武云杰，楊鐵釗，張小全

?

谷氨酰胺合成酶抑制劑對衰老期煙葉氮代謝的影響

武云杰，楊鐵釗*，張小全

（河南農(nóng)業(yè)大學(xué)煙草學(xué)院，鄭州 450002）

通過質(zhì)外體提取和測定氮素代謝相關(guān)酶等方法，調(diào)查了不同濃度谷氨酰胺合成酶（GS）抑制劑（Glufosinate）對2個氮效率烤煙品種氮代謝相關(guān)生理指標(biāo)的影響。結(jié)果表明，GS抑制劑可以有效抑制衰老期間煙葉GS活性，使氮素再同化能力下降，促進氮素營養(yǎng)物質(zhì)的降解，并誘導(dǎo)谷氨酸脫氫酶（GDH）活性升高和硝酸還原酶（NR）活性下降，使葉片NH4+積累，增大了氨氣揮發(fā)潛力，且隨著GS抑制劑濃度的升高，抑制效果更加明顯。氮低效品種與氮高效品種相比，衰老速度快，葉片NH4+的積累量小，氨氣揮發(fā)潛力大，品種間差異顯著。GS抑制劑可以加速葉片衰老，促進氮素降解和再轉(zhuǎn)移。

烤煙；氮代謝；氮利用率；谷氨酰胺合成酶抑制劑

氮是影響煙葉產(chǎn)量和品質(zhì)的重要營養(yǎng)元素之一，不同品種烤煙具有不同的氮代謝特性[1-2]。煙葉衰老期是碳氮代謝轉(zhuǎn)化的關(guān)鍵時期，葉片衰老的主要目的是進行營養(yǎng)的再分解和再轉(zhuǎn)移，氮素再轉(zhuǎn)移速率與葉片衰老程度有關(guān)[3]。谷氨酰胺合成酶（GS）是煙株氮代謝關(guān)鍵酶，植物體內(nèi)95%的NH4+首先通過GS催化合成谷氨酰胺[4-5]，GS也是調(diào)控植物和大氣氨氣交流的關(guān)鍵酶，葉片GS活性對植物葉片NH4+濃度有顯著影響[6]，是造成品種間氨氣補償點和氨氣揮發(fā)量差異的決定因素[7-8]。GS抑制劑（Glufosinate，4-[羥基（甲基）膦?；鵠-D/L一高丙氨酸）的靶標(biāo)酶是GS[9]，其作用是通過降低GS活性，減少氮素化合物的合成，在植物體內(nèi)傳導(dǎo)能力強，半衰期短[10]，而且對哺乳動物安全[11]。相關(guān)研究表明，GS抑制劑處理小麥葉片后，葉片氮含量顯著下降，并轉(zhuǎn)移到其他器官[12]。由于烤煙生產(chǎn)是以葉片為收獲目標(biāo)的，衰老期氮素合成量過大，使煙株生長過旺，氮代謝延長，煙葉成熟期推遲，造成煙葉品質(zhì)低劣[13]。生產(chǎn)上通過減少生育后期的土壤肥力和控制打頂時間等方法來控制煙葉衰老速度，但是通過GS抑制劑控制GS活性來調(diào)控烤煙葉片氮素代謝的研究未見報道。本試驗選用氮高效品種K326和氮低效品種中煙100為試驗材料[14-15]，在煙葉衰老期間通過噴施不同濃度的GS抑制劑，研究烤煙氮素代謝生理指標(biāo)的變化及其品種間差異，為調(diào)控?zé)熑~氮素代謝和指導(dǎo)優(yōu)質(zhì)煙葉生產(chǎn)提供參考。

