胡藝豪, 姜明玉, 曹文瑞, 薩仁高娃, 于心科, 常鳳鳴

海洋微生物Paenisporosarcina quisquiliarum對Fe的生物礦化過程

胡藝豪1, 2, 3, 姜明玉1, 2, 曹文瑞1, 2, 薩仁高娃1, 2, 于心科1, 2, 常鳳鳴1, 2

(1. 中國科學院海洋研究所, 海洋地質與環(huán)境重點實驗室, 山東 青島 266071; 2. 中國科學院海洋大科學研究中心, 山東 青島 266071; 3. 中國科學院大學, 北京 100049)

為了解海洋微生物的生物礦化作用在大洋鐵錳結核形成過程中的意義, 選取芽孢八疊球菌作為實驗菌株, 通過實驗室模擬中性有氧環(huán)境下的生物礦化實驗, 測定了Fe生物礦化過程中Fe離子濃度與價態(tài)的變化、細菌表面形態(tài)與礦物成分的變化。反應過程中, 通過與死菌對照組和空白對照組的對比研究, 有菌實驗組的總Fe濃度、Fe2+濃度和Fe3+濃度下降最快, 尤其是在前24 h。TEM照片顯示細菌表面有明顯的礦物顆粒生成, 對這些礦物顆粒進行EDS分析測定, 推測為Fe的氧化物或氫氧化物。實驗結果表明, 以芽孢八疊球菌為代表的海洋微生物在中性有氧條件下, 通過主被動相結合的過程, 對Fe產(chǎn)生了明顯的礦化作用, 揭示了微生物礦化作用對大洋鐵錳結核形成的貢獻。

地質微生物; 鐵錳結核; 生物礦化; 磺基水楊酸(SSA)分光光度法

大洋鐵錳結核是一種以Fe、Mn為主要金屬元素的固體礦產(chǎn)資源, 廣泛地分布在現(xiàn)代洋底[1]。鐵錳結核由核心和圍繞它的殼層組成, 主要礦物是含鐵的水羥錳礦和非晶態(tài)的水羥鐵礦, 其余主要是碎屑礦物[2]。作為一種極具開發(fā)潛力的海底礦產(chǎn)資源[3], 了解鐵錳結核的成礦機制十分重要, 當前的研究認為, 生物礦化作用在鐵錳結核的形成過程中貢獻巨大[4-5]。由生物介導形成礦物沉淀的過程被稱為生物礦化, 大多數(shù)生物礦物是碳酸鈣、硅酸鹽、氧化鐵或硫化物[6]。微生物是一種十分活躍的地質營力, 通過生物礦化作用形成了大量的固體礦物以及礦床等[7-8]。最近的研究表明微生物對環(huán)境中鐵、錳的遷移及沉淀起著極大作用[9-11], 參與到了氧化和沉淀游離態(tài)的Fe2+和Mn2+成為Fe-Mn 氧化物或氫氧化物的過程中[12-13]。然而對于具體的大洋鐵錳結核的生物礦化過程研究還不全面, 尤其是其成礦機理方面的研究。因此研究大洋微生物對Fe的生物礦化作用過程, 對認識大洋鐵錳結核的形成過程有著重要意義。

目前對Fe的生物礦化實驗研究主要集中在氧化亞鐵硫桿菌()[14-15]、鐵還原菌(iron redu-cing bacteria)[16-17]和趨磁細菌(magnetotactic bac-teria)[18],其中氧化亞鐵硫桿菌在酸性環(huán)境中氧化Fe2+, 鐵還原菌需要厭氧環(huán)境才能還原Fe3+, 而趨磁細菌通過其特殊的細胞器——磁小體生成磁鐵礦。但是在大范圍的中性含氧的海洋環(huán)境中, 對海洋微生物的生物礦化實驗研究較少, 無法準確地認識海洋微生物在常見海洋環(huán)境中對Fe的生物礦化作用。此外, Fe作為海洋浮游生物的必需營養(yǎng)元素, 對全球初級生產(chǎn)力及C、N等多種元素的地球化學循環(huán)有著重要影響[19]。同時海洋微生物對游離態(tài)Fe2+的氧化在Fe2+與Fe3+的遷移轉化過程中有重要意義[20]。因此研究普遍存在的海洋細菌對Fe的生物礦化過程, 對理解海洋中Fe2+的行為及其相關的生物地球化學過程有重要價值。

