何燕 徐夢(mèng)婷 季超 季劍 季福標(biāo) 葉滿紅 周斌

（1 揚(yáng)州大學(xué)動(dòng)物科學(xué)與技術(shù)學(xué)院，揚(yáng)州 225009；2 揚(yáng)州大學(xué)生物科學(xué)與技術(shù)學(xué)院，揚(yáng)州 225009；3 江蘇日高蜂產(chǎn)品有限公司，淮安 211700）

肝臟疾病，包括（非）酒精性脂肪肝、肝炎、肝纖維化、肝硬化、肝癌等，在全世界范圍內(nèi)都具有相當(dāng)高的發(fā)病率和死亡率，嚴(yán)重威脅人類健康。臨床上有多種藥物針對(duì)不同的肝損傷形式進(jìn)行針對(duì)性治療，然而鑒于化學(xué)藥物不可避免的副作用，各具其局限性，因此，越來越多的研究者致力于從天然產(chǎn)物粗提物或純化產(chǎn)物中尋找并開發(fā)可用于肝臟疾病的、與藥物治療互補(bǔ)甚至是替代的物質(zhì)。

柯因（5,7-二羥黃酮），英文chrysin，別名白楊素，是廣泛存在于蜂蜜、蜂膠以及多種植物提取物中的一個(gè)黃酮類物質(zhì)。在以楊樹為主要膠源植物的中國蜂膠中，柯因的含量較高，是中國蜂膠中黃酮類物質(zhì)的一個(gè)典型組分[1]。研究表明：柯因具有廣泛的生物學(xué)活性，如抗炎癥[2]、抗腫瘤[3]、抗過敏、抗氧化[4]、免疫調(diào)節(jié)等[5]，對(duì)多種器官如肝臟[6]、腎臟[7]、結(jié)腸[8]具有保護(hù)效應(yīng)，對(duì)慢性疾病如糖尿病[9,10]、心血管疾病[11]也有一定的正面作用。尤其是在多種肝臟疾病中，如化學(xué)毒物、高脂日糧和抗腫瘤藥物所誘發(fā)的一系列肝臟損傷中，柯因都表現(xiàn)出顯著的肝保護(hù)效果，體內(nèi)和體外的實(shí)驗(yàn)結(jié)果還表明：柯因?qū)Ω闻K腫瘤也有一定的抑制作用。由于柯因在多種植物來源的提取物中都具有較高含量，可作為安全的膳食補(bǔ)充劑和草藥制劑使用，因此在保健、預(yù)防和治療肝臟疾病上具有廣泛的應(yīng)用前景。

1 柯因在化學(xué)毒性物質(zhì)誘發(fā)的肝臟損傷中的保護(hù)作用

目前，全世界范圍內(nèi)有數(shù)百萬人遭受由化學(xué)物質(zhì)所導(dǎo)致的肝臟損傷，如四氯化碳、D-半乳糖胺（D-GalN）、四氯二苯并-p-二惡英（TCDD）、對(duì)乙酰氨基酚、亞硝胺和多環(huán)芳烴等，這些化學(xué)物均能對(duì)肝臟產(chǎn)生顯著的破壞作用。

1.1 四氯化碳（CCl4）

肝臟是機(jī)體代謝多種有害異物的首要器官。CCl4（一種工業(yè)溶劑、清潔劑和脫脂劑）可導(dǎo)致肝臟一系列進(jìn)行性的病理變化，從引發(fā)炎癥開始，到肝臟壞死、肝纖維化，直至肝硬化[12]，目前被廣泛用于誘導(dǎo)外源性毒物引起的肝臟損傷模型。

1.1.1 柯因調(diào)節(jié)機(jī)體抗氧化水平——緩解氧化應(yīng)激

肝臟中，在細(xì)胞色素P450 2E1的作用下，CCl4迅速轉(zhuǎn)化為高反應(yīng)性的三氯甲基自由基，CCl4的直接毒性作用被認(rèn)為是由于其誘導(dǎo)產(chǎn)生的自由基而引發(fā)氧化應(yīng)激、導(dǎo)致脂質(zhì)過氧化，從而使肝臟功能受損[13]。在雄性SD大鼠上通過腹腔注射CCl4可誘導(dǎo)肝損傷，研究表明[14]：富含柯因的姜科植物益智的乙醇提取物及二氯甲烷提取物具有同西利馬林（公認(rèn)的具有肝保護(hù)作用的黃酮）相似的肝保護(hù)效應(yīng)，能夠顯著降低血清中天門冬氨酸轉(zhuǎn)氨酶（AST）、丙氨酸轉(zhuǎn)氨酶（ALT）、堿性磷酸酶（ALP）以及總膽紅素的水平。在這種肝保護(hù)作用中，清除自由基、抑制活性氧（ROS）的產(chǎn)生和脂質(zhì)過氧化、增加抗氧化活性，對(duì)于緩解CCl4所誘導(dǎo)的氧化應(yīng)激起著重要的作用。進(jìn)一步的研究發(fā)現(xiàn)，在此過程中Nrf2（nuclear factor E2-related factor 2）路徑的激活至關(guān)重要。轉(zhuǎn)錄因子Nrf2能夠誘導(dǎo)對(duì)ROS和毒物發(fā)揮解毒活性的相關(guān)酶基因的表達(dá)[15]，從而保護(hù)組織免受ROS和毒物的損傷。富含柯因的提取物通過提高肝組織中Nrf2相關(guān)蛋白的表達(dá)，從而提高機(jī)體的抗氧化水平。

