et al. A functional genomics strategy that uses metabolome data to reveal the phenotype of silent mutations[J]. Nature biotechnology,2001,19(1)∶ 45-50.
[5] Tohge T,F(xiàn)ernie A R. Combining genetic diversity,informatics and metabolomics to facilitate annotation of plant gene function[J]. Nature protocols,2010,5(6)∶1210-1227.
[6] Okazaki Y,Saito K. Recent advances of metabolomics in plant biotechnology[J]. Plant Biotechnol Rep,2012,6∶1-15.
[7] Saito K,Matsuda F. Metabolomics for functional genomics,systems biology,and biotechnology[J]. Annual review of plant biology,2010,61∶ 463-489.
[8] 趙鳳霞,高相彬,王正平,等. 蛋白質(zhì)組學(xué)技術(shù)在煙草研究中的應(yīng)用進(jìn)展[J]. 中國煙草學(xué)報,2014,20(1):103-110.
[9] 丁安明,陳雅瓊,Zahid Hussain,等. 煙草GA代謝相關(guān)基因ga1和ga2的克隆和表達(dá)分析[J]. 中國煙草科學(xué),2014,35(1):102-108.
[10] 魏榮寶. 煙草植物在有機醫(yī)藥和農(nóng)藥中的應(yīng)用[J],化學(xué)教育,2009(7):1-4.
[11] 馮吉,余君,蔡長春. 代謝組學(xué)在煙草香味物質(zhì)研究中的應(yīng)用概況與展望[J]. 湖北農(nóng)業(yè)科學(xué),2012,51 (23):5248-5252.
[12] 牛維環(huán),謝小東,程廷才,等. 植物類萜代謝及其在煙草中的研究進(jìn)展[J]. 中國煙草科學(xué),2010,31(5):84-89.
[13] 廉蕓蕓,王允白,邱軍,等. 不同產(chǎn)區(qū)烤煙中主要生物堿含量和組成比例分析[J]. 中國煙草科學(xué),2008,29(4):6-9.
[14] 冉霞,徐光軍,牟蘭,等. 貴州不同產(chǎn)區(qū)烤煙多酚類物質(zhì)的分析[J]. 貴州農(nóng)業(yè)科學(xué),2012,40(12):40-43.
[15] 漆小泉,王玉蘭,陳曉亞. 植物代謝組學(xué):方法與應(yīng)用[M]. 北京:化學(xué)工業(yè)出版社,2011.
[16] 滕中秋,付卉青,賈少華,等. 植物應(yīng)答非生物脅迫的代謝組學(xué)研究進(jìn)展[J]. 植物生態(tài)學(xué)報,2011,35(1):110-118.
[17] Nakabayashi R,Saito K. Metabolomics for unknown plant metabolites[J]. Analytical and bioanalytical chemistry,2013,405(15)∶ 5005-5011.
[18] 盧紅梅,梁逸曾. 代謝組學(xué)分析技術(shù)及數(shù)據(jù)處理技術(shù)[J]. 分析測試學(xué)報,2008,27(3):325-332.
[19] Li Q,Zhao C,Li Y,et al. Liquid chromatography/mass spectrometry-based metabolic profiling to elucidate chemical differences of tobacco leaves between Zimbabwe and China[J]. Journal of separation science,2011,34(2)∶ 119-126.
[20]Li L,Lu X,Zhao J,et al. Lipidome and metabolome analysis of fresh tobacco leaves in different geographical regions using liquid chromatography-mass spectrometry[J]. Analytical and bioanalytical chemistry,2015∶ 1-12.
[21] Zhao J,Hu C,Zeng J,et al. Study of polar metabolites in tobacco from different geographical origins by using capillary electrophoresis-mass spectrometry[J]. Metabolomics,2014,10(5)∶ 805-815.
[22] Zhao Y,Zhao C,Li Y,et al. Study of metabolite differences of flue-cured tobacco from different regions using a pseudotargeted gas chromatography with mass spectrometry selected-ion monitoring method[J]. Journal of separation science,2014,37(16)∶ 2177-2184.
[23] Li Y,Pang T,Li Y,et al. Gas chromatography-mass spectrometric method for metabolic profiling of tobacco leaves[J]. Journal of separation science,2011,34(12)∶1447-1454.