本文選取芽孢八疊球菌()作為實驗菌株, 為避免細菌培養(yǎng)基中的各種離子和營養(yǎng)物質可能對Fe礦化過程產(chǎn)生的影響[21],使用從液體培養(yǎng)基中分離的細胞懸浮液, 在人工海水環(huán)境中與Fe2+進行Fe的生物礦化實驗, 以接近自然環(huán)境中的條件。芽孢八疊球菌是海洋中的普通菌, 分布廣泛, 適應性強, 易于在實驗室培養(yǎng)和實驗, 反應現(xiàn)象也具有較好的普適性。通過實驗室模擬實驗, 對Fe的生物礦化過程進行研究, 進一步認識微生物在大洋鐵錳結核形成過程中的作用。

1 材料與方法

1.1 實驗材料

實驗中使用的芽孢八疊球菌()由本實驗室分離自沖繩海槽表層沉積物(表層4 cm, 水深1 193 m), 革蘭氏陽性菌, 橢圓桿狀, 大小約1.0～2.0 μm, 菌株16s RNA 基因序列GenBank No.307800, 為此沉積物中的優(yōu)勢菌種。將凍存于?80 ℃冰箱中的菌種活化后接種到2216E液體培養(yǎng)基中培養(yǎng)富集(25 ℃、120 r/min、24 h)。2216E培養(yǎng)基組成為: 過濾后的天然海水中加入5 g/L 蛋白胨, 1 g/L酵母提取物, pH調節(jié)至7.0。

由于溶液的pH值影響著Fe的溶解度、形態(tài)以及氧化還原電位[19], 為保持反應體系的pH值穩(wěn)定, 實驗選取不與Fe2+和其他陽離子絡合的MOPS(3-嗎啉丙磺酸)作為反應體系的緩沖液[22], 配方為: MOPS 0.5 mol/L, NaCl 0.6 mol/L, 配制完成后pH值調至6.5。經(jīng)考察確定反應體系中的MOPS緩沖液濃度為30 mmol/L, 該濃度的MOPS緩沖液緩沖效果良好且對微生物活性無影響。反應使用的人工海水配方參考文獻[23]。配制10 mmol/L的Fe2+標準溶液(FeCl2·4H2O, 麥克林公司, 純度>99.95%), 配制時加入5%的抗壞血酸作為抗氧化劑。

1.2 實驗方法

實驗設置有菌實驗組、死菌對照組和無菌對照組同時進行。選取500 mL錐形瓶, 每瓶加入222 mL人工海水經(jīng)高壓蒸汽滅菌后備用。MOPS緩沖液和Fe2+標準溶液經(jīng)過濾除菌后分別加入15 mL和30 mL至錐形瓶中。離心收集在2216E液體培養(yǎng)基中已培養(yǎng)好的芽孢八疊球菌(OD600= 0.8～1; 4 000 r/min 離心10 min), 將收集的細菌用滅菌人工海水清洗3次后, 使用滅菌人工海水重懸為菌密度相同的6份菌液, 將其中3份菌液進行高壓蒸汽滅菌。隨后向錐形瓶中加入30 mL菌液, 設置為有菌實驗組, 將加入死菌菌液的設為死菌對照組, 而只加入滅菌人工海水不含菌液的設置為空白對照組。分別抽取部分反應液通過分光光度計測定反應液中的菌密度。反應液中MOPS緩沖液濃度為30 mmol/L, Fe2+濃度為0.1 mmol/L。與微生物處理有關的實驗操作均在無菌操作臺中進行。

1.3 測試方法

為了測定反應過程中Fe離子濃度的變化, 在不同反應時間間隔取樣, 反應液經(jīng)0.22 μm 聚四氟乙烯濾膜過濾后, 采用磺基水楊酸(SSA)分光光度法測定反應液中Fe離子濃度?；腔畻钏岱止夤舛确芸焖贉蚀_地同時測定反應液中Fe3+和總Fe的含量[24]。向待測溶液中加入10%磺基水楊酸, 在中性環(huán)境下磺基水楊酸能與Fe3+結合形成紅色絡合物, 再加入25%氨水后, 與Fe3+形成黃色絡合物, 兩者的最大吸光度波長分別為500 nm和425 nm, 且吸光度與Fe離子濃度符合朗伯-比爾定律。在測定之前, 配置濃度為1×10–8～2×10–5g/g的FeCl3標準溶液, 繪制該方法的標準曲線。吸光度與實驗過程中溶液的菌密度(OD600)均使用UV-5500PC 型分光光度計測定。

