溫度脅迫對(duì)掌狀海帶幼苗生長(zhǎng)、抗氧化系統(tǒng)及葉綠素?zé)晒獾挠绊?/h1>
2015-10-13 08:13:44凌晶宇梁洲瑞王飛久孫修濤汪文俊劉福利姚海芹
海洋科學(xué) 2015年12期
凌晶宇 , 梁洲瑞, 王飛久, 孫修濤, 汪文俊, 劉福利, 姚海芹
(1. 上海海洋大學(xué)水產(chǎn)與生命學(xué)院, 上海 201306; 2. 中國(guó)水產(chǎn)科學(xué)研究院黃海水產(chǎn)研究所, 農(nóng)業(yè)部海洋漁業(yè)可持續(xù)發(fā)展重點(diǎn)實(shí)驗(yàn)室, 山東 青島 266071)
掌狀海帶(Laminaria digitata(Hudson)J.V.Lamouroux)[1]屬于褐藻門(Phaeophycophyta)、海帶目(Laminariales)、海帶科(Laminariaceae)、海帶屬(Laminaria)[2-4]。掌狀海帶分布于北大西洋沿岸, 主要包括格陵蘭島南部、冰島沿岸、愛爾蘭西北部、英國(guó)南海岸、法國(guó)西北部、挪威北海岸[5-8]。作為一種大型海藻, 掌狀海帶參與調(diào)節(jié)近岸海域生態(tài)環(huán)境[9-10],同時(shí)也具有重要的經(jīng)濟(jì)價(jià)值, 國(guó)外大量使用掌狀海帶生產(chǎn)褐藻膠, 提煉碘, 且有多種礦物質(zhì)、維生素,可作為食品添加劑, 用于家禽、家畜養(yǎng)殖飼料[11-14]。目前對(duì)于掌狀海帶的研究主要集中在生物活性物質(zhì)的提取與研究[15-17]、生態(tài)資源調(diào)查[18-20]、繁殖生物學(xué)研究[21-23]、分子標(biāo)記以及遺傳多樣性研究[24-26], 而對(duì)環(huán)境因子的生理響應(yīng)研究較少[27-30]。
由于葉綠素?zé)晒饧夹g(shù)在測(cè)定植物光合作用具有不損傷植物組織、測(cè)定指標(biāo)多樣化和指示更靈敏等優(yōu)點(diǎn), 現(xiàn)已被廣泛應(yīng)用于植物光合作用機(jī)理的研究[31-32]。植物進(jìn)行光合作用所吸收的光能主要用于光化學(xué)反應(yīng), 僅有少部分能量以熱和熒光耗散掉,而脅迫條件會(huì)導(dǎo)致植物以熱和熒光耗散能量的增加,因此調(diào)制熒光技術(shù)可以評(píng)估植物受脅迫的情況[33]。目前對(duì)于大型海藻(如鼠尾藻、龍須菜、條斑紫菜等)理化因子脅迫機(jī)制的研究已有報(bào)道[34-37]。
不同植物都有其最適宜生長(zhǎng)溫度, 溫度高于或低于各自最適宜生長(zhǎng)溫度都有可能成為脅迫, 導(dǎo)致細(xì)胞膜結(jié)構(gòu)遭到破壞, 抑制生長(zhǎng), 引起個(gè)體損傷甚至死亡[38]。研究認(rèn)為高溫脅迫下植物體抗氧化防御系統(tǒng)能夠通過抑制由高溫產(chǎn)生的活性氧(ROS)的生成, 或緩解活性氧引起的損傷等途徑來緩解生物體內(nèi)的氧化脅迫[39]。逆境脅迫將會(huì)導(dǎo)致活性氧在藻體內(nèi)大量的積累, 從而干擾細(xì)胞內(nèi)膜脂、核酸以及蛋白質(zhì)的代謝, 且自由基作用于脂質(zhì), 發(fā)生過氧化反應(yīng)并產(chǎn)生丙二醛, 引起蛋白質(zhì)、核酸等生命大分子的交聯(lián)聚合, 且具有細(xì)胞毒性[40]。SOD、CAT是植物清除體內(nèi)多余 O2–和 H2O2等活性氧的重要酶類, 統(tǒng)稱為植物保護(hù)酶系統(tǒng), 對(duì)抵御多種理化因子脅迫、減少活性氧積累、維護(hù)膜結(jié)構(gòu)完整等起著重要作用[41]。
本實(shí)驗(yàn)選用掌狀海帶為材料, 研究了溫度脅迫對(duì)其幼苗生長(zhǎng)及抗氧化系統(tǒng)的影響, 以期為完善掌狀海帶人工養(yǎng)殖技術(shù)提供理論依據(jù)。
1 材料與方法
1.1 實(shí)驗(yàn)材料
本實(shí)驗(yàn)所用掌狀海帶幼苗(2～3 cm)由配子體克隆育苗培育而來, 培養(yǎng)條件: 白色日光燈, 光強(qiáng)2100～3500 lx, 溫度 13℃, 光周期 12L: 12D, 培養(yǎng)液為滅菌天然海水, 營(yíng)養(yǎng)鹽以 NaNO3溶液作為氮源,KH2PO4作為磷源。NO3–-N 質(zhì)量濃度 3 mg/L, PO4–-P質(zhì)量濃度0.3 mg/L, 充氣懸浮培養(yǎng)。每周換水2次。
1.2 實(shí)驗(yàn)方法
1.2.1 不同溫度脅迫下掌狀海帶幼苗生長(zhǎng)測(cè)定
設(shè)置 3 個(gè)溫度組(3、8、18℃)和對(duì)照組(13℃), 每組3個(gè)平行。培養(yǎng)條件為: 光照培養(yǎng)箱培養(yǎng), 光周期12L: 12D, 光強(qiáng) 3500 lx, NO3–-N 質(zhì)量濃度 3 mg/L,PO4–-P質(zhì)量濃度 0.3 mg/L。在不同條件處理下持續(xù)培養(yǎng)10 d, 3 d換水一次。實(shí)驗(yàn)開始前挑選藻體完整、無損傷腐爛的掌狀海帶幼苗, 平均鮮質(zhì)量為(0.020±0.003)g, 各處理組之間的鮮質(zhì)量差異性不顯著(P＞0.05)。第5天和第10天后各稱量一次鮮質(zhì)量, 計(jì)算相對(duì)生長(zhǎng)速率(RGR, relative growth rate), 相對(duì)生長(zhǎng)率的計(jì)算公式如下: RGR=[Ln(Wt/W0)/t]×100%,其中W0為初始藻的鮮質(zhì)量(g),Wt為實(shí)驗(yàn)結(jié)束時(shí)藻的鮮質(zhì)量(g),t為實(shí)驗(yàn)持續(xù)的時(shí)間(d)。
1.2.2 不同溫度脅迫下掌狀海帶幼苗抗氧化酶系測(cè)定
設(shè)置 3 個(gè)溫度組(3、8、18℃)和對(duì)照組(13℃), 每組3個(gè)平行, 分別于培養(yǎng)4、12、24、36、48 h后取樣測(cè)定。培養(yǎng)條件為: 光照培養(yǎng)箱培養(yǎng), 光周期12L:12D, 光強(qiáng) 3500 lx, NO3–-N 質(zhì)量濃度 3 mg/L, PO4–-P質(zhì)量濃度0.3 mg/L。稱取0.1g左右掌狀海帶幼苗材料, 用1.5 mL提取液(0.1 mol/L磷酸緩沖液 pH=7.0;1 mol/L EDTA; 1% PVP)在冰浴條件下研磨勻漿。4℃,10000 r/min離心10 min, 取上清液待測(cè)?？扇苄缘鞍诇y(cè)定采用考馬斯亮藍(lán)蛋白測(cè)定試劑盒(A045-2);超氧化物歧化酶(SOD)測(cè)試盒(A001-1)、過氧化氫酶(catalase CAT)測(cè)定試劑盒(A007-1)和丙二醛(MDA)測(cè)定試劑盒(A003-1)均購(gòu)自南京建成公司。實(shí)驗(yàn)過程嚴(yán)格按照試劑盒說明書操作。
1.2.3 不同溫度脅迫下掌狀海帶幼苗葉綠素?zé)晒鈪?shù)測(cè)定
設(shè)置 3 個(gè)溫度組(3、8、18℃)和對(duì)照組(13℃), 每組9個(gè)平行, 分別于培養(yǎng)4、12、24、36、48 h后取樣測(cè)定。培養(yǎng)條件為: 光照培養(yǎng)箱培養(yǎng), 光周期12L:12D, 光強(qiáng) 50 μmol/(m2·s), NO3–-N 質(zhì)量濃度 3mg/L,PO4–-P質(zhì)量濃度0.3 mg/L。葉綠素?zé)晒鈪?shù)的測(cè)定均采用DUAL-PAM-100(WALZ, Germany)。幼苗進(jìn)行暗適應(yīng)20 min后再測(cè)Fv/Fm; 測(cè)定快速光曲線時(shí),設(shè)置的光合有效輻射(PAR)分別為 59、79、123、181、281、352、553、777 μmol/(m2·s), 每個(gè) PAR照射10 s。
1.3 數(shù)據(jù)分析
采用Origin繪制圖形, SPSS進(jìn)行單因子方差分析、多重比較, 以P＜0.05作為差異顯著。數(shù)據(jù)用平均值±標(biāo)準(zhǔn)差(Mean±SD)形式表示。用Statistica7.0軟件, 采用最小二乘法對(duì)快速光曲線進(jìn)行擬合[42], 以求出rETRmax(最大潛在相對(duì)電子傳遞速率)。
2 結(jié)果
2.1 溫度脅迫對(duì)掌狀海帶幼苗生長(zhǎng)的影響
溫度從 3℃升高到 18℃時(shí), 掌狀海帶幼苗 RGR在5、10 d均呈先上升后下降趨勢(shì), 在對(duì)照組(13℃)培養(yǎng)條件下時(shí), 幼苗 RGR最大, 分別為 10.9%和11.0%(圖1)。經(jīng)單因素方差分析表明, 對(duì)照組與其他實(shí)驗(yàn)組的RGR相比均呈顯著性差異(P＜0.05)。