1.1.2 柯因抑制炎癥——減少促炎癥細(xì)胞因子的釋放

在CCl4的作用機(jī)理上，已有的研究表明：急性的炎癥使活化的枯否氏細(xì)胞（即肝巨噬細(xì)胞）釋放細(xì)胞因子，而這正是肝臟損傷的一個(gè)關(guān)鍵事件。CCl4在肝臟中所產(chǎn)生的氧化應(yīng)激，會(huì)促使多種促炎癥因子如腫瘤壞死因子α（TNF-α）、環(huán)氧酶2（COX-2）和白介素6（IL-6）的釋放[16]，從而發(fā)動(dòng)炎癥反應(yīng)，且伴有細(xì)胞凋亡的增加[17]。在這一過程中，TNF-α是枯否氏細(xì)胞合成的一個(gè)主要的促炎癥蛋白[18]，由其引發(fā)了介導(dǎo)炎癥反應(yīng)的、細(xì)胞因子的級(jí)聯(lián)放大過程。

Hermenean等[19]在雄性CD-1小鼠上的研究表明：在腹腔注射CCl4誘導(dǎo)急性肝損傷之前，對(duì)小鼠進(jìn)行為期1周的柯因灌胃預(yù)處理（50 mg/kg），在血清學(xué)指標(biāo)上可以降低其中反映肝功能的兩個(gè)指標(biāo)AST和ALT的水平；在組織學(xué)上，可顯著改善CCl4所引起的小葉中心壞死、脂肪變性以及肝細(xì)胞亞顯微結(jié)構(gòu)異常；同時(shí)，柯因預(yù)處理還導(dǎo)致肝臟中促炎癥細(xì)胞因子TNF-α和α-平滑肌肌動(dòng)蛋白（α-SMA）表達(dá)顯著下降，其效果與同劑量的西利馬林的作用相當(dāng)。進(jìn)一步的研究發(fā)現(xiàn)，柯因主要是通過與TNF-α轉(zhuǎn)化酶（TACE，一種鋅內(nèi)肽酶）形成復(fù)合物從而調(diào)節(jié)TNF-α前體的加工、減少可溶性TNF-α的釋放，從而緩解炎癥。

1.1.3 柯因抑制肝纖維化——抑制肝星狀細(xì)胞的活化及細(xì)胞因子的產(chǎn)生

CCl4導(dǎo)致的慢性肝臟損傷還可繼續(xù)演變?yōu)楦卫w維化。在此過程中，肝星狀細(xì)胞（HSCs）的活化與肝纖維化的發(fā)生有著緊密聯(lián)系。肝損傷時(shí)，HSCs活化，隨后釋放細(xì)胞因子和趨化因子，由此誘導(dǎo)了其向肌成纖維細(xì)胞樣細(xì)胞的分化轉(zhuǎn)化。這一過程是以α-SMA以及原膠原-1的出現(xiàn)為特征的，最終導(dǎo)致了細(xì)胞外基質(zhì)（ECM）組分以及膠原的產(chǎn)生及累積，從而導(dǎo)致肝纖維化[20]。在肝纖維化的病理發(fā)生過程中，轉(zhuǎn)化生長因子TGF-β——肝臟中主要的致纖維因子（細(xì)胞因子的一種），被認(rèn)為是HSCs的關(guān)鍵激活因素。TGF-β同時(shí)直接或間接作用于不同類型的肝細(xì)胞，一方面TGF-β作用于HSCs使其向肌成纖維細(xì)胞分化，并且產(chǎn)生ECM；另一方面，肝細(xì)胞也對(duì)TGF-β做出響應(yīng)，導(dǎo)致肝細(xì)胞的凋亡，并且對(duì)肝細(xì)胞的再生過程進(jìn)行控制。在HSCs中，TGF-β通過活化Smad信號(hào)途徑而起作用[21]。TGF-β可促進(jìn)Smads2和Smads3這兩個(gè)蛋白的表達(dá)，激活HSCs中膠原的轉(zhuǎn)錄合成，上調(diào)ECM相關(guān)蛋白的合成等[22]。