利用透射電鏡(transmission electron microscope,TEM, Hitachi公司, HT7700)觀察反應過程中細菌形態(tài)和礦物顆粒形態(tài)的變化。抽取不同反應時間的反應液離心(4 000 r/min, 10 min), 用超純水洗滌3次后, 將重懸的菌液滴在銅網(wǎng)上, 待干燥后進行TEM觀察。細胞表面和礦物顆粒的元素組成采用掃描電鏡(Scanning Electron Microscope, SEM, Hitachi公司, S-3400N)結合能量色散X射線光譜法(EDS)測定。將稀釋后的細菌懸濁液滴在樣品臺的碳膠帶上,干燥并鍍膜后進行SEM-EDS分析, 工作電壓為20 kV。

2 結果與討論

2.1 磺基水楊酸分光光度法標準曲線

向一系列已知濃度FeCl3標準溶液中加入10%磺基水楊酸溶液顯色后, 運用分光光度計測定FeCl3標準溶液在500 nm處的吸光度, 再加入25%氨水顯色, 測定其在425 nm處的吸光度, 以試劑空白作為參比溶液, 繪制該方法的標準曲線(圖1)。結果表明, 其相關系數(shù)2分別為0.997和0.999,值均小于0.000 1, 線性相關性較好, 滿足測試要求。

圖1 磺基水楊酸分光光度法標準曲線

2.2 Fe離子濃度變化

在芽孢八疊球菌與Fe生物礦化反應過程中, 采用磺基水楊酸分光光度法分別測定了有菌實驗組、死菌對照組和無菌對照組的總Fe濃度、Fe2+濃度和Fe3+濃度的變化。圖2a—c分別顯示了反應過程中, 總Fe濃度、Fe2+濃度和Fe3+濃度隨時間的變化趨勢。有菌實驗組的總Fe濃度下降最快, 尤其是在前24 h, 反應72 h后, 體系中絕大多數(shù)Fe已反應完全。Fe2+濃度變化趨勢與總Fe濃度變化趨勢相似, 在前24 h濃度降低較快, 至72 h時反應體系中僅有極低濃度的Fe2+。同時, 體系中的Fe3+在反應開始約24 h后便全部沉淀。死菌對照組總Fe濃度在前12 h下降較快, 之后下降速率較為穩(wěn)定, 反應96 h時, 體系中仍有濃度約為1 mg/L的Fe未反應。此外, Fe2+濃度變化趨勢與總Fe濃度變化趨勢相似, 在前12 h濃度下降較快, 96 h后反應體系中Fe2+濃度約為0.8 mg/L。死菌對照組中, Fe3+濃度變化與實驗組相似, 在前24 h下降速率較快, 但其Fe3+濃度遠高于有菌實驗組, 隨后下降速率明顯降低, 72 h后穩(wěn)定在0.35 mg/L左右?？瞻讓φ战M中, 總Fe濃度緩慢降低, 反應96 h后總Fe濃度約為3 mg/L?？瞻讓φ战MFe2+濃度下降速率也較為穩(wěn)定, 與總Fe濃度變化類似。而反應體系中的Fe3+濃度在0.4 mg/L左右浮動, 48 h后出現(xiàn)明顯下降趨勢。

通過分析反應過程中不同試驗組的Fe濃度的變化, 顯示出芽孢八疊球菌的生物礦化反應在前24 h最為迅速, 總Fe濃度、Fe2+濃度和Fe3+濃度均快速下降, 表明細菌的活動極大地促進了Fe2+氧化以及Fe3+沉淀。這可能與該菌的生物活性有關, 芽孢八疊球菌在5～24 h時處于對數(shù)生長期, 隨后進入穩(wěn)定期[25], 對數(shù)生長期的細菌量迅速增加, 細菌活性較強。此外, 與空白對照組相比較, 死菌對照組在前12 h反應速率較快, 推測可能是由于死菌的細胞物質為Fe成礦提供了的成核位點, 加速了Fe的吸附礦化。這一過程僅需要細菌貢獻某些促進沉淀的活性位點, 而不要求細胞生命活動的作用。細菌細胞的胞外聚合物、細胞壁、外鞘以及其他有機物能夠為環(huán)境中豐富的金屬陽離子提供位點[26-27]。在這些位點上, Fe3+與帶負電荷的聚合物結合, 或Fe2+與溶解的氧自發(fā)反應, 形成鐵的氫氧化物沉淀[28-29]。反應24 h后, 死菌對照組中的反應速率下降, 其反應速率與空白對照組接近, 表明此后體系中的氧氣對Fe氧化沉淀是導致Fe離子濃度下降的主要因素, 而在微生物作用下, 含有細菌的試驗組會使得Fe離子濃度下降更快。