[24] Li L,Zhao C,Chang Y,et al. Metabolomics study of cured tobacco using liquid chromatography with mass spectrometry∶ method development and its application in investigating the chemical differences of tobacco from three growing regions[J]. Journal of separation science,2014,37(9-10)∶ 1067-1074.
[25] Zhang L,Wang X,Guo J,et al. Metabolic profiling of chinese tobacco leaf of different geographical origins by GC-MS[J]. Journal of agricultural and food chemistry,2013,61(11)∶ 2597-2605.
[26] Zhao Y,Zhao C,Lu X,et al. Investigation of the relationship between the metabolic profile of tobacco leaves in different planting regions and climate factors using a pseudotargeted method based on gas chromatography/mass spectrometry[J]. Journal of proteome research,2013,12(11)∶ 5072-5083.
[27] Ma D M,Gandra S V S,Sharma N,et al. Integration of GC-MS based non-targeted metabolic profiling with headspace solid phase microextraction enhances the understanding of volatile differentiation in tobacco leaves from North Carolina,India and Brazil[J]. American Journal of Plant Sciences,2012,3∶ 1759-1769.
[28] 胡亞杰,宋魁,王闖,等. 干旱脅迫對轉(zhuǎn)BnDREBl-5煙草碳氮代謝和滲透調(diào)節(jié)物質(zhì)的影響[J]. 中國煙草科學(xué),2011,32(4):36-41.
[29] 董妍玲,潘學(xué)武. 植物次生代謝產(chǎn)物簡介[J]. 生物學(xué)通報,2002,37(11):17-19.
[30] Choi Y H,Kim H K,Linthorst H J M,et al. NMR Metabolomics to Revisit the Tobacco Mosaic Virus Infection in Nicotiana t abacum Leaves[J]. Journal of Natural Products,2006,69(5)∶ 742-748.
[31] Cho K,Kim Y,Wi S J,et al. Nontargeted metabolite profiling in compatible pathogen-inoculated tobacco (Nicotiana tabacum L. cv. Wisconsin 38) using UPLCQ-TOF/MS[J]. Journal of agricultural and food chemistry,2012,60(44)∶ 11015-11028.
[32] Ibá?ez A J,Scharte J,Bones P,et al. Rapid metabolic profiling of Nicotiana tabacum defence responses against Phytophthora nicotianae using direct infrared laser desorption ionization mass spectrometry and principal component analysis[J]. Plant methods,2010,6(1)∶ 14.
[33] Banzai T,Hershkovits G,Katcoff D J,et al. Identification and characterization of mRNA transcripts differentially expressed in response to high salinity by means of differential display in the mangrove,Bruguiera gymnorrhiza[J]. Plant Science,2002,162(4)∶ 499-505.
[34] Zhang J,Zhang Y,Du Y,et al. Dynamic metabonomic responses of tobacco (Nicotiana tabacum) plants to salt stress[J]. Journal of proteome research,2011,10(4)∶1904-1914.
[35] Conrath U,Beckers G J M,F(xiàn)lors V,et al. Priming∶ getting ready for battle[J]. Molecular Plant-Microbe Interactions,2006,19(10)∶ 1062-1071.
[36] Walters D R,Ratsep J,Havis N D. Controlling crop diseases using induced resistance∶ challenges for the future[J]. Journal of experimental botany,2013,64(5)∶1263-1280.
[37] 胡廷章. 植物的化學(xué)誘導(dǎo)表達(dá)系統(tǒng)[J]. 分子植物育種,2003,1(5-6):731-736.
[38] Clifford M N,Kirkpatrick J,Kuhnert N,et al. LC-MSn analysis of the cis isomers of chlorogenic acids[J]. Food Chemistry,2008,106(1)∶ 379-385.
[39] Mhlongo M I,Piater L A,Steenkamp P A,et al. Priming agents of plant defence stimulate the accumulation of mono-and di-acylated quinic acids in cultured tobacco cells[J]. Physiological and Molecular Plant Pathology,2014,88∶ 61-66.
[40] Mhlongo M I,Piater L A,Steenkamp P A,et al. Metabolomic fingerprinting of primed tobacco cells provide the first evidence for the biological origin of cischlorogenic acid[J]. Biotechnology letters,2015,37(1)∶205-209.
[41] Vatsa P,Chiltz A,Luini E,et al. Cytosolic calcium rises and related events in ergosterol-treated Nicotiana cells[J]. Plant Physiology and Biochemistry,2011,49(7)∶764-773.