Balta等[23]在雄性CD1小鼠上的研究發(fā)現(xiàn)，柯因?qū)Cl4所造成的慢性肝損傷具有顯著保護(hù)作用?？乱蛱幚恚?0～200 mg/kg）可以顯著降低肝纖維化的程度，減少因CCl4激活HSCs所誘導(dǎo)的α-SMA的表達(dá)，顯著下調(diào)細(xì)胞因子TGF-β的水平；同時(shí)，肝臟中Smad2、Smad3 mRNA的表達(dá)水平顯著下降，從而逆轉(zhuǎn)由CCl4所誘導(dǎo)的肝纖維化，其效果與相同劑量（200 mg/kg）的肝保護(hù)黃酮西利馬林的效果相當(dāng)；說明柯因的肝保護(hù)機(jī)制主要是通過TGF-β/Smad 途徑抑制HSCs的活化及其增殖。

肝臟纖維化的過程是可逆的，而肝硬化——肝纖維化發(fā)展的最終階段通常是不可逆的?？乱蜃鳛橐环N能有效地抗纖維變性的天然黃酮，可以阻止、減緩或者逆轉(zhuǎn)肝纖維化的進(jìn)程，因此，在肝纖維化的治療上具有潛在的應(yīng)用前景。

1.2 D-半乳糖胺（D-GalN）

D-GalN所誘導(dǎo)肝損傷，與臨床上病毒性肝炎的肝臟病理變化非常類似，其與脂多糖組合被經(jīng)常用于產(chǎn)生與病毒、藥物或酒精誘導(dǎo)、免疫誘導(dǎo)、劑量缺血再灌注肝炎有關(guān)的亞致死性肝功能衰竭[24]。一開始認(rèn)為：D-GalN進(jìn)入體內(nèi)后，在肝細(xì)胞中高濃度的半乳糖激酶以及 UDP-葡萄糖：半乳糖-1-尿苷酰轉(zhuǎn)移酶的作用下，體內(nèi)生成大量的UDP-D-GalN衍生物，導(dǎo)致尿苷磷酸酯庫的耗竭，從而抑制依賴于尿苷酸核苷酸的生物合成過程，抑制mRNA和蛋白質(zhì)合成[25]，進(jìn)而導(dǎo)致細(xì)胞膜通透性的改變以及之后細(xì)胞內(nèi)酶的滲漏。后續(xù)的研究逐漸發(fā)現(xiàn)ROS在D-GalN所誘導(dǎo)的肝損傷中也有重要作用[26]。

1.2.1 柯因具有抗高血脂作用——優(yōu)化血清指標(biāo)

Pushpavalli等[27]在雄性白化Wistar大鼠上通過腹腔注射D-GalN誘導(dǎo)肝臟損傷，同時(shí)對(duì)大鼠進(jìn)行灌胃柯因處理（25 mg/kg），其結(jié)果表明：柯因處理可使反映肝功能的多個(gè)指標(biāo)如AST、ALT、ALP以及γ-谷氨酰轉(zhuǎn)肽酶（γ-GT）均有所下降，同時(shí)還降低血漿中的總膽固醇（TC）、甘油三酯（TG）、游離脂肪酸的水平，降低極低密度脂蛋白膽固醇和低密度脂蛋白膽固醇的水平，而增加高密度脂蛋白膽固醇，優(yōu)化多項(xiàng)血清指標(biāo)，表現(xiàn)出顯著的肝保護(hù)效應(yīng)及抗高血脂活性，且其保護(hù)效應(yīng)與保肝藥西利馬林相當(dāng)。

1.2.2 柯因具有抗氧化作用

針對(duì)D-GalN所誘導(dǎo)肝損傷，Pushpavalli等[28]在雄性白化Wistar大鼠上對(duì)其進(jìn)行20 mg/kg體重的柯因灌胃處理，結(jié)果顯示：柯因可以顯著降低大鼠肝功能標(biāo)志酶的活性，降低脂質(zhì)過氧化產(chǎn)物如減少與硫代巴比妥酸反應(yīng)的物質(zhì)（TBARS）、脂質(zhì)過氧化氫和共軛二烯的產(chǎn)生；增加了自由基清除酶如超氧化物歧化酶（SOD）、過氧化氫酶（CAT）、谷胱甘肽過氧化物酶（GPx）的活性，同時(shí)也增加了非酶抗氧化類物質(zhì)如還原型谷胱甘肽、Vc、VE的含量；說明柯因可通過提高機(jī)體的抗氧化水平對(duì)D-GalN所誘導(dǎo)的肝損傷發(fā)揮其肝保護(hù)功能。