圖2 反應過程中總Fe濃度/Fe2+濃度/Fe3+濃度隨時間變化圖

芽孢八疊球菌對Fe生物礦化反應過程包含了Fe3+沉淀與Fe2+氧化的過程, 其中Fe3+的沉淀過程以細菌提供豐富成礦位點等被動過程為主, 而Fe2+的氧化過程則代表了以細菌生命活動促進Fe2+氧化為主的主動過程, 包括細菌活動導致局部環(huán)境中pH值升高, 加速Fe2+氧化, 或者是產(chǎn)生某些特殊的Fe氧化酶等。為進一步分析生物礦化過程中, Fe3+沉淀和Fe2+氧化過程間的關系, 選取總Fe濃度、Fe2+濃度變化曲線進行分析。其中, 反應體系內總Fe濃度的降低體現(xiàn)了Fe3+的沉淀過程, Fe2+濃度的變化是Fe2+被氧化的結果, 而Fe3+濃度變化包含F(xiàn)e3+沉淀與Fe2+氧化的共同作用。為分析反應過程中Fe3+沉淀和Fe2+氧化速率的變化, 使用多項式分別對總Fe濃度、Fe2+濃度-時間變化曲線進行擬合, 擬合的原則為: 在符合曲線變化趨勢的前提下, 選取最小的多項式次數(shù)以防止發(fā)生過擬合。各曲線的擬合結果如表1所示。將擬合的濃度-時間變化曲線對時間求一次導, 得到速率-時間變化函數(shù), 為便于比較反應速率間的差異, 將導函數(shù)取相反數(shù)后繪制函數(shù)圖像, 圖3反映了各反應體系中Fe3+沉淀和Fe2+氧化速率隨時間的變化關系。我們發(fā)現(xiàn)有菌實驗組Fe3+沉淀速率和Fe2+氧化速率最快, 且兩者均隨時間的增加而減慢。在前48 h, Fe3+沉淀速率一直高于Fe2+氧化速率, 導致在有菌實驗組中Fe3+濃度在反應開始后迅速降低, 此時體系的反應速率由Fe2+氧化速率制約。48 h后, Fe3+沉淀速率和Fe2+氧化速率相等, 此時體系的反應速率限制于Fe3+沉淀速率。反應進行72 h后, Fe3+沉淀速率和Fe2+氧化速率約為0, 反應基本結束。這與圖2中顯示的有菌實驗組在前48 h快速反應, 72 h后反應基本結束的過程相一致。而死菌對照組中, Fe3+沉淀速率和Fe2+氧化速率的變化趨勢在前24 h與有菌實驗組類似, 隨后變化趨勢與空白對照組相似。同時, 不論是Fe3+沉淀速率, 還是Fe2+氧化速率都較有菌實驗組有明顯降低。這表明死亡細菌的細胞物質對Fe3+沉淀和Fe2+氧化都起到了明顯的促進作用, 但由于這些細菌沒有生物活性, 這種作用不僅強度不及有菌實驗組, 而且僅能維持24 h左右。

表1 各組總Fe濃度、Fe2+濃度變化曲線擬合結果

2.3 礦物顆粒形態(tài)