圖1 溫度脅迫對(duì)掌狀海帶幼苗相對(duì)生長(zhǎng)速率的影響Fig.1 Effect of temperature stress on the relative growth rates of L.digitata sporophytes
2.2 溫度脅迫對(duì)掌狀海帶幼苗可溶性蛋白含量、丙二醛(MDA)含量的影響
處理4h后, 18℃組可溶性蛋白含量顯著高于13℃組(P＜0.05), 且達(dá)到最大值(圖2); 處理12 h后,3℃組可溶性蛋白含量較初始值上升 27.9%并達(dá)最大值; 處理24 h后, 13℃組可溶性蛋白含量較初始值上升 16.4%且達(dá)到最大值(P＜0.05), 18℃組值較初始值下降 5.8%, 達(dá)最小值(P＜0.05)。8℃組的可溶性蛋白隨著處理時(shí)間的推移呈現(xiàn)小幅度波動(dòng),24h后較初始值上升 19.1%, 達(dá)最大值且差異性不顯著。
圖2 溫度脅迫對(duì)掌狀海帶幼苗可溶性蛋白含量的影響Fig.2 Effect of temperature stress on thesoluble proteins contentof L.digitata sporophytes
隨著時(shí)間推移, 各實(shí)驗(yàn)組的MDA值均呈先上升后下降的趨勢(shì)(圖3)。處理4 h, 各組MDA含量達(dá)最大值, 且 3、18℃組 MDA含量高于 8℃組和對(duì)照組(13℃), 18℃組差異性顯著(P＜0.05)。處理 24 h, 3、8℃組和對(duì)照組MDA含量達(dá)最小值, 與初始值對(duì)比, 分別下降19.9%、31.2%、32.6%, 而18℃組在處理12 h后出現(xiàn)最小值且下降了24.1%。在處理時(shí)間24～48 h內(nèi), 各溫度組MDA含量均上升, 且3、18℃組MDA含量高于8℃組和對(duì)照組。在48 h處理后, 各組MDA含量與初始值對(duì)比無差異性。
圖3 溫度脅迫對(duì)掌狀海帶幼苗丙二醛含量的影響Fig.3 Effect of temperature stress on the malondialdehyde(MDA)content of L.digitata sporophytes
2.3 溫度脅迫對(duì)掌狀海帶幼苗酶促抗氧化系統(tǒng)活性的影響
處理時(shí)間36 h內(nèi), 18℃組和對(duì)照組(13℃)CAT活性呈先上升后下降趨勢(shì)(圖4), 均在24 h處達(dá)最大值,且對(duì)照組差異性顯著(P＜0.05), 在 36 h處 18℃組CAT活性達(dá)最小值; 3℃和8℃組CAT活性先下降后上升, 均在12、36 h處達(dá)極值。在36～48 h內(nèi), 各組CAT活性均隨時(shí)間推移而下降, 且與初始值對(duì)比無差異性。
圖4 溫度脅迫對(duì)掌狀海帶幼苗過氧化氫酶活性的影響Fig.4 Effect of temperature stress on the catalase (CAT)activity of L.digitata sporophytes
圖5 溫度脅迫對(duì)掌狀海帶幼苗超氧化物歧化酶活性的影響Fig.5 Effect of temperature stress on the superoxide dismutase (SOD)activity of L.digitata sporophytes
在處理時(shí)間24h內(nèi), 18℃組和對(duì)照組(13℃)SOD活性呈上升趨勢(shì)(圖5), 均在24h處達(dá)最大值且差異性顯著(P＜0.05), 與初始值對(duì)比, 增加量分別為64.2%、57.1%; 3℃和8℃組SOD活性在處理4 h后下降并隨著時(shí)間推移在24 h處達(dá)最大值。在24～48 h內(nèi), 各組 SOD活性出現(xiàn)不同程度下降, 18℃組在處理后36 h達(dá)最小值。
2.4 溫度脅迫對(duì)掌狀海帶幼苗葉綠素?zé)晒飧鲄?shù)的影響
3℃組處理 4 h后的Fv/Fm值顯著低于對(duì)照組(P＜0.05), 為對(duì)照組的89.1 % (圖6)。8℃組處理24 h后的Fv/Fm值達(dá)最大, 為0.76; 處理36 h,Fv/Fm值顯著低于對(duì)照組(P＜0.05), 為對(duì)照組的91 %。18℃組的Fv/Fm值隨著處理時(shí)間延長(zhǎng)而下降, 在 36 h和 48 h處達(dá)顯著程度(P＜0.05)。
圖6 溫度脅迫對(duì)掌狀海帶幼苗Fv/Fm的影響Fig.6 Effect of temperature stress on the optimal chlorophyll fluorescence quantum yields (Fv/Fm)of L.digitata sporophytes
圖7 溫度脅迫對(duì)掌狀海帶幼苗rETRmax的影響Fig.7 Effect of temperature stress on the maximum relative electron transport rate (rETRmax)of L.digitata sporophytes
3℃組處理 4 h后的 rETRmax值顯著低于對(duì)照組(13℃,P＜0.05), 為對(duì)照組的 86.2 %(圖 7)。18℃組處理12 h后的rETRmax值與對(duì)照組間差異顯著(P＜0.05)。8℃組的 rETRmax值呈先上升后下降的趨勢(shì), 在 24 h處達(dá)最大值, 且與對(duì)照組間差異顯著(P＜0.05)。
3 討論
Bolton在其實(shí)驗(yàn)中發(fā)現(xiàn)掌狀海帶幼苗在 10～15℃具有較高的生長(zhǎng)速率[43], 隨著溫度升高RGR逐漸降低, 在 23℃時(shí), 幼苗幾乎完全分解。本試驗(yàn)中,掌狀海帶幼苗在13℃具有最高的RGR, 18℃條件下幼苗培養(yǎng)10 d后的相對(duì)生長(zhǎng)速率明顯低于5d所測(cè),下降21.5%。有研究表明, 隨著溫度升高, 植物葉綠體結(jié)構(gòu)受到損傷, 光合色素降解, 導(dǎo)致凈光合速率下降, 物質(zhì)積累率下降[44]。Havaux發(fā)現(xiàn)高溫脅迫對(duì)PSII中心有瞬時(shí)鈍化作用, 使富含不飽和脂肪酸的類囊體膜脂降解, 進(jìn)一步降低光合反應(yīng)速率[45]。因此高溫條件下, 掌狀海帶幼苗的生長(zhǎng)勢(shì)必會(huì)受到影響。
植物體內(nèi)的抗氧化防御系統(tǒng)是一個(gè)立體的結(jié)構(gòu),其所含許多的成分在植物抗逆性中具有重要作用。在酶促抗氧化系統(tǒng)中, 包括CAT、SOD等抗氧化酶,SOD是主要的活性氧(ROS)清除酶類; CAT可以保護(hù)細(xì)胞免受羥過氧化物的脅迫, 使H2O2歧化產(chǎn)生H2O和 O2, 當(dāng)細(xì)胞產(chǎn)生脅迫的適應(yīng)反應(yīng)時(shí), CAT對(duì)于細(xì)胞獲得抗性十分重要[46], 它們?cè)诒Ｗo(hù)細(xì)胞免受氧化脅迫方面具有重要意義。關(guān)于高溫對(duì)植物機(jī)體的影響, 有證據(jù)表明, 植物受高溫脅迫引起葉綠素分解、可溶性蛋白含量下降、膜透性加大等, 可能是機(jī)體內(nèi)O2–等活性氧產(chǎn)生和清除平衡遭到破壞的結(jié)果, 高溫可從促進(jìn) O2–等活性氧形成、鈍化 SOD等抗氧化酶活性兩方面破壞這種平衡[47-48]。實(shí)驗(yàn)中, 處理 24 h后, 掌狀海帶幼苗的CAT、SOD在13、18℃保持著較高的活性, 而低溫組3、8℃酶活性則相對(duì)較低, 表現(xiàn)在掌狀海帶幼苗生長(zhǎng)為具有較低的 RGR。高質(zhì)量濃度的 ROS可引起蛋白質(zhì)肽鏈斷裂和交聯(lián), 導(dǎo)致蛋白質(zhì)分子中堿性氨基酸含量降低, 而高的保護(hù)酶活性能有效清除過量積累的 ROS, 使植物免受活性氧的毒性作用, 這對(duì)于植物的抗逆性具有重要意義。ROS學(xué)說在高等植物中研究比較多[49-50], 在低等藻類植物中相關(guān)研究比較少。植物的總抗氧化能力是由酶促抗氧化系統(tǒng)和非酶促抗氧化系統(tǒng)兩部分的抗氧化能力共同組成, 而對(duì)于掌狀海帶非酶促抗氧化系統(tǒng)在逆境中對(duì) ROS、羥過氧化物等有害物質(zhì)的清除作用有待進(jìn)一步研究。