1.3 四氯二苯并-p-二惡英（TCDD）

TCDD是廣泛存在于環(huán)境（如除草劑）中的一種污染物，可作用于人和實(shí)驗(yàn)動(dòng)物，導(dǎo)致包括消耗綜合征、肝臟毒性、免疫毒性、致畸、致突變以及致癌等一系列的毒性效應(yīng)。其中，氧化應(yīng)激是TCDD作用機(jī)制的一個(gè)重要部分。TCDD對(duì)肝臟的損害主要表現(xiàn)為：使丙二醛（MAD）水平上升促進(jìn)脂質(zhì)過氧化，降低谷胱甘肽的含量，降低抗氧化相關(guān)酶類CAT、GPx和SOD的水平，降低肝細(xì)胞膜的流動(dòng)性。在組織學(xué)上表現(xiàn)出嚴(yán)重的損傷，如肝細(xì)胞體積顯著增大、肝細(xì)胞中含有空泡、出現(xiàn)很多凋亡的肝細(xì)胞（與caspase-3反應(yīng)呈陽性的細(xì)胞）等[29]。

Ciftci等研究表明[30]：TCDD在雄性白化Wistar大鼠上所誘導(dǎo)的肝組織形態(tài)的異常變化以及肝臟抗氧化酶活力的改變，可以通過柯因和槲皮素（一種黃酮物質(zhì)）的聯(lián)合使用而逆轉(zhuǎn)。同時(shí)柯因可以降低肝臟MAD的水平，對(duì)TCCD誘導(dǎo)的脂質(zhì)過氧化具有保護(hù)作用。此前，Ciftci等[31]的研究結(jié)果也顯示：柯因處理（每天灌胃50 mg/kg）可顯著緩解TCDD在大鼠上所導(dǎo)致的TBARS含量顯著上升、細(xì)胞因子TNF-α水平顯著升高以及干擾素γ（IFN-γ）的水平顯著下降等負(fù)面效應(yīng)。這些結(jié)果說明柯因可以通過調(diào)節(jié)機(jī)體的抗氧化水平，減少炎癥相關(guān)細(xì)胞因子的分泌，從而緩解TCDD所誘導(dǎo)的肝組織損傷。

1.4 酒精（乙醇）

酒精性肝病是全世界范圍內(nèi)一種常見的慢性肝病。長期攝入酒精會(huì)導(dǎo)致一系列嚴(yán)重疾病，包括酒精性脂肪肝、高甘油三酯血癥、肝硬化、心血管疾病和胰腺炎癥等[32]。乙醇是一種脂溶性非電解質(zhì)，經(jīng)由胃腸道吸收后擴(kuò)散入血液，進(jìn)而分布于全身。乙醇在體內(nèi)的氧化分解主要經(jīng)乙醇脫氫酶（ADH）代謝為乙醛，乙醇還可被微粒體乙醇氧化系統(tǒng)（MEOS）以及過氧化酶體中的過氧化氫酶作用生成乙醛，乙醛再經(jīng)乙醛脫氫酶（ALDH）氧化為乙酸[33]。乙醇在這三條代謝路徑中所產(chǎn)生的乙醛均可導(dǎo)致自由基的產(chǎn)生，從而誘導(dǎo)肝臟損傷[34]。此外，乙醛還可與蛋白質(zhì)、核酸等大分子互作，形成加合物。體內(nèi)外的實(shí)驗(yàn)結(jié)果均顯示，乙醛具有直接的致突變和致癌作用，可在人淋巴細(xì)胞上導(dǎo)致點(diǎn)突變，誘導(dǎo)姐妹染色單體交換及染色體異常[35]。

研究表明[36]，乙醇的攝入會(huì)破壞機(jī)體促氧化（pro-oxidant）和抗氧化（anti-oxidant）能力之間的微妙平衡，誘導(dǎo)更多自由基（羥乙基自由基、超氧化物自由基、羥基自由基、過氧化氫自由基等）的產(chǎn)生從而引起氧化應(yīng)激，而這些自由基亦可誘導(dǎo)脂質(zhì)過氧化，從而使肝細(xì)胞膜被破壞、細(xì)胞受損。此外，乙醇誘導(dǎo)產(chǎn)生的ROS和活性氮（RNS）還可通過激活巨噬細(xì)胞（枯否氏細(xì)胞）、促進(jìn)促炎癥因子（如TNF-α、白細(xì)胞介素IL-1B、IL-6）的釋放誘導(dǎo)肝臟炎癥導(dǎo)致肝損傷[37]。