1 材料與方法

1.1 試驗材料與設(shè)計

試驗于2011年在河南農(nóng)業(yè)大學(xué)科教園區(qū)進行（鄭州），采用盆栽培養(yǎng)方法。供試土壤為壤質(zhì)潮土（取自河南農(nóng)業(yè)大學(xué)科教園區(qū)），耕層土壤的基本理化性狀為有機質(zhì)9.58 g/kg、全氮0.87 g/kg、速效氮64.46 mg/kg、速效磷25.42 mg/kg、速效鉀105.00 mg/kg，pH 7.88。參試烤煙品種為K326和中煙100。5月15日選取生長一致的壯苗，分別移栽于裝有15 kg土壤的塑料盆中，每盆1株。分別施用分析純NH4NO3、NaH2PO4和K2SO4，N、P、K的用量分別為0.13、0.13、0.39 g/kg，穴施，分移栽時、移栽后第1周、第2周3次施入，3次施肥量比例為2:1:1。每品種300株，常規(guī)水分管理。每個品種各選取整齊一致的單株100株，以第11片葉（自下向上數(shù)）為試驗對象，在葉齡40 d用濃度0.005%和0.01%的GS抑制劑均勻噴施葉片（第11片葉），以清水處理為對照，第1次取樣在噴施后6 h，之后在葉齡50 d（即噴施后10 d，以此類推）、60 d和70 d（以幼葉長1 cm，寬0.5 cm時作為葉齡第1天）取不同濃度GS抑制劑和清水處理的葉片為待測樣品。各項指標(biāo)測定重復(fù)3次。

1.2 測定項目與方法

1.2.1 葉片銨態(tài)氮、總氮和可溶性蛋白含量的測定 葉片銨態(tài)氮、總氮和可溶性蛋白分別用茚三酮法、凱氏定氮法、考馬斯亮藍(lán)G-250法[16]進行測定。

1.2.2 谷氨酰胺合成酶（GS）、谷氨酸脫氫酶（GDH）和硝酸還原酶（NR）活性的測定 按照O’Neal等的方法[17]測定粗酶提取液GS活性。一個GS活性單位定義為該反應(yīng)條件下，在15 min反應(yīng)時間內(nèi)催化形成1 μmolγ-谷氨酰異羥肟酸需要的酶量，總活性為：每克鮮樣酶粗液在每小時的反應(yīng)時間內(nèi)催化形成的μmol數(shù)。總GS活性計算以每分鐘每毫克粗蛋白催化產(chǎn)生的γ-谷氨酰異羥肟酸μmol數(shù)表示。GDH參照Turano等的方法[18]。在340 nm處測定30 s內(nèi)吸光值的變化。以每分鐘反應(yīng)混合液于30 ℃減少1 μmol的NADH定義為一個酶活性單位?？侴DH活性計算以每分鐘每毫克粗蛋白催化NADH減少的μmol數(shù)表示。NR采用活體法[16]，在540 nm處測定，以每克鮮樣酶粗液在每小時的反應(yīng)時間內(nèi)催化形成的1 μg亞硝態(tài)氮（NO2-）為一個酶活性單位。

1.2.3 質(zhì)外體銨離子濃度和pH測定 質(zhì)外體提取參照Husted等[19]的方法，在室溫（20～25 ℃）進行滲透，從取葉到提取結(jié)束控制在20 min以內(nèi)。細(xì)胞質(zhì)污染檢驗：采用蘋果酸脫氫酶（EC 1.1.1.38）測定法檢驗提取出的質(zhì)外體溶液純度，即質(zhì)外體受細(xì)胞質(zhì)污染的程度[15]。稱取采集的葉片0.5 g左右剪碎，加入提取液（0.1 mol/L的TES，2 mmol/L的DTT和0.2 mmol/LEDTA，pH 7.5）研磨成勻漿（葉片與提取液質(zhì)量比1:5），在4 ℃以下10 000g離心10 min，取上清液100 μL與質(zhì)外體提取液100 μL分別加入3 mL比色介質(zhì)（0.094 mmol/L NADH，0.17 mmol/L草酰乙酸，0.05 mol/L TES）在340 nm處比色，比較兩者蘋果酸脫氫酶活力。若質(zhì)外體溶液蘋果酸脫氫酶活力與葉片蘋果酸脫氫酶活力比值小于3%即合格，本試驗測定值為1.73%。用連續(xù)流動分析儀（Bran Luebbe AA3）測定質(zhì)外體NH4+濃度。選用1.0和10.0 μg/L NH4+的標(biāo)準(zhǔn)溶液（NH4Cl去離子水溶液），去離子水為零標(biāo)準(zhǔn)。質(zhì)外體pH用微電極（Mettler Toledo, Inlab 423, Electroly, 9811）直接在微型離心管內(nèi)測定。