葉綠素?zé)晒饧夹g(shù)能夠?qū)崟r(shí)準(zhǔn)確地反映植物自身光合特性以及環(huán)境適應(yīng)能力[51]。在正常的生理狀態(tài)下, 暗適應(yīng)20 min后所測(cè)出PSII的Fv/Fm是一個(gè)穩(wěn)定的值, 藻類約為0.65, 當(dāng)受到脅迫時(shí), 該值顯著下降。相對(duì)電子傳遞速率(rETR)是快速光曲線測(cè)定過程中反映實(shí)際光強(qiáng)下的表觀電子傳遞速率[32,52]。本實(shí)驗(yàn)中, 3℃處理下, 掌狀海帶幼苗的Fv/Fm值明顯下降,rETRmax值在處理 4h后達(dá)最小, 同時(shí)其 CAT、SOD酶活性均處于較低水平, MDA含量較高, 說明低溫可能使掌狀海帶幼苗光合能力和光合活性下降。研究表明, 光合色素和電子傳遞鏈?zhǔn)侵参锛?xì)胞類囊體膜的重要組成部分, 高溫可導(dǎo)致其結(jié)構(gòu)改變, 勢(shì)必會(huì)影響光合作用[53]。本次實(shí)驗(yàn)中, 18℃組的掌狀海帶幼苗Fv/Fm、rETRmax值整體呈下降趨勢(shì), 且該條件下抗氧化酶活性波動(dòng)較大, 表明該條件下掌狀海帶幼苗光合電子傳遞過程受抑制。有研究指出, 溫度高于32℃時(shí)鼠尾藻幼苗會(huì)受到光抑制和損傷; 銅藻幼苗在30℃高溫脅迫下也對(duì)其PSII造成不可逆損傷[34,54]。
可溶性蛋白在抵御溫度逆境脅迫過程中起重要作用。研究表明, 細(xì)菌、植物及動(dòng)物體在受到高溫脅迫時(shí)其機(jī)體內(nèi)熱激蛋白含量均會(huì)升高, 從而抵御高溫脅迫[50]。本實(shí)驗(yàn)脅迫初期掌狀海帶可溶性蛋白含量明顯升高, 可能是幼苗對(duì)溫度變化做出的積極反應(yīng), 使其體內(nèi)產(chǎn)生了一些熱激蛋白; 隨著脅迫時(shí)間的延長(zhǎng), 18℃組在24 h含量顯著降低, 可能是海帶防御體系遭到破壞, 細(xì)胞膜結(jié)構(gòu)受損, 蛋白質(zhì)合成受到抑制而分解加速導(dǎo)致可溶性蛋白含量降低。細(xì)胞膜系統(tǒng)是熱損傷和抗熱中心, 細(xì)胞膜的熱穩(wěn)定性與脂肪酸飽和程度有關(guān), 高度飽和的脂肪酸有利于提高細(xì)胞膜的相變溫度, 而高溫會(huì)加劇膜脂過氧化作用[38]。丙二醛(MDA)是脂類過氧化物之一, 是指示植物體膜過氧化程度的一個(gè)重要指標(biāo)。從本實(shí)驗(yàn)結(jié)果來看, 處理4h各組MDA含量均有所上升, 隨著處理時(shí)間延長(zhǎng), 13、18℃組均在12 h處達(dá)最小值且顯著低于低溫組(3、8℃); 48 h后各組MDA含量較初始值相比無差異。實(shí)驗(yàn)結(jié)果說明, 在合適的生長(zhǎng)溫度下,掌狀海帶幼苗細(xì)胞內(nèi)抗氧化酶活性較高, 使得 MDA含量保持在較低水平, 表現(xiàn)為具有較高生長(zhǎng)速率。
[1]Lamouroux J V F. Essai sur les genres de la famille des thalassiophytes non articulées [J]. Annales du Muséumd′Histoire Naturelle, 1813, 20(1): 21-47.
[2]Hoek V D. The distribution of benthic marine algae in relation to the temperature regulation of their life histories [J]. Biological Journal of the Linnean Society,1982, 18(2): 81-144.
[3]Adl S M, Simpson A G, Lane C E, et al. The revised classification of Eukaryotes [J]. The Journal of Eukaryotic Microbiology, 2012, 59(5): 429-514.
[4]MarinsB V, Amado-FilhoG M, BarretoM B, et al. Taxonomy of the southwestern Atlantic endemic kelpLaminaria abyssalisandLaminaria brasiliensis(Phaeophyceae, Laminariales)are not different specie [J].Phycological Research, 2012, 60(1): 51-60.
[5]Raybaud V, Beaugrand G, Goberville E, et al. Decline in kelp in West Europe and Climate[J].PLoS One, 2013,8(6): 1-10.
[6]Gaspard D, Dominique D, Dominique M, et al. Insituphotosynthetic performance ofLaminaria digitata(Phaeophyceae)during spring tides in Northern Brittany[J]. Cahiers De Biology Marine, 2011, 52(1): 1-6.
[7]Potin P, Bouarab K, Salaun J P, et al. Biotic interactions of marine algae [J]. Current Opinion in Plant Biology,2002, 5(4): 308-317.
[8]Gaspard D, Dominique D, Dominique M, etal.Influence of local environmental conditions on the seasonal acclimation process and the daily integrated production rates ofLaminaria digitata(Phaeophyta)in the English Channel[J].Marine Biology, 2013, 160(3): 503-517.
[9]Gevaert F, Janquin M A, Davoult D. Biometrics in Laminariadigitata: A useful tool to assess biomass,carbon and nitrogen contents [J]. Journal of Sea Research, 2008, 60(3): 215-219.
[10]Gauthier S, Pascal R, Cédric L. Trophic ecology in a Northern Brittany (Batz Island, France)kelp (Laminaria digitata)forest, as investigated through stable isotopes and chemical assays[J]. Journal of Sea Research, 2010, 63(1): 24-35.
[11]Enowmbi R A, Udo N, Ciaran M, et al.Coastal Iodine Emissions. 1. Release of I2 byLaminaria digitatain Chamber Experiments [J]. Environmental Science &Technology, 2012, 46(19): 10413-10421.
[12]Davoult D, Engel A R, Arzel P, et al. Environmental factors and commercial harvesting: exploring possible links behind the decline of the kelpLaminaria digitatain Brittany, France [J]. Cahiers De Biology Marine,2011, 56(2): 1-6.
[13]Udo N, Albert A R, Sophie D, et al.Molecular iodine emission rates and photosynthetic performance of different thallus parts ofLaminaria digitata(Phaeophyceae)during emersion [J]. Planta, 2011, 233(4):737-748.
[14]Fleurence J. Seaweed proteins biochemical, nutritional aspects and potential uses [J]. Trends in Food Science& Technology, 1999, 10(1): 25-28.