氧化應(yīng)激在乙醇誘導(dǎo)肝損傷的病理中是重要的一環(huán)。Sathiavelu等[38]在乙醇誘導(dǎo)所致肝損傷的雌性Wistar大鼠上的研究表明：柯因灌胃處理（20 mg/kg）可以顯著降低TBARS含量，降低脂質(zhì)過氧化物和共軛二烯的水平，顯著提高肝臟組織中SOD、CAT、GPx、谷胱甘肽還原酶（GR）、谷胱甘肽-S-轉(zhuǎn)移酶（GST）的活性以及還原型谷胱甘肽、VC及VE的水平，說明柯因?qū)σ掖颊T導(dǎo)產(chǎn)生的自由基所介導(dǎo)的氧化應(yīng)激具有顯著的保護(hù)作用。同時(shí)，組織學(xué)的結(jié)果也證實(shí)柯因?qū)σ掖颊T導(dǎo)的肝損傷具有明顯的緩解作用。同樣，Tahir和Sultana[39]在雄性Wistar大鼠上的研究也表明：柯因灌胃處理（20～40 mg/kg）可使乙醇所誘導(dǎo)的、肝臟組織中顯著升高的ADH、CYP 2E1（MEOS中將乙醇代謝為乙醛的一個(gè)重要酶）以及另一肝臟氧化損傷指標(biāo)——黃嘌呤氧化酶（XO）的活性恢復(fù)至正常大鼠水平，使乙醇所致枯竭的、與谷胱甘肽有關(guān)的肝臟氧化應(yīng)激指標(biāo)（GSH、GD、GR）及CAT也恢復(fù)至正常水平。這些研究均表明：柯因是一種有效的自由基清除劑和氧化應(yīng)激抑制劑，可以抑制乙醇代謝相關(guān)的酶的活性，增強(qiáng)肝臟抗氧化相關(guān)的酶水平，在緩解乙醇所致的肝損傷上具有顯著的肝保護(hù)作用。

2 柯因在由抗腫瘤藥物所引發(fā)的肝損傷中的作用

2.1 氨甲蝶呤（MTX）

MTX是一種葉酸拮抗劑，能抑制二氫葉酸還原酶的活性，從而干擾核酸的生物合成，在一系列腫瘤和自身免疫性疾病的治療中是被廣泛使用的、有效的化療藥物。然而，氨甲蝶呤對(duì)組織器官（如肝、腎、胃腸道、神經(jīng)等）的毒性作用限制了其臨床上的使用，其中，肝臟毒性是其主要的副作用[40]。目前，一種理論認(rèn)為MTX誘導(dǎo)肝損傷主要是因?yàn)榧?xì)胞中的MTX以聚谷氨酸鹽的形式積聚，導(dǎo)致了葉酸的耗竭，從而導(dǎo)致肝損傷。還有理論則認(rèn)為MTX通過降低肝細(xì)胞的抗氧化防御能力使其對(duì)ROS更為敏感，而ROS介導(dǎo)的脂質(zhì)過氧化破壞了肝細(xì)胞膜的結(jié)構(gòu)，影響了細(xì)胞的正常功能，ROS還可導(dǎo)致DNA損傷，從而促使細(xì)胞凋亡[41]。由于MTX無法區(qū)分正常細(xì)胞和腫瘤細(xì)胞，使得正常肝細(xì)胞也走向凋亡，導(dǎo)致肝損傷的發(fā)生。

許多研究已經(jīng)證實(shí)，在MTX誘導(dǎo)的多器官損傷，特別是肝損傷中，氧化應(yīng)激起了主要作用，而具有抗氧化活性的柯因可以顯著降低諸多肝臟氧化應(yīng)激標(biāo)志物的水平，減輕MTX在肝組織中引起的病理學(xué)變化，抑制細(xì)胞凋亡，從而對(duì)肝臟起到保護(hù)作用。Ali等[42]在雄性Wistar大鼠上的研究表明，柯因能夠顯著降低血清中ALT、AST、乳酸脫氫酶（LDH）的活性，顯著降低MAD的含量，升高與肝臟抗氧化能力密切相關(guān)的GPx、GR、SOD、CAT以及谷胱甘肽的含量，恢復(fù)、提高肝細(xì)胞的抗氧化防御能力。組織病理學(xué)觀察結(jié)果發(fā)現(xiàn)：柯因處理可顯著緩解MTX所導(dǎo)致的肝細(xì)胞異常、變形，同時(shí)，柯因還可下調(diào)與細(xì)胞凋亡密切相關(guān)的蛋白，如轉(zhuǎn)錄因子p53、促細(xì)胞凋亡蛋白BcL-2家族成員Bax蛋白以及半胱氨酸蛋白酶3（caspase-3）的表達(dá)，從而抑制細(xì)胞凋亡。