芽孢八疊球菌與Fe進行生物礦化反應過程中, 細胞表面礦物形態(tài)的透射電鏡圖像如圖4所示。細菌大小約為1～2 μm, 呈桿狀, 有鞭毛(圖4a)。對有菌實驗組和死菌對照組進行間隔取樣, 觀察細菌表面礦物生成情況的變化。圖4a—e為有菌實驗組分別反應0 h、5.5 h、9 h、27.5 h、73.5 h時的透射電鏡圖像。圖4f—g為死菌對照組在反應6.5 h和52.5 h時的生物礦物生成情況。圖4h為空白對照組反應52.5 h后的透射電鏡圖像。有菌實驗組的透射電鏡圖片顯示, 反應前后細菌形態(tài)沒有明顯的差異。隨著反應時間的增長, 細菌表面有明顯的礦物顆粒生成。反應5 h時, 生成的礦物顆粒較小, 且分布較為分散, 大部分顆粒大小在0.2 μm左右。此時細胞提供的成核位點大大地促進了Fe3+的沉淀, 這些較小的礦物顆粒首先在細菌細胞的兩端發(fā)生沉淀, 這可能是由于細胞兩端有著大量的官能團和聚集的蛋白質, 使得礦物沉淀優(yōu)先發(fā)生在細胞的兩端[30-31]。之后隨著反應時間的增加, 礦物顆粒的大小進一步增大。反應進行至9 h時, 菌體表面的礦物顆粒明顯增多, 同時大量的礦物顆粒聚集在一起生長在菌體的一端, 形成數(shù)微米的礦物顆粒。生物礦化反應進行至27.5 h時, 大部分菌體表面都有礦物顆粒分布, 代表著生物礦化作用的廣泛發(fā)生, 但礦物顆粒大小較反應9 h時有所減小。而礦化反應開始73.5 h后, 菌體表面的礦物顆粒數(shù)量最少, 尺寸也較小, 約為0.2～0.3 μm。推測可能是由于生物活性降低導致礦化反應減緩, 同時前期生成的礦物逐漸從細菌表面脫落, 導致觀察到的礦物顆粒較少。死菌對照組的透射電鏡照片(圖4f—g)顯示, 由于細菌細胞壁已被破壞, 死菌菌體邊緣不清晰, 細胞形態(tài)大多不完整。菌體周圍可見形狀不規(guī)則的聚合物, 推測為菌體中的細胞物質。生物礦化反應開始6.5 h后, 死菌菌體表面的礦物顆粒極少。而反應52.5 h后, 菌體表面可見少量體積較大的礦物顆粒, 直徑可達5 μm左右, 這些礦物在形態(tài)上與有菌實驗組中的礦物顆粒有明顯差異。與圖4b相比, 死菌對照組中的單個礦物較大且形成了直徑數(shù)微米的礦物顆粒, 這與空白對照組(圖4h)反應52.5 h所形成沉淀物類似, 證明這是由于體系中氧氣的存在而導致的Fe自發(fā)氧化沉淀。

圖3 各組沉淀、反應速率隨時間變化圖

2.4 礦物顆粒的元素組成

圖5展示了芽孢八疊球菌在含0.1 mmol/L Fe2+的人工海水中礦化反應24 h后, 細菌菌體以及表面顆粒礦物形態(tài)的掃描電鏡圖片(SEM)和對應的能譜圖片(EDS)。圖中細菌密度較大, 這些桿狀細菌直徑約1 μm, 長度達數(shù)微米。此時細胞表面可以觀察到尺寸不一的亮點, 這些亮點為導電程度更好的礦物顆粒。結合圖2和圖3中空白組中鐵離子濃度的變化趨勢, 顯示礦化反應24 h時, Fe的自氧化沉淀極少,因此這些礦物顆粒是生物礦化作用的產(chǎn)物。同時, 電鏡照片中顯示尺寸較大的礦物顆粒為大量較小顆粒聚集而成。對兩標記處礦物顆粒進行了EDS分析, 結果顯示, 主要的元素組成為C, O, P, S, K, Mg, Si, Al, Fe, 兩處礦物顆粒的元素組成及相對含量大致相同。其中C, O, P, S, Si, K, Mg為微生物的基礎元素或測試背景元素, Al來源于制樣時使用的鋁臺, Fe則來源于生物礦化過程中Fe的富集作用。這表明芽孢八疊球菌菌體表面生成了含鐵的礦物顆粒, 并推測其成分為Fe的氧化物或氫氧化物。