[15]Vauchel P, Leroux K, Kaas R, et al. Kinetics modeling of alginate alkaline extraction fromLaminaria digitata[J]. Bioresource Technology, 2009, 100(1):1291-2196.
[16]Udo N, Albert A R, Sophie D, et al. Molecular iodine(I2)emission from twoLaminariaspecies(Phaeophyceae)and impact of irradiance and temperature on I2emission into air and iodide release into seawater fromLaminaria digitata[J].Marine Environmental Research, 2013,92(2): 102-109.
[17]Blanco P N, Montero M P, Gómez M C. Antioxidant film development from unrefined extracts of brown seaweedsLaminaria digitataandAscophyllum nodosum[J].Food Hydrocolloids, 2014, 37(1): 100-110.
[18]Kuppers U, Kremer B P. Longitudinal profiles of carbon dioxide fixation capacities in marine macroalgae [J]. Plant Physiology, 1978, 62(1): 49-53.
[19]Mann K H. Ecological energetics of the sea-weed zone in a marine bay on the Atlantic coast of Canada. II.Productivity of the seaweeds [J]. Marine Biology, 1972,14(3): 199-209.
[20]Maier I, Muller D G. Antheridium fine structure and spermatozoid release inLaminaria digitata(Phaeophyceae)[J]. Phycologia, 1982, 21(1): 1-8.
[21]Harries R. An investigation by cultural methods of some of the factors influencing the development of the gametophytes and the early stages of the sporophytes ofLaminaria digitata,L.saccharinaandL.cloustoni[J].Annals of Botany, 1932, 46(184): 893-937.
[22]Destombe C, Oppligeri L V. Male gametophyte fragmentation inLaminaria digitata: a life history strategy to enhance reproductive success [J]. Cahiers De Biology Marine, 2011, 52(4): 385-394.
[23]Liu F L, Yao J T, Wang X L, et al.Genetic diversity and structure within and between wild and cultivatedSaccharina japonica(Laminariales, Phaeophyta)revealed by SSR markers[J].Aquaculture, 2012, 358-359: 139-145.
[24]Valero M, Destombe C, Mauger S, et al.Using genetic tools for sustainable management of kelps: a literature review and the example ofLaminaria digitata[J]. Cahiers De Biology Marine, 2011, 52(4): 467-483.
[25]Crépineau F, Roscoe T, Kaas R, et al. Characterisation of complementary DNAs from the expressed sequence tag analysis of life cycle stages ofLaminaria digitata(Phaeophyceae)[J]. Plant Molecular Biology, 2000,43(4): 503-513.
[26]Vincent R, Jonas C, Sylvie R, etal.Identification of stress gene transcripts inLaminaria digitata(Phaeophyceae)protoplast cultures by expressed sequence tag analysis[J]. Journal of Phycology, 2005, 41(6): 1227-1235.
[27]Larsen B A, Hawkins W W. Nutritional value as protein of some of the nitrogenous constituents of two marine algae,Chondrus crispusandLaminaria digitata[J].Journal of the Science of Food and Agriculture, 1962,12(7): 523-529.
[28]Bischof K, Hanelt D, Aguilera J, et al. Seasonal variation in ecophysiological patterns in macroalgae from an Arctic fjord. I. Sensitivity of photosynthesis to ultraviolet radiation[J].Marine Biology, 2002, 140(6):1097-1106.
[29]Bukhov N G, Wiese C, Neimanis S, et al. Control of photosystem II in spinach leaves by continuous light and by light pulses given in the dark [J]. Photosynthesis Research, 1996, 50(2): 181-191.
[30]王悠. 海帶對(duì)高溫脅迫的生理生化響應(yīng)和耐高溫機(jī)理的初步研究[D]. 青島: 中國(guó)海洋大學(xué), 2003,76-84.
[31]Schreiber U, Bilger W, Neubauer C. Chlorophyll fluorescence as a nonintrusive indicator for rapid assessment of in vivo photosynthesis[C]// Schulze E D,Caldwell M M. Ecophysiology of Photosynthesis.Springer-Verlag, Berlin, 1995: 49-70.
[32]張守仁. 葉綠素?zé)晒鈩?dòng)力學(xué)參數(shù)的意義及討論[J].植物學(xué)通報(bào), 1999, 16: 444-448.
[33]韓博平, 韓志國(guó), 付翔. 藻類光合作用機(jī)理與模型[M].北京: 科學(xué)出版社, 2003.
[34]梁洲瑞, 王飛久, 孫修濤, 等. 利用葉綠素?zé)晒饧夹g(shù)揭示光照、溫度和鹽度對(duì)鼠尾藻嫩芽的影響[J]. 海洋科學(xué), 2001, 35(12): 21-27.
[35]馬興宇, 梁洲瑞, 劉福利, 等. 鼠尾藻直立枝光合特性與生長(zhǎng)的研究[J]. 水產(chǎn)學(xué)報(bào), 2014, 38(9): 1447-1456.
[36]Lin A P, Wang G C, Shen S D, et al. Two specific causes of cell mortality in freeze-thaw cycle of young thalli ofPorphyra yezoensis(Bangiales, Rhodophyta)[J]. Journal of Phycology, 2010, 46(4): 773-779.
[37]Wang Z Y, Wang G C, Niu J F, et al. Optimization of conditions for tetraspore release and assessment of photosynthetic activities for different generation branches of Gracilaria lemaneiformis Bory [J]. Chinese Journal of Oceanology and Limnology, 2010, 28(4):738-748.
[38]Sies H. Strategies of antioxidant defense [J]. European Journal of Biochemistry, 1993, 215(2): 213-219.
[39]徐敏. 光溫脅迫對(duì)花椰菜生長(zhǎng)發(fā)育的影響[D]. 杭州:浙江大學(xué), 2004, 6-41.
[40]Fridovich I. The biology of oxygen radicals [J]. Science,1978, 201(4359): 875-880.
[41]Bolton J, Luning K. Optimal growth and maximal survival temperatures of AtlanticLaminariaspecies(Phaeophyta)in culture [J]. Marine Biology, 1982,66(1): 89-94.
[42]Peter J R, Rolf G. Rapid light curves: A powerful tool to assess photosynthetic activity [J]. Aquatic Botany, 2005,82(3): 222-237.
[43]Santarius K, Exner M, Thebudlassak R. Effects of high-temperature on the photosynthetic apparatus in isolated mesophyll protoplasts ofValerianella-locusta(l)betcke [J]. Molecular Microbiology, 1991, 25(1):17-26.
[44]Havaux M. Stress Tolerance of Photosystem II in Vivo:Antagonistic Effects of Water, Heat, and Photoinhibition Stresses [J]. Plant Physiology, 1992, 100(1): 424-432.
[45]劉泳, 高溫脅迫對(duì)海帶生長(zhǎng)的影響及其作用機(jī)理的初步探討[D]. 青島: 中國(guó)海洋大學(xué), 2003.
[46]宰學(xué)明, 吳國(guó)榮, 陸長(zhǎng)梅, 等. Ca2+對(duì)花生幼苗耐熱性和活性氧代謝的影響[J]. 中國(guó)油料作物學(xué)報(bào), 2001,23(1): 46-50.
[47]馬德華, 龐金安, 霍振榮, 等. 高溫對(duì)黃瓜幼苗膜質(zhì)過氧化作用的影響[J]. 西北植物學(xué)報(bào), 2000, 20(1):141-144.
[48]Brisson L F, Tenhaken R, et al. Function of oxidative corss-linking of cell wall structural proteins in plant disease resistance [J]. Plant Cell, 1992, 8(1): 1703-1712.
[49]Averyanov A A, Lapikova V P, et al. Active oxygen mediates heat-induced resistance of rice plant to blast disease [J]. Plant Science, 1993, 92(1): 27-34.
[50]Krishna P. Plant responses to heat stress [J]. Topics in Current Genetics, 2003, 4(1): 73-101.
[51]White A J, Critcley C. Rapid light curves: a new fluorescence method to assess the state of the photosynthetic apparatus [J]. Photosynth Res, 1999, 59: 63-72.
[52]Kolber Z, Zehr J, Falkowski P G. Effects of growth irradiance and nitrogen limitation on photosynthesis energy conversion in Photosystem II [J]. Plant Physiology, 1988, 88(3): 923-929.
[53]Wen X, Gong H, Lu C. Heat stress induces an inhibition of excitation energy transfer from phycobilisomesto Photosystem II but not to Photosystem I in a cyan bacterium Spirulina platensis [J]. Plant Physiology and Biochemistry, 2005, 43(4): 389-395.