2.2 順氯氨鉑（順鉑）

順鉑是一種有效的、被廣泛使用的化療藥物，用于治療多種惡性腫瘤，但順鉑的治療作用因其具有劑量依賴的肝腎毒性而受到限制。其中，順鉑誘導(dǎo)的肝毒性與肝臟氧化應(yīng)激和炎癥密切相關(guān)。

Rehman等[43]在雄性Wistar大鼠上的研究結(jié)果顯示，由腹腔注射順鉑所導(dǎo)致的肝臟損傷，可以通過對(duì)大鼠進(jìn)行灌胃柯因（25～50 mg/kg）預(yù)處理來緩解?？乱蚰軌蚓徑飧闻K脂質(zhì)過氧化，降低黃嘌呤氧化酶XO的活性，改善肝臟谷胱甘肽的耗竭，提高多種抗氧化相關(guān)酶（如CAT、GR、GPx、SOD）的活性，并增加II相解毒酶（如谷胱甘肽-S-轉(zhuǎn)移酶和醌還原酶）的活性；同時(shí)柯因還下調(diào)了COX-2的表達(dá)以及損傷后被誘導(dǎo)表達(dá)的、誘導(dǎo)型一氧化氮合酶（iNOS）的表達(dá)，降低了細(xì)胞因子NF-κB、TNF-α的水平，并在組織學(xué)上緩解順鉑誘導(dǎo)的肝組織損傷。因此，柯因可以通過減輕氧化應(yīng)激和炎癥響應(yīng)來緩解順鉑對(duì)肝臟的毒性作用。

3 柯因在由高脂日糧所引發(fā)的肝損傷中的作用

由巨噬細(xì)胞發(fā)動(dòng)的炎癥是機(jī)體防御有害刺激的一種保護(hù)性生理反應(yīng)，然而，持續(xù)的炎癥導(dǎo)致組織損傷和壞死，從而引起一系列疾病，甚至是癌的發(fā)生[44]。已知巨噬細(xì)胞可以通過極化分型對(duì)不同微環(huán)境下的炎癥平衡進(jìn)行調(diào)節(jié)。巨噬細(xì)胞的極化分型按照其功能分為兩個(gè)亞群（M1型和M2型），以分泌促炎因子為主、發(fā)揮促炎功能的巨噬細(xì)胞稱為M1型巨噬細(xì)胞，而以發(fā)揮降低炎癥反應(yīng)、發(fā)揮組織修復(fù)功能為主的巨噬細(xì)胞稱為M2型巨噬細(xì)胞[45]。因此，基于巨噬細(xì)胞M1/M2比例的調(diào)控可能是消滅炎癥、篩選藥物的新途徑。

在小鼠和大鼠上的研究都表明：高脂日糧可導(dǎo)致肝臟炎癥的發(fā)生[46-48]。高脂日糧一方面可使肝臟中出現(xiàn)不同程度的脂肪變性，肝細(xì)胞結(jié)構(gòu)異常，小葉中心的肝細(xì)胞受到嚴(yán)重影響，肝細(xì)胞中含有大小不等的脂滴；另一方面，還導(dǎo)致肝臟炎癥反應(yīng)，主要表現(xiàn)為巨噬細(xì)胞在肝臟的浸潤。Feng等[49]在雄性C57BL/6J小鼠上的研究顯示，對(duì)飼喂高脂日糧的小鼠進(jìn)行腹腔注射柯因處理（25～30 mg/kg），不僅可以減輕高脂日糧所誘導(dǎo)的肝臟脂肪變性（抑制脂滴的出現(xiàn)），降低血清AST和ALT水平，而且可以顯著減輕肝臟炎癥?？乱蝻@著地抑制了單核細(xì)胞向成熟巨噬細(xì)胞的分化，減少了巨噬細(xì)胞在肝臟和脂肪組織中的浸潤，并且在體內(nèi)和體外實(shí)驗(yàn)中均可誘導(dǎo)巨噬細(xì)胞抗炎癥的M2表型而降低促炎癥的M1表型。進(jìn)一步的研究發(fā)現(xiàn)：柯因?qū)奘杉?xì)胞極化狀態(tài)（M1/M2）的調(diào)控離不開過氧化物酶體增殖體激活受體γ（PPARγ），柯因通過轉(zhuǎn)錄激活PPARγ抑制很多促炎癥基因的表達(dá)（如NO合成酶、NF-κB和環(huán)氧酶），從而發(fā)揮其抗炎癥和免疫調(diào)節(jié)的作用。