3 結論

在本研究中選取了芽孢八疊球菌()這一海洋普通細菌, 通過開展實驗室模擬實驗, 研究了在中性有氧條件下, 海洋微生物對Fe的生物礦化的作用過程。芽孢八疊球菌對Fe的生物礦化作用應該與大多數(shù)的生物誘導礦化一樣, 是一個主被動機制共同作用的過程[32]。雖然在整個體系中, 由于緩沖溶液的存在, pH值基本不變, 但是細菌的生命活動可以導致局部環(huán)境的pH值升高。其次, 細菌細胞表面存在著大量的帶負電荷的結構, 如細胞壁、胞外聚合物、外鞘以及各種功能的蛋白質。這些結構對體系中的金屬陽離子起到了很好的吸附作用, 使得細胞周圍的Fe離子濃度上升。此外, 部分細菌可以通過酶的作用, 使得某些金屬離子發(fā)生氧化或者還原, 而本實驗中的芽孢八疊球菌是否也具有這樣的能力有待進一步的研究。在細菌的作用下, 在細胞的周圍形成了一個高pH值, 高Fe離子濃度的環(huán)境, 在氧氣的參與下, 這種環(huán)境十分有利于Fe的氫氧化物沉淀的生成。同時, 細胞又提供了大量的結晶成核位點, 大量Fe的礦物在細胞表面生成。

圖5 生物礦化反應24h時的SEM-EDS圖

該研究表明, 在中性有氧環(huán)境中, 微生物活動導致Fe的生物礦化是一個廣泛發(fā)生的過程, 并觀察了反應中Fe2+氧化速率與Fe3+沉淀速率的動態(tài)平衡過程, 為微生物在大洋鐵錳結核形成過程中的作用提供了理論依據(jù), 并進一步揭示了海洋微生物在大洋金屬礦物形成過程中的意義。同時此研究對進一步研究海洋微生物礦化形成的生物礦物的特征和環(huán)境指示意義有促進作用, 有利于揭示大洋多金屬結核生長的環(huán)境特征, 并期待在大洋資源勘探及利用方面發(fā)揮積極作用。

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Biomineralization of Fe by the marine microorganism

HU Yi-hao1, 2, 3, JIANG Ming-yu1, 2, CAO Wen-rui1, 2, SAREN Gao-wa1, 2, YU Xin-ke1, 2, CHANG Feng-ming1, 2

(1. CAS Key Laboratory of Marine Geology and Environment, Institute of Oceanology, Chinese Academy of Sciences, Qingdao 266071, China; 2. Center for Ocean Mega-Science, Chinese Academy of Sciences, Qingdao 266071, China; 3. University of Chinese Academy of Sciences, Beijing 100049, China)

This study aims to investigate the role of the biomineralization of marine microorganisms in the formation of oceanic ferromanganese (Fe-Mn) nodules. We have selectedfor this biomineralization simulation experiment in neutral aerobic environmental conditions. We have also measured the changes in Fe ion concentration and speciation, as well as the changes in bacterial surface morphology and mineral composition during the mineralization process. Compared with the concentrations in the dead bacteria control group and the blank control group, the total concentrations of Fe and Fe2+/Fe3+in the experimental group with bacteria decreased the fastest, especially in the first 24 h of the reaction process. As revealed in the TEM and EDS analyses, mineral particles of Fe oxides or hydroxides are formed on the surface of the bacterial cells. This implies that under neutral aerobic conditions, active and passive interaction processes can cause Fe mineralization of marine microorganisms such as. This study reveals the contribution of microbial mineralization processes to the formation of oceanic ferromanganese nodules.

geomicrobiology; ferromanganese nodules; biomineralization; 5-sulfosalicylic acid (SSA) spectrophotometry

Jan. 26, 2021

P74

A

1000-3096(2022)01-0001-09

10.11759/hykx20210126002

2021-01-26;

2021-03-10

國家自然科學基金面上項目(41976202); 山東省自然科學基金面上項目(ZR2020MD088); 自然資源部海洋沉積與環(huán)境地質重點實驗室開放基金(MASEG201901)

[The National Natural Science Foundation of China, No. 41976202; Natural Science Foundation of Shandong Province, China, No. ZR2020MD088; Open Fund Project of the Key Laboratory of Marine Sedimentology and Environmental Geology, Ministry of Natural Resources, No. MASEG201901]

胡藝豪(1996—), 男, 碩士研究生, 主要從事海洋地質微生物學研究, E-mail: huyihao118@163.com; 姜明玉(1981—),通信作者, E-mail: myjiang@qdio.ac.cn; 于心科(1962—), 通信作者, E-mail: xyu@ qdio.ac.cn

(本文編輯: 趙衛(wèi)紅)