[54]張玉榮, 劉峰, 單體鋒, 等. 利用葉綠素?zé)晒饧夹g(shù)揭示人工培育的銅藻幼苗對(duì)脅迫溫度、光照和鹽度的反應(yīng)[J]. 南方水產(chǎn), 2009, 5(2): 1-9.
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凌晶宇 , 梁洲瑞, 王飛久, 孫修濤, 汪文俊, 劉福利, 姚海芹
(1. 上海海洋大學(xué)水產(chǎn)與生命學(xué)院, 上海 201306; 2. 中國(guó)水產(chǎn)科學(xué)研究院黃海水產(chǎn)研究所, 農(nóng)業(yè)部海洋漁業(yè)可持續(xù)發(fā)展重點(diǎn)實(shí)驗(yàn)室, 山東 青島 266071)
掌狀海帶(Laminaria digitata(Hudson)J.V.Lamouroux)[1]屬于褐藻門(Phaeophycophyta)、海帶目(Laminariales)、海帶科(Laminariaceae)、海帶屬(Laminaria)[2-4]。掌狀海帶分布于北大西洋沿岸, 主要包括格陵蘭島南部、冰島沿岸、愛爾蘭西北部、英國(guó)南海岸、法國(guó)西北部、挪威北海岸[5-8]。作為一種大型海藻, 掌狀海帶參與調(diào)節(jié)近岸海域生態(tài)環(huán)境[9-10],同時(shí)也具有重要的經(jīng)濟(jì)價(jià)值, 國(guó)外大量使用掌狀海帶生產(chǎn)褐藻膠, 提煉碘, 且有多種礦物質(zhì)、維生素,可作為食品添加劑, 用于家禽、家畜養(yǎng)殖飼料[11-14]。目前對(duì)于掌狀海帶的研究主要集中在生物活性物質(zhì)的提取與研究[15-17]、生態(tài)資源調(diào)查[18-20]、繁殖生物學(xué)研究[21-23]、分子標(biāo)記以及遺傳多樣性研究[24-26], 而對(duì)環(huán)境因子的生理響應(yīng)研究較少[27-30]。
由于葉綠素?zé)晒饧夹g(shù)在測(cè)定植物光合作用具有不損傷植物組織、測(cè)定指標(biāo)多樣化和指示更靈敏等優(yōu)點(diǎn), 現(xiàn)已被廣泛應(yīng)用于植物光合作用機(jī)理的研究[31-32]。植物進(jìn)行光合作用所吸收的光能主要用于光化學(xué)反應(yīng), 僅有少部分能量以熱和熒光耗散掉,而脅迫條件會(huì)導(dǎo)致植物以熱和熒光耗散能量的增加,因此調(diào)制熒光技術(shù)可以評(píng)估植物受脅迫的情況[33]。目前對(duì)于大型海藻(如鼠尾藻、龍須菜、條斑紫菜等)理化因子脅迫機(jī)制的研究已有報(bào)道[34-37]。
不同植物都有其最適宜生長(zhǎng)溫度, 溫度高于或低于各自最適宜生長(zhǎng)溫度都有可能成為脅迫, 導(dǎo)致細(xì)胞膜結(jié)構(gòu)遭到破壞, 抑制生長(zhǎng), 引起個(gè)體損傷甚至死亡[38]。研究認(rèn)為高溫脅迫下植物體抗氧化防御系統(tǒng)能夠通過抑制由高溫產(chǎn)生的活性氧(ROS)的生成, 或緩解活性氧引起的損傷等途徑來緩解生物體內(nèi)的氧化脅迫[39]。逆境脅迫將會(huì)導(dǎo)致活性氧在藻體內(nèi)大量的積累, 從而干擾細(xì)胞內(nèi)膜脂、核酸以及蛋白質(zhì)的代謝, 且自由基作用于脂質(zhì), 發(fā)生過氧化反應(yīng)并產(chǎn)生丙二醛, 引起蛋白質(zhì)、核酸等生命大分子的交聯(lián)聚合, 且具有細(xì)胞毒性[40]。SOD、CAT是植物清除體內(nèi)多余 O2–和 H2O2等活性氧的重要酶類, 統(tǒng)稱為植物保護(hù)酶系統(tǒng), 對(duì)抵御多種理化因子脅迫、減少活性氧積累、維護(hù)膜結(jié)構(gòu)完整等起著重要作用[41]。
本實(shí)驗(yàn)選用掌狀海帶為材料, 研究了溫度脅迫對(duì)其幼苗生長(zhǎng)及抗氧化系統(tǒng)的影響, 以期為完善掌狀海帶人工養(yǎng)殖技術(shù)提供理論依據(jù)。
1 材料與方法
1.1 實(shí)驗(yàn)材料
本實(shí)驗(yàn)所用掌狀海帶幼苗(2～3 cm)由配子體克隆育苗培育而來, 培養(yǎng)條件: 白色日光燈, 光強(qiáng)2100～3500 lx, 溫度 13℃, 光周期 12L: 12D, 培養(yǎng)液為滅菌天然海水, 營(yíng)養(yǎng)鹽以 NaNO3溶液作為氮源,KH2PO4作為磷源。NO3–-N 質(zhì)量濃度 3 mg/L, PO4–-P質(zhì)量濃度0.3 mg/L, 充氣懸浮培養(yǎng)。每周換水2次。
1.2 實(shí)驗(yàn)方法
1.2.1 不同溫度脅迫下掌狀海帶幼苗生長(zhǎng)測(cè)定
設(shè)置 3 個(gè)溫度組(3、8、18℃)和對(duì)照組(13℃), 每組3個(gè)平行。培養(yǎng)條件為: 光照培養(yǎng)箱培養(yǎng), 光周期12L: 12D, 光強(qiáng) 3500 lx, NO3–-N 質(zhì)量濃度 3 mg/L,PO4–-P質(zhì)量濃度 0.3 mg/L。在不同條件處理下持續(xù)培養(yǎng)10 d, 3 d換水一次。實(shí)驗(yàn)開始前挑選藻體完整、無損傷腐爛的掌狀海帶幼苗, 平均鮮質(zhì)量為(0.020±0.003)g, 各處理組之間的鮮質(zhì)量差異性不顯著(P＞0.05)。第5天和第10天后各稱量一次鮮質(zhì)量, 計(jì)算相對(duì)生長(zhǎng)速率(RGR, relative growth rate), 相對(duì)生長(zhǎng)率的計(jì)算公式如下: RGR=[Ln(Wt/W0)/t]×100%,其中W0為初始藻的鮮質(zhì)量(g),Wt為實(shí)驗(yàn)結(jié)束時(shí)藻的鮮質(zhì)量(g),t為實(shí)驗(yàn)持續(xù)的時(shí)間(d)。
1.2.2 不同溫度脅迫下掌狀海帶幼苗抗氧化酶系測(cè)定
設(shè)置 3 個(gè)溫度組(3、8、18℃)和對(duì)照組(13℃), 每組3個(gè)平行, 分別于培養(yǎng)4、12、24、36、48 h后取樣測(cè)定。培養(yǎng)條件為: 光照培養(yǎng)箱培養(yǎng), 光周期12L:12D, 光強(qiáng) 3500 lx, NO3–-N 質(zhì)量濃度 3 mg/L, PO4–-P質(zhì)量濃度0.3 mg/L。稱取0.1g左右掌狀海帶幼苗材料, 用1.5 mL提取液(0.1 mol/L磷酸緩沖液 pH=7.0;1 mol/L EDTA; 1% PVP)在冰浴條件下研磨勻漿。4℃,10000 r/min離心10 min, 取上清液待測(cè)?？扇苄缘鞍诇y(cè)定采用考馬斯亮藍(lán)蛋白測(cè)定試劑盒(A045-2);超氧化物歧化酶(SOD)測(cè)試盒(A001-1)、過氧化氫酶(catalase CAT)測(cè)定試劑盒(A007-1)和丙二醛(MDA)測(cè)定試劑盒(A003-1)均購(gòu)自南京建成公司。實(shí)驗(yàn)過程嚴(yán)格按照試劑盒說明書操作。
1.2.3 不同溫度脅迫下掌狀海帶幼苗葉綠素?zé)晒鈪?shù)測(cè)定
設(shè)置 3 個(gè)溫度組(3、8、18℃)和對(duì)照組(13℃), 每組9個(gè)平行, 分別于培養(yǎng)4、12、24、36、48 h后取樣測(cè)定。培養(yǎng)條件為: 光照培養(yǎng)箱培養(yǎng), 光周期12L:12D, 光強(qiáng) 50 μmol/(m2·s), NO3–-N 質(zhì)量濃度 3mg/L,PO4–-P質(zhì)量濃度0.3 mg/L。葉綠素?zé)晒鈪?shù)的測(cè)定均采用DUAL-PAM-100(WALZ, Germany)。幼苗進(jìn)行暗適應(yīng)20 min后再測(cè)Fv/Fm; 測(cè)定快速光曲線時(shí),設(shè)置的光合有效輻射(PAR)分別為 59、79、123、181、281、352、553、777 μmol/(m2·s), 每個(gè) PAR照射10 s。
1.3 數(shù)據(jù)分析
采用Origin繪制圖形, SPSS進(jìn)行單因子方差分析、多重比較, 以P＜0.05作為差異顯著。數(shù)據(jù)用平均值±標(biāo)準(zhǔn)差(Mean±SD)形式表示。用Statistica7.0軟件, 采用最小二乘法對(duì)快速光曲線進(jìn)行擬合[42], 以求出rETRmax(最大潛在相對(duì)電子傳遞速率)。
2 結(jié)果
2.1 溫度脅迫對(duì)掌狀海帶幼苗生長(zhǎng)的影響
溫度從 3℃升高到 18℃時(shí), 掌狀海帶幼苗 RGR在5、10 d均呈先上升后下降趨勢(shì), 在對(duì)照組(13℃)培養(yǎng)條件下時(shí), 幼苗 RGR最大, 分別為 10.9%和11.0%(圖1)。經(jīng)單因素方差分析表明, 對(duì)照組與其他實(shí)驗(yàn)組的RGR相比均呈顯著性差異(P＜0.05)。