[42] Kasparovsky T,Blein J P,Mikes V. Ergosterol elicits oxidative burst in tobacco cells via phospholipase A 2 and protein kinase C signal pathway[J]. Plant Physiology and Biochemistry,2004,42(5)∶ 429-435.
[43] Lochman J,Mikes V. Ergosterol treatment leads to the expression of a specific set of defence-related genes in tobacco[J]. Plant molecular biology,2006,62(1-2)∶ 43-51.
[44] Tugizimana F,Steenkamp P A,Piater L A,et al. Ergosterol-induced sesquiterpenoid synthesis in tobacco cells[J]. Molecules,2012,17(2)∶ 1698-1715.
[45] Tugizimana F,Steenkamp P A,Piater L A,et al. Multiplatform metabolomic analyses of ergosterol-induced dynamic changes in Nicotiana tabacum cells[J]. PloS one,2014,9(1)∶ 1-18.
[46] Gaquerel E,Heiling S,Sch?ttner M,et al. Development and validation of a liquid chromatography- electrospray ionization- time-of-flight mass spectrometry method for induced changes in Nicotiana attenuata leaves during simulated herbivory[J]. Journal of Agricultural and Food Chemistry,2010,58(17)∶ 9418-9427.
[47]Funck D,Stadelhofer B,Koch W. Ornithine-δaminotransferase is essential for arginine catabolism but not for proline biosynthesis[J]. BMC Plant Biology,2008,8(1)∶ 40.
[48] Katoh A,Ohki H,Inai K,et al. Molecular regulation of nicotine biosynthesis[J]. Plant Biotechnology,2005,22(5)∶ 389-392.
[49] GHOLAMI M,F(xiàn)AKHARI ALIR,GHANATI F. Selective Regulation of Nicotine and Polyamines Biosynthesis in Tobacco Cells by Enantiomers of Ornithine[J]. Chirality,2013,25∶ 22-27.
[50] Gholami M,Boughton B A,F(xiàn)akhari A R,et al. Metabolomic study reveals a selective accumulation of l-arginine in the d-ornithine treated tobacco cell suspension culture[J]. Process Biochemistry,2014,49(1)∶ 140-147.
[51] Madala N E,Piater L A,Steenkamp P A,et al. Multivariate statistical models of metabolomic data reveals different metabolite distribution patterns in isonitrosoacetophenone-elicited Nicotiana tabacum and Sorghum bicolor cells[J]. SpringerPlus,2014,3(254)∶1180-1186.
[52] Madala N E,Steenkamp P A,Piater L A,et al. Metabolomic analysis of isonitrosoacetophenoneinduced perturbations in phenolic metabolism of Nicotiana tabacum cells[J]. Phytochemistry,2013,94∶82-90.
[53] Cho K,Kim Y,Wi S,et al. Metabolic survey of defense responses to a compatible hemibiotroph,Phytophthora parasitica var. nicotianae,in ethylene signaling-impaired tobacco[J]. Journal of agricultural and food chemistry,2013,61(35)∶ 8477-8489.
[54] Ververidis F,Trantas E,Douglas C,et al. Biotechnology of flavonoids and other phenylpropanoid-derived natural products. Part I∶ Chemical diversity,impacts on plant biology and human health[J]. Biotechnologyjournal,2007,2(10)∶ 1214-1234.[55] Misra P,Pandey A,Tiwari M,et al. Modulation of transcriptome and metabolome of tobacco by Arabidopsis transcription factor,AtMYB12,leads to insect resistance[J]. Plant physic-ology,2010,152(4)∶ 2258-2268.
[56] Choi H K,Choi Y H,Verberne M,et al. Metabolic fingerprinting of wild type and transgenic tobacco plants by 1H NMR and multivariate analysis technique[J]. Phytochemistry,2004,65(7)∶ 857-864.
[57] Halim V A,Verberne M C,Verpoorte R. Differential Metabolic Profiling by HPLC-PDA-MS of Wild Type and Transgenic Tobacco Plants Constitutively Producing Salicylic Acid[J]. Journal of liquid chromatography & related technologies,2003,26(3)∶369-383.
[58] Mungur R,Glass A D M,Goodenow D B,et al. Metabolite fingerprinting in transgenic Nicotiana tabacum altered by the Escherichia coli glutamate dehydrogenase gene[J]. BioMed Research International,2005,2005(2)∶ 198-214.