1.2.4 氣孔氨氣補償點的計算 參考文獻(xiàn)[20-21]的方法，在質(zhì)外體pH范圍內(nèi)，當(dāng)K<[H+]apo時，可根據(jù)以下方程計算氨氣補償點（χs，濃度單位nmol NH3/mol，air）：

χs= Г × K×K

其中，Г是[NH4+]apo和[H+]apo之比，代表不依賴于溫度的氨氣交換潛力，[H+]apo是測定的質(zhì)外體NH4+濃度，[H+]apo通過測定的質(zhì)外體pH換算成氫離子（H+）濃度而得到。K和K是熱動力學(xué)常數(shù)，分別為10-1.76L/mol和10-9.25mol/L（25 ℃）。由于質(zhì)外體中離子生理強度通常在14到28 mmol/L之間[22-23]，依照Debye-Hückel方程[24]將K值調(diào)整為K= 10-9.32mol/L（25 ℃），K值不變。

1.3 數(shù)據(jù)處理

采用SPASS 17.0 對數(shù)據(jù)進行統(tǒng)計分析。

2 結(jié) 果

2.1 葉片谷氨酰胺合成酶（GS）、谷氨酸脫氫酶（GDH）和硝酸還原酶（NR）活性的變化

GS是氮素代謝中同化和轉(zhuǎn)移NH4+的關(guān)鍵酶，也是防止葉片NH4+積累到有害濃度的關(guān)鍵酶[5,8]，GDH是氮代謝的調(diào)節(jié)酶，具有合成氨和脫氨的功能[25]，在衰老后期的主要功能是脫氨[26]，而NR是植物氮同化代謝關(guān)鍵步驟硝酸鹽同化中的限速酶和調(diào)節(jié)酶[27]。由表1可知，衰老過程中GS和NR活性大幅下降，GDH則呈現(xiàn)先升后降的趨勢，品種間差異極顯著。噴施GS抑制劑后，明顯抑制了GS的活性。0.005%的抑制劑濃度在處理當(dāng)天，分別使中煙100和K326的GS活性下降14.82%和30.13%，葉齡50~70 d，中煙100和K326的GS活性與對照相比降幅分別在21.03%~24.34%和39.49%~42.45%。而用濃度0.01%的GS抑制劑處理后，在葉片衰老期間中煙100和K326的GS活性與對照相比降幅分別在40.19%~43.52%和48.94%~55.61%。處理間均達(dá)到極顯著差異。

GDH活性表現(xiàn)為處理均高于對照，且兩品種隨GS抑制劑處理濃度的增大而逐漸增大，但品種間同一處理下K326的增幅均大于中煙100，處理間僅在葉齡40 d時差異未達(dá)到極顯著水平。NR活性與GS活性變化趨勢一致，但降幅較小，而且不同濃度的GS抑制劑處理煙葉后，NR活性降幅變化不大。說明GDH和NR作為氮素代謝的調(diào)控酶其活性可能受誘導(dǎo)而變化。中煙100與K326相比的GS和NR活性低，GDH活性高，氮素合成能力弱，轉(zhuǎn)移量大，GS抑制劑可以有效抑制氮素的同化，增大對氮素的轉(zhuǎn)移，同化量隨抑制劑濃度的增大而減少。