圖1 溫度脅迫對(duì)掌狀海帶幼苗相對(duì)生長(zhǎng)速率的影響Fig.1 Effect of temperature stress on the relative growth rates of L.digitata sporophytes
2.2 溫度脅迫對(duì)掌狀海帶幼苗可溶性蛋白含量、丙二醛(MDA)含量的影響
處理4h后, 18℃組可溶性蛋白含量顯著高于13℃組(P＜0.05), 且達(dá)到最大值(圖2); 處理12 h后,3℃組可溶性蛋白含量較初始值上升 27.9%并達(dá)最大值; 處理24 h后, 13℃組可溶性蛋白含量較初始值上升 16.4%且達(dá)到最大值(P＜0.05), 18℃組值較初始值下降 5.8%, 達(dá)最小值(P＜0.05)。8℃組的可溶性蛋白隨著處理時(shí)間的推移呈現(xiàn)小幅度波動(dòng),24h后較初始值上升 19.1%, 達(dá)最大值且差異性不顯著。
圖2 溫度脅迫對(duì)掌狀海帶幼苗可溶性蛋白含量的影響Fig.2 Effect of temperature stress on thesoluble proteins contentof L.digitata sporophytes
隨著時(shí)間推移, 各實(shí)驗(yàn)組的MDA值均呈先上升后下降的趨勢(shì)(圖3)。處理4 h, 各組MDA含量達(dá)最大值, 且 3、18℃組 MDA含量高于 8℃組和對(duì)照組(13℃), 18℃組差異性顯著(P＜0.05)。處理 24 h, 3、8℃組和對(duì)照組MDA含量達(dá)最小值, 與初始值對(duì)比, 分別下降19.9%、31.2%、32.6%, 而18℃組在處理12 h后出現(xiàn)最小值且下降了24.1%。在處理時(shí)間24～48 h內(nèi), 各溫度組MDA含量均上升, 且3、18℃組MDA含量高于8℃組和對(duì)照組。在48 h處理后, 各組MDA含量與初始值對(duì)比無差異性。
圖3 溫度脅迫對(duì)掌狀海帶幼苗丙二醛含量的影響Fig.3 Effect of temperature stress on the malondialdehyde(MDA)content of L.digitata sporophytes
2.3 溫度脅迫對(duì)掌狀海帶幼苗酶促抗氧化系統(tǒng)活性的影響
處理時(shí)間36 h內(nèi), 18℃組和對(duì)照組(13℃)CAT活性呈先上升后下降趨勢(shì)(圖4), 均在24 h處達(dá)最大值,且對(duì)照組差異性顯著(P＜0.05), 在 36 h處 18℃組CAT活性達(dá)最小值; 3℃和8℃組CAT活性先下降后上升, 均在12、36 h處達(dá)極值。在36～48 h內(nèi), 各組CAT活性均隨時(shí)間推移而下降, 且與初始值對(duì)比無差異性。
圖4 溫度脅迫對(duì)掌狀海帶幼苗過氧化氫酶活性的影響Fig.4 Effect of temperature stress on the catalase (CAT)activity of L.digitata sporophytes
圖5 溫度脅迫對(duì)掌狀海帶幼苗超氧化物歧化酶活性的影響Fig.5 Effect of temperature stress on the superoxide dismutase (SOD)activity of L.digitata sporophytes
在處理時(shí)間24h內(nèi), 18℃組和對(duì)照組(13℃)SOD活性呈上升趨勢(shì)(圖5), 均在24h處達(dá)最大值且差異性顯著(P＜0.05), 與初始值對(duì)比, 增加量分別為64.2%、57.1%; 3℃和8℃組SOD活性在處理4 h后下降并隨著時(shí)間推移在24 h處達(dá)最大值。在24～48 h內(nèi), 各組 SOD活性出現(xiàn)不同程度下降, 18℃組在處理后36 h達(dá)最小值。
2.4 溫度脅迫對(duì)掌狀海帶幼苗葉綠素?zé)晒飧鲄?shù)的影響
3℃組處理 4 h后的Fv/Fm值顯著低于對(duì)照組(P＜0.05), 為對(duì)照組的89.1 % (圖6)。8℃組處理24 h后的Fv/Fm值達(dá)最大, 為0.76; 處理36 h,Fv/Fm值顯著低于對(duì)照組(P＜0.05), 為對(duì)照組的91 %。18℃組的Fv/Fm值隨著處理時(shí)間延長(zhǎng)而下降, 在 36 h和 48 h處達(dá)顯著程度(P＜0.05)。
圖6 溫度脅迫對(duì)掌狀海帶幼苗Fv/Fm的影響Fig.6 Effect of temperature stress on the optimal chlorophyll fluorescence quantum yields (Fv/Fm)of L.digitata sporophytes
圖7 溫度脅迫對(duì)掌狀海帶幼苗rETRmax的影響Fig.7 Effect of temperature stress on the maximum relative electron transport rate (rETRmax)of L.digitata sporophytes
3℃組處理 4 h后的 rETRmax值顯著低于對(duì)照組(13℃,P＜0.05), 為對(duì)照組的 86.2 %(圖 7)。18℃組處理12 h后的rETRmax值與對(duì)照組間差異顯著(P＜0.05)。8℃組的 rETRmax值呈先上升后下降的趨勢(shì), 在 24 h處達(dá)最大值, 且與對(duì)照組間差異顯著(P＜0.05)。
3 討論
Bolton在其實(shí)驗(yàn)中發(fā)現(xiàn)掌狀海帶幼苗在 10～15℃具有較高的生長(zhǎng)速率[43], 隨著溫度升高RGR逐漸降低, 在 23℃時(shí), 幼苗幾乎完全分解。本試驗(yàn)中,掌狀海帶幼苗在13℃具有最高的RGR, 18℃條件下幼苗培養(yǎng)10 d后的相對(duì)生長(zhǎng)速率明顯低于5d所測(cè),下降21.5%。有研究表明, 隨著溫度升高, 植物葉綠體結(jié)構(gòu)受到損傷, 光合色素降解, 導(dǎo)致凈光合速率下降, 物質(zhì)積累率下降[44]。Havaux發(fā)現(xiàn)高溫脅迫對(duì)PSII中心有瞬時(shí)鈍化作用, 使富含不飽和脂肪酸的類囊體膜脂降解, 進(jìn)一步降低光合反應(yīng)速率[45]。因此高溫條件下, 掌狀海帶幼苗的生長(zhǎng)勢(shì)必會(huì)受到影響。
植物體內(nèi)的抗氧化防御系統(tǒng)是一個(gè)立體的結(jié)構(gòu),其所含許多的成分在植物抗逆性中具有重要作用。在酶促抗氧化系統(tǒng)中, 包括CAT、SOD等抗氧化酶,SOD是主要的活性氧(ROS)清除酶類; CAT可以保護(hù)細(xì)胞免受羥過氧化物的脅迫, 使H2O2歧化產(chǎn)生H2O和 O2, 當(dāng)細(xì)胞產(chǎn)生脅迫的適應(yīng)反應(yīng)時(shí), CAT對(duì)于細(xì)胞獲得抗性十分重要[46], 它們?cè)诒Ｗo(hù)細(xì)胞免受氧化脅迫方面具有重要意義。關(guān)于高溫對(duì)植物機(jī)體的影響, 有證據(jù)表明, 植物受高溫脅迫引起葉綠素分解、可溶性蛋白含量下降、膜透性加大等, 可能是機(jī)體內(nèi)O2–等活性氧產(chǎn)生和清除平衡遭到破壞的結(jié)果, 高溫可從促進(jìn) O2–等活性氧形成、鈍化 SOD等抗氧化酶活性兩方面破壞這種平衡[47-48]。實(shí)驗(yàn)中, 處理 24 h后, 掌狀海帶幼苗的CAT、SOD在13、18℃保持著較高的活性, 而低溫組3、8℃酶活性則相對(duì)較低, 表現(xiàn)在掌狀海帶幼苗生長(zhǎng)為具有較低的 RGR。高質(zhì)量濃度的 ROS可引起蛋白質(zhì)肽鏈斷裂和交聯(lián), 導(dǎo)致蛋白質(zhì)分子中堿性氨基酸含量降低, 而高的保護(hù)酶活性能有效清除過量積累的 ROS, 使植物免受活性氧的毒性作用, 這對(duì)于植物的抗逆性具有重要意義。ROS學(xué)說在高等植物中研究比較多[49-50], 在低等藻類植物中相關(guān)研究比較少。植物的總抗氧化能力是由酶促抗氧化系統(tǒng)和非酶促抗氧化系統(tǒng)兩部分的抗氧化能力共同組成, 而對(duì)于掌狀海帶非酶促抗氧化系統(tǒng)在逆境中對(duì) ROS、羥過氧化物等有害物質(zhì)的清除作用有待進(jìn)一步研究。