4 柯因在治療肝臟腫瘤中的積極作用

肝臟腫瘤是全世界范圍內(nèi)的常發(fā)性腫瘤，其中，由肝臟腫瘤引發(fā)的死亡人數(shù)在東亞地區(qū)（尤其是中國）是最高的，約占總數(shù)的50%[50]。盡管通過手術(shù)治療、肝臟移植以及化療等多種手段可以延長肝癌患者的生存年限，但腫瘤的復(fù)發(fā)以及耐藥性的問題仍使肝癌的致死率居高不下[51]。根據(jù)腫瘤干細(xì)胞假說，腫瘤中存在的、能夠耐受化療的腫瘤干細(xì)胞（CSCs）促使了腫瘤的復(fù)發(fā)[52]。這些腫瘤干細(xì)胞是預(yù)防和治療腫瘤的有效靶標(biāo)，然而，目前針對(duì)肝臟腫瘤的化療或放療措施均無法有效殺死這些腫瘤干細(xì)胞，最終導(dǎo)致了腫瘤的復(fù)發(fā)及轉(zhuǎn)移。在腫瘤發(fā)生機(jī)制上，目前已知干細(xì)胞激活劑，如Wnt/β-連環(huán)蛋白（β-catenin）和轉(zhuǎn)化生長因子TGF-β、Notch及Hedgehog信號(hào)途徑都可加速腫瘤的發(fā)生[53]。已有的研究表明柯因具有抗腫瘤活性，在抑制腫瘤細(xì)胞的再生以及誘導(dǎo)腫瘤細(xì)胞凋亡方面效果顯著。

4.1 柯因作用于腫瘤干細(xì)胞

Quan等[54]在肝臟腫瘤干細(xì)胞（LCSCs）上的研究表明：Wnt3a蛋白可以誘導(dǎo)β-catenin穩(wěn)定，從而使LCSCs中β-catenin的濃度上升，而8-溴-7-甲氧基白楊素（BrMC），一種合成的柯因類似物，能夠降低LCSCs中β-catenin的表達(dá)，優(yōu)先抑制LCSCs的增殖和自我更新，顯著抑制上皮細(xì)胞間質(zhì)轉(zhuǎn)型EMT（epithelial-mesenchymal transition）以及LCSCs的入侵，并能有效清除LCSCs。Zou等[55]的研究結(jié)果顯示：來自人肝癌細(xì)胞系SMMC-7721的球形成細(xì)胞（SFCs）具有肝臟腫瘤干細(xì)胞的特性，目前肝細(xì)胞癌的臨床用治療藥物——索拉非尼，能夠降低其自我更新的能力，下調(diào)干細(xì)胞標(biāo)志物（如CD133、CD44和ALDH1）的表達(dá)。BrMC與索拉非尼聯(lián)合使用，不僅可表現(xiàn)出正協(xié)同效應(yīng)，而且可顯著降低干細(xì)胞的遷移和入侵、下調(diào)N-鈣粘蛋白（與癌細(xì)胞的侵襲與轉(zhuǎn)移有關(guān)）、上調(diào)E-鈣粘蛋白（抑癌基因CDH1的表達(dá)產(chǎn)物），促進(jìn)細(xì)胞凋亡；且BrMC與索拉非尼對(duì)腫瘤干細(xì)胞的協(xié)同抑制效應(yīng)是通過下調(diào)轉(zhuǎn)錄因子HIF-1α和上皮細(xì)胞間質(zhì)轉(zhuǎn)型EMT的調(diào)控物Twist1來實(shí)現(xiàn)的；這一研究結(jié)果和之前Ren等[56]的結(jié)果相一致。