2.2 葉片NH4+濃度、可溶性蛋白和總氮含量變化

葉片衰老過程中NH4+的積累是氮素物質(zhì)降解的結(jié)果[28]，而且NH4+是氮素代謝的一個核心中間體[29]。由表2可以看出，衰老過程中未經(jīng)處理的煙葉葉片NH4+濃度、可溶性蛋白和總氮含量均呈下降趨勢，中煙100總氮含量降幅達(dá)到57.85%，K326只有32.39%，中煙100的可溶性蛋白降解量顯著高于K326。隨著GS抑制劑濃度的升高，可溶性蛋白和總氮含量明顯下降，K326的降解量大于中煙100，兩品種在葉齡60 d以后的總氮含量相差不大。氮素物質(zhì)的降解伴隨著葉片NH4+濃度的大幅上升，中煙100和K326均在葉齡50 d達(dá)到高點，0.005%的抑制劑濃度與對照相比增幅分別達(dá)到54.22%和42.45%，0.01%的抑制劑濃度與對照相比增幅分別57.96%和49.72%。而且K326的高峰期較長，衰老期處理后的葉片NH4+濃度均在（4.18±0.10） mmol/L以上，與中煙100相比差異達(dá)到極顯著水平。但是從降解量來看，總氮和可溶性蛋白與葉片NH4+濃度的變化并不完全一致。表明中煙100氮素物質(zhì)降解快，對NH4+的轉(zhuǎn)移能力強，隨GS抑制劑濃度的增加，氮素營養(yǎng)物質(zhì)降解量增大，K326產(chǎn)生了大量的NH4+并長期積累到較高濃度，可能與不同品種的NH4+再轉(zhuǎn)移途徑和能力有關(guān)。

表1 不同濃度GS抑制劑對葉片GS、GDH和NR活性的影響

Table 1 The influence of GS inhibitors concentrations on the GS, GDH and NR activities in tobacco leaves

注：同一列內(nèi)大寫字母不同表示1%極顯著差異，下同。

表2 不同濃度GS抑制劑對葉片銨、可溶性蛋白和總氮含量的影響

Table 2 The influence of GS inhibitors concentrations on the concentration of ammonium, soluble protein and total nitrogen in tobacco leaves

2.3 葉片質(zhì)外體NH4+濃度、pH和氨氣補償點的變化動態(tài)

氨補償點是根據(jù)葉片質(zhì)外體NH4+濃度與pH計算得到的，氨氣補償點隨著葉片的衰老而升高，葉片具有更大的氨氣揮發(fā)潛力[7-8]。由表3可知，正常葉片中煙100質(zhì)外體NH4+濃度顯著高于K326，pH也高于K326，氨氣補償點在葉齡40~60 d均達(dá)到了K326的一倍以上，品種間差異極顯著。煙葉噴施GS抑制劑后質(zhì)外體NH4+濃度均大幅升高，而且K326高峰階段時間長，不同濃度均在葉齡60 d和70 d大于中煙100，質(zhì)外體pH也有小幅上升。氨氣補償點大幅升高，表現(xiàn)為中煙100增幅大于K326，并且增幅隨抑制劑濃度的增加而增大。與表2對比可以看出，氨氣補償點、質(zhì)外體和葉片NH4+濃度的變化趨勢一致。說明GS抑制劑明顯提高了葉片的氨氣揮發(fā)潛力，在同化量減弱的情況下，葉片可以通過質(zhì)外體揮發(fā)氨氣達(dá)到對NH4+的調(diào)控，既減少了葉片NH4+積累而產(chǎn)生的毒害，又使其同化量減少，品種間氨氣補償點存在顯著差異。

表3 不同濃度GS抑制劑對葉片質(zhì)外體NH4+濃度、pH和氨氣補償點的影響

Table 3 The influence of GS inhibitors concentrations upon the apoplastic NH4+concentration, pH and NH3compensation point in tobacco leaves

3 討 論

葉片衰老的主要目的是進行營養(yǎng)的再轉(zhuǎn)移和再利用，氮素再轉(zhuǎn)移速率與葉片衰老程度有關(guān)[3]。GS是氮代謝中同化和轉(zhuǎn)移NH4+的關(guān)鍵酶，也是防止葉片NH4+積累到有害濃度的關(guān)鍵酶。噴施GS抑制劑后，K326的GS活性大幅下降之后，其衰老速度也明顯加快，但葉片NH4+濃度持續(xù)偏高。煙葉中GDH在衰老期的主要功能是脫氨[25-26]，GDH活性上升和NR活性下降，使煙葉氮素同化能力減弱，大量的NH4+積累加劇了葉片中氮素的流失。但是正常衰老的煙葉和GS抑制劑處理的煙葉，其葉片NH4+濃度并沒有表現(xiàn)出持續(xù)上升，表明作物可能存在某種相應(yīng)的補償機制來消除葉片NH4+的積累[30-31]。