葉綠素?zé)晒饧夹g(shù)能夠?qū)崟r(shí)準(zhǔn)確地反映植物自身光合特性以及環(huán)境適應(yīng)能力[51]。在正常的生理狀態(tài)下, 暗適應(yīng)20 min后所測(cè)出PSII的Fv/Fm是一個(gè)穩(wěn)定的值, 藻類約為0.65, 當(dāng)受到脅迫時(shí), 該值顯著下降。相對(duì)電子傳遞速率(rETR)是快速光曲線測(cè)定過程中反映實(shí)際光強(qiáng)下的表觀電子傳遞速率[32,52]。本實(shí)驗(yàn)中, 3℃處理下, 掌狀海帶幼苗的Fv/Fm值明顯下降,rETRmax值在處理 4h后達(dá)最小, 同時(shí)其 CAT、SOD酶活性均處于較低水平, MDA含量較高, 說明低溫可能使掌狀海帶幼苗光合能力和光合活性下降。研究表明, 光合色素和電子傳遞鏈?zhǔn)侵参锛?xì)胞類囊體膜的重要組成部分, 高溫可導(dǎo)致其結(jié)構(gòu)改變, 勢(shì)必會(huì)影響光合作用[53]。本次實(shí)驗(yàn)中, 18℃組的掌狀海帶幼苗Fv/Fm、rETRmax值整體呈下降趨勢(shì), 且該條件下抗氧化酶活性波動(dòng)較大, 表明該條件下掌狀海帶幼苗光合電子傳遞過程受抑制。有研究指出, 溫度高于32℃時(shí)鼠尾藻幼苗會(huì)受到光抑制和損傷; 銅藻幼苗在30℃高溫脅迫下也對(duì)其PSII造成不可逆損傷[34,54]。
可溶性蛋白在抵御溫度逆境脅迫過程中起重要作用。研究表明, 細(xì)菌、植物及動(dòng)物體在受到高溫脅迫時(shí)其機(jī)體內(nèi)熱激蛋白含量均會(huì)升高, 從而抵御高溫脅迫[50]。本實(shí)驗(yàn)脅迫初期掌狀海帶可溶性蛋白含量明顯升高, 可能是幼苗對(duì)溫度變化做出的積極反應(yīng), 使其體內(nèi)產(chǎn)生了一些熱激蛋白; 隨著脅迫時(shí)間的延長(zhǎng), 18℃組在24 h含量顯著降低, 可能是海帶防御體系遭到破壞, 細(xì)胞膜結(jié)構(gòu)受損, 蛋白質(zhì)合成受到抑制而分解加速導(dǎo)致可溶性蛋白含量降低。細(xì)胞膜系統(tǒng)是熱損傷和抗熱中心, 細(xì)胞膜的熱穩(wěn)定性與脂肪酸飽和程度有關(guān), 高度飽和的脂肪酸有利于提高細(xì)胞膜的相變溫度, 而高溫會(huì)加劇膜脂過氧化作用[38]。丙二醛(MDA)是脂類過氧化物之一, 是指示植物體膜過氧化程度的一個(gè)重要指標(biāo)。從本實(shí)驗(yàn)結(jié)果來看, 處理4h各組MDA含量均有所上升, 隨著處理時(shí)間延長(zhǎng), 13、18℃組均在12 h處達(dá)最小值且顯著低于低溫組(3、8℃); 48 h后各組MDA含量較初始值相比無差異。實(shí)驗(yàn)結(jié)果說明, 在合適的生長(zhǎng)溫度下,掌狀海帶幼苗細(xì)胞內(nèi)抗氧化酶活性較高, 使得 MDA含量保持在較低水平, 表現(xiàn)為具有較高生長(zhǎng)速率。
[1]Lamouroux J V F. Essai sur les genres de la famille des thalassiophytes non articulées [J]. Annales du Muséumd′Histoire Naturelle, 1813, 20(1): 21-47.
[2]Hoek V D. The distribution of benthic marine algae in relation to the temperature regulation of their life histories [J]. Biological Journal of the Linnean Society,1982, 18(2): 81-144.
[3]Adl S M, Simpson A G, Lane C E, et al. The revised classification of Eukaryotes [J]. The Journal of Eukaryotic Microbiology, 2012, 59(5): 429-514.
[4]MarinsB V, Amado-FilhoG M, BarretoM B, et al. Taxonomy of the southwestern Atlantic endemic kelpLaminaria abyssalisandLaminaria brasiliensis(Phaeophyceae, Laminariales)are not different specie [J].Phycological Research, 2012, 60(1): 51-60.
[5]Raybaud V, Beaugrand G, Goberville E, et al. Decline in kelp in West Europe and Climate[J].PLoS One, 2013,8(6): 1-10.
[6]Gaspard D, Dominique D, Dominique M, et al. Insituphotosynthetic performance ofLaminaria digitata(Phaeophyceae)during spring tides in Northern Brittany[J]. Cahiers De Biology Marine, 2011, 52(1): 1-6.
[7]Potin P, Bouarab K, Salaun J P, et al. Biotic interactions of marine algae [J]. Current Opinion in Plant Biology,2002, 5(4): 308-317.
[8]Gaspard D, Dominique D, Dominique M, etal.Influence of local environmental conditions on the seasonal acclimation process and the daily integrated production rates ofLaminaria digitata(Phaeophyta)in the English Channel[J].Marine Biology, 2013, 160(3): 503-517.
[9]Gevaert F, Janquin M A, Davoult D. Biometrics in Laminariadigitata: A useful tool to assess biomass,carbon and nitrogen contents [J]. Journal of Sea Research, 2008, 60(3): 215-219.
[10]Gauthier S, Pascal R, Cédric L. Trophic ecology in a Northern Brittany (Batz Island, France)kelp (Laminaria digitata)forest, as investigated through stable isotopes and chemical assays[J]. Journal of Sea Research, 2010, 63(1): 24-35.
[11]Enowmbi R A, Udo N, Ciaran M, et al.Coastal Iodine Emissions. 1. Release of I2 byLaminaria digitatain Chamber Experiments [J]. Environmental Science &Technology, 2012, 46(19): 10413-10421.
[12]Davoult D, Engel A R, Arzel P, et al. Environmental factors and commercial harvesting: exploring possible links behind the decline of the kelpLaminaria digitatain Brittany, France [J]. Cahiers De Biology Marine,2011, 56(2): 1-6.
[13]Udo N, Albert A R, Sophie D, et al.Molecular iodine emission rates and photosynthetic performance of different thallus parts ofLaminaria digitata(Phaeophyceae)during emersion [J]. Planta, 2011, 233(4):737-748.
[14]Fleurence J. Seaweed proteins biochemical, nutritional aspects and potential uses [J]. Trends in Food Science& Technology, 1999, 10(1): 25-28.
[15]Vauchel P, Leroux K, Kaas R, et al. Kinetics modeling of alginate alkaline extraction fromLaminaria digitata[J]. Bioresource Technology, 2009, 100(1):1291-2196.