[59] Ncube E N,Mhlongo M I,Piater L A,et al. Analyses of chlorogenic acids and related cinnamic acid derivatives from Nicotiana tabacum tissues with the aid of UPLCQTOF-MS/MS based on the in-source collision-induced dissociation method[J]. Chemistry Central Journal,2014,8(1)∶ 66-75.
[60] Piquemal J,Lapierre C,Myton K,et al. Down-regulation of Cinnamoyl-CoA Reductase induces significant changes of lignin profiles in transgenic tobacco plants[J]. The Plant Journal,1998,13(1)∶ 71-83.
[61] Knight M E,Halpin C,Schuch W. Identification and characterisation of cDNA clones encoding cinnamyl alcohol dehydrogenase from tobacco[J]. Plant Molecular Biology,1992,19(5)∶ 793-801.
[62] O'connell A,Holt K,Piquemal J,et al. Improved paper pulp from plants with suppressed cinnamoyl-CoA reductase or cinnamyl alcohol dehydrogenase[J]. Transgenic research,2002,11(5)∶ 495-503.
[63] Dauwe R,Morreel K,Goeminne G,et al. Molecular phenotyping of lignin-modified tobacco reveals associated changes in cell-wall metabolism,primary metabolism,stress metabolism and photorespiration[J]. The Plant Journal,2007,52(2)∶ 263-285.
[64] Lippmann R,Kaspar S,Rutten T,et al. Protein and metabolite analysis reveals permanent induction of stress defense and cell regeneration processes in a tobacco cell suspension culture[J]. International journal of molecular sciences,2009,10(7)∶ 3012-3032.
[65] Ferrario-Mery S,Hodges M,Hirel B,et al. Photorespiration-dependent increases in phosphoenolpyruvate carboxylase,isocitrate dehydrogenase and glutamate dehydrogenase in transformed tobacco plants deficient in ferredoxindependent glutamine-α-ketoglutarate aminotrans ferase [J]. Planta,2002,214(6)∶ 877-886.
[66] Stitt M,F(xiàn)ernie A R. From measurements of metabolites to metabolomics∶ an ‘on the fly’perspective illustrated by recent studies of carbon-nitrogen interactions[J]. Current opinion in biotechnology,2003,14(2)∶ 136-144.
[67] 朱超,梁瓊麟,王義明,等. 代謝組學(xué)的整合化發(fā)展及其新進(jìn)展[J]. 分析化學(xué)評述與進(jìn)展,2010,38(7):1060-1068.
[68] 李鳳霞. 煙草基因組知識篇:5. 功能基因組學(xué)[J]. 中國煙草科學(xué),2010,31(5):90-91.
[69] 王元英. 煙草基因組知識篇:1. 基因組與煙草基因組計劃[J]. 中國煙草科學(xué),2010,31(1):81-82.
Research of Metabolomics in Tobacco
WANG Xiaoli,F(xiàn)U Bo,ZHAO Mingqin*,HE Fan,WANG Pengze,LIU Pengfei
(College of Tobacco Science,Henan Agricultural University,National Tobacco Physiology and Biochemistry Research Center,Zhengzhou 450002,China)
Abstract:Metabolomics has been considered one of the most effective means of investigating physiological and biochemical processes and gene function of plants. Here we review the main process of metabolomics and its application status in tobacco research,the regulation mechanisms of physiological and biochemical reactions when tobacco responds to different environmental,biotic and abiotic stresses,chemically induced processes and genetic modifications. Finally,issues of critical significance to current tobacco metabolomics research are discussed and it is noted that integration with other omics is the trend of metabolomics research in tobacco.
Keywords:tobacco;metabolomics;stress;chemical induction;gene function
中圖分類號:S572.01
文章編號:1007-5119(2016)01-0089-08
DOI:10.13496/j.issn.1007-5119.2016.01.016
基金項目:中國煙草總公司濃香型特色優(yōu)質(zhì)煙葉開發(fā)(110201101001 TS-01);上海煙草集團(tuán)責(zé)任有限公司“濃香型特色優(yōu)質(zhì)煙葉風(fēng)格定位研究及樣品檢測”(szbcw201201150)
作者簡介:王小莉(1983-),女,博士研究生,主要從事煙草生理生化研究。E-mail:xiaoliwang325@126.com*通信作者,E-mail:zhaomingqin@126.com
收稿日期:2015-09-09 修回日期:2015-11-19