質(zhì)外體是NH4+的動力池，大量的NH4+運輸?shù)劫|(zhì)外體成為葉片氨氣揮發(fā)的來源[32-33]，相關(guān)研究也證明，由于葉片NH4+的積累，使質(zhì)外體NH4+濃度和氨氣補償點升高氨氣揮發(fā)潛力增大[6-7]。噴施不同濃度GS抑制劑后，葉片NH4+的代謝由同化轉(zhuǎn)為再轉(zhuǎn)移，并在噴施當(dāng)天葉片NH4+濃度和pH均上升，但是K326的質(zhì)外體pH上升幅度較小，造成了氨氣補償點較低。結(jié)果表明氮高效烤煙葉片在衰老速度加快、NH4+同化量低和積累量大的情況下，其氨氣揮發(fā)潛力也大幅增加，但調(diào)控能力較弱，調(diào)節(jié)時間長，可能與其自身調(diào)節(jié)NH4+的運輸方式和質(zhì)外體環(huán)境有關(guān)[5,8]。通過質(zhì)外體揮發(fā)氨氣等途徑是葉片NH4+再轉(zhuǎn)移量增大，減少了NH4+的積累和毒害。

本試驗通過對2種氮效率烤煙衰老期間的葉片進行不同濃度GS抑制劑處理，結(jié)果表明，GS抑制劑可有效抑制煙葉GS活性，并有效促進了煙葉氮素物質(zhì)的降解，氨氣揮發(fā)潛力增大，而且隨著GS抑制劑濃度的升高，抑制效果更加明顯。氮低效類型烤煙葉片衰老速度快，氮素降解量和再轉(zhuǎn)移量大，同化量小，有利于煙葉成熟落黃[1,34]。而氮高效品種烤煙GS活性較高，對NH4+的同化量大，在加速衰老的情況下，對NH4+調(diào)控時間長，因此不同品種和代謝階段的煙葉對GS抑制劑的反映存在差異。另外氮素再轉(zhuǎn)移途徑與氨氣揮發(fā)所必備的氣孔開關(guān)、質(zhì)外體微環(huán)境和pH等條件有關(guān)[33]，品種間再轉(zhuǎn)移途徑的差異需要做進一步研究。

4 結(jié) 論

本試驗結(jié)果表明，GS抑制劑在煙葉成熟期間明顯抑制了GS活性，并通過誘導(dǎo)GDH和NR活性的變化，使葉片衰老加快，氮素降解量增大，再轉(zhuǎn)移能力增強。GS抑制劑濃度越高，抑制效果越強。氮低效品種烤煙衰老速度快，時間早，氮素再同化能力弱，再轉(zhuǎn)移能力強，與氮高效品種相比差異極顯著，對GS抑制劑的反映不同。合適濃度的GS抑制劑可以促進氮素的降解和再轉(zhuǎn)移，有利于煙葉的成熟落黃。氮素再利用和再轉(zhuǎn)移途徑的不同，可能是導(dǎo)致品種間氮素代謝差異的重要因素。

[1] 竇玉青，陳剛，王樹聲. 氮素調(diào)理劑對煙葉質(zhì)量及土壤速效氮的影響[J]. 中國煙草科學(xué)，2006，27（3）：6-9.

[2] 李春儉，張福鎖，李文卿，等．我國烤煙生產(chǎn)中的氮素管理及其與煙葉品質(zhì)的關(guān)系[J]. 植物營養(yǎng)與肥料學(xué)報，2007，13（2）：331-337.

[3] Agüera E, Cabello P, De La Haba P. Induction of leaf senescence by low nitrogen nutrition in sunflower () plants[J]. Physiologia Plantarum, 2010, 138(3): 256-267.

[4] Olsen C, Mattsson M, Schjoerring J K. Nitrogen nutrition, photosynthesis and ammonia volatilization in relation to nitrogen nutrition of young Brassica napus plants growing with controlled nitrogen supply[J]. Journal of Plant Physiology, 1995, 147: 306- 312.