[16]Udo N, Albert A R, Sophie D, et al. Molecular iodine(I2)emission from twoLaminariaspecies(Phaeophyceae)and impact of irradiance and temperature on I2emission into air and iodide release into seawater fromLaminaria digitata[J].Marine Environmental Research, 2013,92(2): 102-109.
[17]Blanco P N, Montero M P, Gómez M C. Antioxidant film development from unrefined extracts of brown seaweedsLaminaria digitataandAscophyllum nodosum[J].Food Hydrocolloids, 2014, 37(1): 100-110.
[18]Kuppers U, Kremer B P. Longitudinal profiles of carbon dioxide fixation capacities in marine macroalgae [J]. Plant Physiology, 1978, 62(1): 49-53.
[19]Mann K H. Ecological energetics of the sea-weed zone in a marine bay on the Atlantic coast of Canada. II.Productivity of the seaweeds [J]. Marine Biology, 1972,14(3): 199-209.
[20]Maier I, Muller D G. Antheridium fine structure and spermatozoid release inLaminaria digitata(Phaeophyceae)[J]. Phycologia, 1982, 21(1): 1-8.
[21]Harries R. An investigation by cultural methods of some of the factors influencing the development of the gametophytes and the early stages of the sporophytes ofLaminaria digitata,L.saccharinaandL.cloustoni[J].Annals of Botany, 1932, 46(184): 893-937.
[22]Destombe C, Oppligeri L V. Male gametophyte fragmentation inLaminaria digitata: a life history strategy to enhance reproductive success [J]. Cahiers De Biology Marine, 2011, 52(4): 385-394.
[23]Liu F L, Yao J T, Wang X L, et al.Genetic diversity and structure within and between wild and cultivatedSaccharina japonica(Laminariales, Phaeophyta)revealed by SSR markers[J].Aquaculture, 2012, 358-359: 139-145.
[24]Valero M, Destombe C, Mauger S, et al.Using genetic tools for sustainable management of kelps: a literature review and the example ofLaminaria digitata[J]. Cahiers De Biology Marine, 2011, 52(4): 467-483.
[25]Crépineau F, Roscoe T, Kaas R, et al. Characterisation of complementary DNAs from the expressed sequence tag analysis of life cycle stages ofLaminaria digitata(Phaeophyceae)[J]. Plant Molecular Biology, 2000,43(4): 503-513.
[26]Vincent R, Jonas C, Sylvie R, etal.Identification of stress gene transcripts inLaminaria digitata(Phaeophyceae)protoplast cultures by expressed sequence tag analysis[J]. Journal of Phycology, 2005, 41(6): 1227-1235.
[27]Larsen B A, Hawkins W W. Nutritional value as protein of some of the nitrogenous constituents of two marine algae,Chondrus crispusandLaminaria digitata[J].Journal of the Science of Food and Agriculture, 1962,12(7): 523-529.
[28]Bischof K, Hanelt D, Aguilera J, et al. Seasonal variation in ecophysiological patterns in macroalgae from an Arctic fjord. I. Sensitivity of photosynthesis to ultraviolet radiation[J].Marine Biology, 2002, 140(6):1097-1106.
[29]Bukhov N G, Wiese C, Neimanis S, et al. Control of photosystem II in spinach leaves by continuous light and by light pulses given in the dark [J]. Photosynthesis Research, 1996, 50(2): 181-191.
[30]王悠. 海帶對(duì)高溫脅迫的生理生化響應(yīng)和耐高溫機(jī)理的初步研究[D]. 青島: 中國(guó)海洋大學(xué), 2003,76-84.
[31]Schreiber U, Bilger W, Neubauer C. Chlorophyll fluorescence as a nonintrusive indicator for rapid assessment of in vivo photosynthesis[C]// Schulze E D,Caldwell M M. Ecophysiology of Photosynthesis.Springer-Verlag, Berlin, 1995: 49-70.
[32]張守仁. 葉綠素?zé)晒鈩?dòng)力學(xué)參數(shù)的意義及討論[J].植物學(xué)通報(bào), 1999, 16: 444-448.
[33]韓博平, 韓志國(guó), 付翔. 藻類光合作用機(jī)理與模型[M].北京: 科學(xué)出版社, 2003.
[34]梁洲瑞, 王飛久, 孫修濤, 等. 利用葉綠素?zé)晒饧夹g(shù)揭示光照、溫度和鹽度對(duì)鼠尾藻嫩芽的影響[J]. 海洋科學(xué), 2001, 35(12): 21-27.
[35]馬興宇, 梁洲瑞, 劉福利, 等. 鼠尾藻直立枝光合特性與生長(zhǎng)的研究[J]. 水產(chǎn)學(xué)報(bào), 2014, 38(9): 1447-1456.
[36]Lin A P, Wang G C, Shen S D, et al. Two specific causes of cell mortality in freeze-thaw cycle of young thalli ofPorphyra yezoensis(Bangiales, Rhodophyta)[J]. Journal of Phycology, 2010, 46(4): 773-779.
[37]Wang Z Y, Wang G C, Niu J F, et al. Optimization of conditions for tetraspore release and assessment of photosynthetic activities for different generation branches of Gracilaria lemaneiformis Bory [J]. Chinese Journal of Oceanology and Limnology, 2010, 28(4):738-748.
[38]Sies H. Strategies of antioxidant defense [J]. European Journal of Biochemistry, 1993, 215(2): 213-219.
[39]徐敏. 光溫脅迫對(duì)花椰菜生長(zhǎng)發(fā)育的影響[D]. 杭州:浙江大學(xué), 2004, 6-41.
[40]Fridovich I. The biology of oxygen radicals [J]. Science,1978, 201(4359): 875-880.
[41]Bolton J, Luning K. Optimal growth and maximal survival temperatures of AtlanticLaminariaspecies(Phaeophyta)in culture [J]. Marine Biology, 1982,66(1): 89-94.
[42]Peter J R, Rolf G. Rapid light curves: A powerful tool to assess photosynthetic activity [J]. Aquatic Botany, 2005,82(3): 222-237.
[43]Santarius K, Exner M, Thebudlassak R. Effects of high-temperature on the photosynthetic apparatus in isolated mesophyll protoplasts ofValerianella-locusta(l)betcke [J]. Molecular Microbiology, 1991, 25(1):17-26.
[44]Havaux M. Stress Tolerance of Photosystem II in Vivo:Antagonistic Effects of Water, Heat, and Photoinhibition Stresses [J]. Plant Physiology, 1992, 100(1): 424-432.
[45]劉泳, 高溫脅迫對(duì)海帶生長(zhǎng)的影響及其作用機(jī)理的初步探討[D]. 青島: 中國(guó)海洋大學(xué), 2003.
[46]宰學(xué)明, 吳國(guó)榮, 陸長(zhǎng)梅, 等. Ca2+對(duì)花生幼苗耐熱性和活性氧代謝的影響[J]. 中國(guó)油料作物學(xué)報(bào), 2001,23(1): 46-50.
[47]馬德華, 龐金安, 霍振榮, 等. 高溫對(duì)黃瓜幼苗膜質(zhì)過氧化作用的影響[J]. 西北植物學(xué)報(bào), 2000, 20(1):141-144.
[48]Brisson L F, Tenhaken R, et al. Function of oxidative corss-linking of cell wall structural proteins in plant disease resistance [J]. Plant Cell, 1992, 8(1): 1703-1712.
[49]Averyanov A A, Lapikova V P, et al. Active oxygen mediates heat-induced resistance of rice plant to blast disease [J]. Plant Science, 1993, 92(1): 27-34.
[50]Krishna P. Plant responses to heat stress [J]. Topics in Current Genetics, 2003, 4(1): 73-101.
[51]White A J, Critcley C. Rapid light curves: a new fluorescence method to assess the state of the photosynthetic apparatus [J]. Photosynth Res, 1999, 59: 63-72.
[52]Kolber Z, Zehr J, Falkowski P G. Effects of growth irradiance and nitrogen limitation on photosynthesis energy conversion in Photosystem II [J]. Plant Physiology, 1988, 88(3): 923-929.
[53]Wen X, Gong H, Lu C. Heat stress induces an inhibition of excitation energy transfer from phycobilisomesto Photosystem II but not to Photosystem I in a cyan bacterium Spirulina platensis [J]. Plant Physiology and Biochemistry, 2005, 43(4): 389-395.
[54]張玉榮, 劉峰, 單體鋒, 等. 利用葉綠素?zé)晒饧夹g(shù)揭示人工培育的銅藻幼苗對(duì)脅迫溫度、光照和鹽度的反應(yīng)[J]. 南方水產(chǎn), 2009, 5(2): 1-9.
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