[5] 莫良玉，吳良?xì)g，陶勤南. 高等植物GS/GOGAT循環(huán)研究進展[J]. 植物營養(yǎng)與肥料學(xué)報，2001，7（2）：223-231.

[6] 劉化冰，楊鐵釗，張小全，等. 不同耐肥烤煙品種質(zhì)外體NH4+濃度差異和有關(guān)指標(biāo)分析[J]. 中國農(nóng)業(yè)科學(xué), 2010，43（14）：3036-3043.

[7] 段旺軍，楊鐵釗，劉化冰，等. 煙葉氨氣補償點的品種間差異及其與氮素代謝的關(guān)系研究[J]. 植物營養(yǎng)與肥料學(xué)報，2011，17（2）：149-158.

[8] 陳明霞，黃見良，催克輝，等. 不同氮效率基因型水稻植株氨揮發(fā)速率及其與氮效率的關(guān)系[J]. 作物學(xué)報，2010，36（5）：879-884.

[9] Bellinder R R, Hatzions K K, Wilson H P. Mode of action investigations with the herbicides HOE-39866 and SC-0224[J]. Weed Sci , 1985, 33: 779-785.

[10] Faber M J, Stephenson G R, Thompson D G. Persistence and leachability of glufosinate-ammonium in a Northern Ontario terrestrial environment[J]. Agric Food Chem, 1997, 45: 3672-3676.

[11] Tachibana K, Watanaba T, Seikizawa Y. Accumulation of ammonia in plants treated with bialaphos[J]. Pestic. Sci, 1986, 11: 33-37.

[12] 楊鐵鋼, 戴廷波, 曹衛(wèi)星. 高蛋白和低蛋白型小麥花后氮素的同化特性[J]. 生態(tài)學(xué)報，2008，28（5）：2357-2364.

[13] 許威，彭耀東，何寬信. 烤煙打頂后吸氮過旺的不良影響及調(diào)控措施[J]. 中國煙草科學(xué)，2003，24（4）：43-45.

[14] 梁景霞，梁康逕，林文雄，等. 煙草氮素營養(yǎng)的基因型差異初探[J]. 中國煙草學(xué)報，2007，13（6）：36-40.

[15] 張生杰，黃元炯，任慶成，等. 不同基因型烤煙煙葉碳氮代謝差異研究[J]. 華北農(nóng)學(xué)報，2010，25（3）：217-220.

[16] 鄒琦. 植物生理學(xué)實驗指導(dǎo)[M]. 北京: 中國農(nóng)業(yè)出版社，2000.

[17] O’Neal D, Joy K W. Glutamine synthetase of pea leaves. I. Purification, stabilization, and pH optima[J]. Archives of Biochemistry and Biophysics, 1973, 159: 113-122.

[18] Turano F J, Dashner R, Upadhyaya A, et al. Purification of mitochondrial glutamate dehydrogenase from dark-

grown soybean seedlings[J]. Plant Physiology, 1996, 112: 1357-1364.

[19] Husted S, Schjoerring J K. Apoplastic pH and ammonium concentration in leaves of Brassica napus L[J]. Plant Physiology, 1995, 109: 1453-1460.

[20] Massad R S, Loubet B, Tuzet A, et al. Relationship between ammonia stomatal compensation point and nitrogen metabolism in arable crops: Current status of knowledge and potential modeling approaches[J]. Environmental Pollution, 2008, 154: 390-403.

[21] Husted S, Schjoerring J K. Ammonia flux between oilseed rape plants and the atmosphere in response to changes in leaf temperature, light intensity and air humidity[J]. Plant Physiology, 1996, 112: 67-74.

[22] Cosgrove D J, Cleland R E. Solutes in the free space of growing tissues[J]. Plant Physiology, 1983, 72: 326-331.

[23] Speer M, Kaiser W M. Ion relations of symplastic and apoplastic space in leaves from Spinacia oleracea L. and Pisum sativum L. under salinity[J]. Plant Physiology, 1991, 97: 990-997.

[24] Atkins P W. Physical Chemistry[M]. Oxford: Oxford University Press, 1990.

[25] Masclaux C, Valadier M H, Brugière N, et al. Characterization of the sink/source transition in tobacco (Nicotiana tabacum L.) shoots in relation to nitrogen management and leaf senescence[J]. Planta, 2000, 211:, 510-518.

[26] Purnell M P, Botella, J R. Tobacco isoenzyme 1 of NAD (H)-dependent glutamate dehydrogenase catabolizes glutamate in vivo[J]. Plant Physiology, 2007, 143(1): 530-539.

[27] Foyer C H, Notor G, Lelandais M, et al. 1994. Short-term effects of nitrate, nitrite and ammonium assimilation and amino biosynthesis in maize[J]. Planta, 192：21l-220.

[28] Feller U, Fischer A. Nitrogen metabolism in senescing leaves[J]. Crit. Rev. Plant Sci., 1994, 13: 241-273.

[29] Joy K W. Ammonia, glutamine and asparagine: a carbon-nitrogen interface[J]. Can. J. Bot., 1988, 66: 2103-2109.

[30] H?usler R E, Bailey K J, Lea P J, et al. Control of photosynthesis in barley mutants with reduced activities of glutamine synthetase and glutamate synthase. 111. Aspects of glyoxylate metabolism and effects of glyoxylate on the activation state of ribulose-1, 5-bisphosphate carboxylase-oxygenase[J]. Planta, 1996, 200: 388-396.

[31] H?usler R E, Blackwell R D, Lea PJ, et al. Control of photosynthesis in barley leaves with reduced activities of glutamine synthetase or glutamate synthase. I. Plant characteristics and changes in nitrate, ammonium and amino acids[J]. Planta 1994, 194: 406-417.

[32] Dubois F, Brugiere N, Sangwan R S, et al. Localization of tobacco cytosolic glutamine synthetase and the corresponding transcrips shows organ-and cell-specific patterns of protein synthesis and gene expression[J]. Plant Molecular Biology, 1996, 31: 803-817.

[33] 吳小慶，徐陽春，沈其榮. 植物葉片氨揮發(fā)研究進展[J]. 生態(tài)與農(nóng)村環(huán)境學(xué)報，2006，22（2）：80-84.

[34] 張本強，馬興華，王術(shù)科，等. 施氮方式對烤煙氮素吸收積累及品質(zhì)的影響[J]. 中國煙草科學(xué)，2011，32（5）：56-62.

The Influence of Glutamine Synthetase Inhibitors on Nitrogen Metabolism of Tobacco Leaves during Senescence Period

WU Yunjie, YANG Tiezhao*, ZHANG Xiaoquan

(Collage of Tobacco, Henan Agricultural University, Zhengzhou 450002, China)

By using the method of apoplast extraction and determination of enzymes related nitrogen metabolism, the influence of Glufosinate (GS) inhibitor concentrations on nitrogen metabolism physiological indices of flue-cured tobacco varieties with two nitrogen use efficiency were studied. The results show that GS inhibitors could inhibit GS activity of tobacco leaf during senescence, reduce the ability of nitrogen assimilation, promote the degradation of nitrogen nutrient, induct the increasing of glutamate dehydrogenase (GDH) activity and decreasing of nitrate reductase (NR) activity and promote accumulation of leaf NH4+, increase ammonia volatilization potential. These inhibition effects became more obvious with increasing GS inhibitor concentration. Compared with high nitrogen efficiency varieties, low nitrogen efficiency varieties aged more rapidly and had a lower NH4+accumulation and ammonia volatilization potential. There was significant difference between varieties. This shows that GS inhibitors can accelerate leaf senescence and promote nitrogen degradation and transfer.

flue-cured tobacco; nitrogen metabolism; physiological N utilization efficiency; glutamine synthesis inhibitors

S572.01

1007-5119（2014）01-0037-06

10.13496/j.issn.1007-5119.2014.01.007

中國煙草總公司重大專項（Ts-01-2011003）；中國煙草總公司項目（110201602008）

武云杰，男，碩士研究生，研究方向為煙草遺傳育種與品質(zhì)改良。E-mail：wuyunjie6@163.com。

通信作者，E-mal1：yangtiezhao@126.com

2012-04-24