4.2 柯因促使腫瘤細(xì)胞凋亡

柯因還具有促進(jìn)肝臟腫瘤細(xì)胞凋亡的活性[57]。例如，Li等[58]認(rèn)為柯因能夠使腫瘤細(xì)胞對(duì)TNF-α誘導(dǎo)的細(xì)胞凋亡更加敏感。Huang等[59]的研究發(fā)現(xiàn)：柯因和芹黃素（4',5,7-三羥基黃酮）的聯(lián)合使用，可以降低人肝癌細(xì)胞HepG2的活力、抑制其增殖，誘導(dǎo)細(xì)胞凋亡，并且指出其作用機(jī)制是通過下調(diào)肝臟腫瘤中過表達(dá)的兩個(gè)蛋白：細(xì)胞S期激酶相關(guān)蛋白2（Skp2）和低密度脂蛋白受體相關(guān)蛋白6（LRP6）的表達(dá)來介導(dǎo)的。同樣，Li等的研究結(jié)果顯示[60]：柯因與順鉑的聯(lián)合使用可以促進(jìn)HepG2細(xì)胞的凋亡，且這種作用是通過上調(diào)與細(xì)胞凋亡密切相關(guān)的轉(zhuǎn)錄因子p53蛋白實(shí)現(xiàn)的，即通過激活HepG2中的細(xì)胞外調(diào)節(jié)蛋白激酶ERK1/2促使p53的磷酸化及積累，從而導(dǎo)致BcL-2家族成員中促細(xì)胞凋亡蛋白Bax的過表達(dá)以及死亡受體DR5蛋白的過表達(dá)，而抑制BcL-2家族成員中抗細(xì)胞凋亡蛋白的表達(dá)。Yang等[61]的研究結(jié)果則顯示：BrMC可通過增加ROS的產(chǎn)生促進(jìn)肝臟腫瘤細(xì)胞（HepG2、Bel-7402以及L-02）的凋亡。Zhang等[62]的研究結(jié)果也表明：富含柯因的益智石油醚提取物作用于人肝癌HepG2細(xì)胞，可促進(jìn)LDH的釋放、擾亂線粒體膜電位、增加細(xì)胞內(nèi)ROS、誘導(dǎo)HepG2細(xì)胞的凋亡，其機(jī)制是通過增加Bax/Bcl-2的比率、活化caspase-3/9促進(jìn)細(xì)胞凋亡。這些結(jié)果提示，在對(duì)腫瘤細(xì)胞凋亡的調(diào)節(jié)上，柯因與不同物質(zhì)的組合，其調(diào)節(jié)方式可能具有雙向性，在與抗腫瘤藥物聯(lián)合使用對(duì)抗其負(fù)面效應(yīng)時(shí)表現(xiàn)出抑制正常細(xì)胞凋亡的特性，而與化療藥物同時(shí)使用或單獨(dú)使用時(shí)，可以防止腫瘤細(xì)胞對(duì)藥物的抗性，在腫瘤細(xì)胞中表現(xiàn)出促進(jìn)細(xì)胞凋亡的作用特點(diǎn)。

在體內(nèi)實(shí)驗(yàn)中，柯因同樣表現(xiàn)出顯著的促腫瘤細(xì)胞凋亡活性。Khan等[63]在雄性Wistar大鼠上利用二乙基亞硝胺（DEN）誘導(dǎo)肝癌發(fā)生后，對(duì)其進(jìn)行柯因（250 mg/kg）灌胃處理。其結(jié)果顯示，柯因顯著減少了結(jié)節(jié)的數(shù)量和大小；血清中AST、ALT、ALP、LDH和γGT的活性顯著降低；COX-2、NF-κB及p65的mRNA及蛋白水平均顯著下降，而與細(xì)胞凋亡過程密切相關(guān)的p53、Bax和caspase3的mRNA及蛋白水平則顯著上升；同時(shí)β-抑制蛋白（β-arrestin）和抗凋亡的標(biāo)志物Bcl-xL的水平下降，說明柯因具有全面的肝保護(hù)作用，且其作用主要是通過p53介導(dǎo)的細(xì)胞凋亡。同樣，柯因的甲基化衍生物——二甲氧基黃酮（DMF），在雄性Wistar大鼠上（100 mg/kg）也可顯著抑制DEN所誘導(dǎo)的癌前病變，其機(jī)制與抑制Wnt路徑以及NF-κB所介導(dǎo)的炎癥反應(yīng)有關(guān)[64]。

4.3 柯因的其他抑癌作用機(jī)制

腫瘤干細(xì)胞存在多種致病機(jī)制，維持腫瘤干細(xì)胞生存的因素，如血管發(fā)生與生成、入侵與遷移、組織低氧、免疫逃避、多種藥物及放射耐受性等，都與其活性有關(guān)。Zhao等[65]的研究顯示，柯因是云南栘中的一種主要黃酮物質(zhì)，在體外試驗(yàn)中，柯因表現(xiàn)出對(duì)多種培養(yǎng)的腫瘤細(xì)胞（包括人Huh7肝腫瘤細(xì)胞系）都具有顯著的細(xì)胞毒性作用；在體內(nèi)實(shí)驗(yàn)中，通過皮下注射肝腹水瘤H22細(xì)胞在昆明鼠上誘導(dǎo)移植性腫瘤，柯因不僅通過活化caspase-3誘導(dǎo)細(xì)胞凋亡，而且還抑制血管內(nèi)皮生長因子（VEGF）的產(chǎn)生、抑制血管生成，從而發(fā)揮抗腫瘤的活性。

腫瘤細(xì)胞對(duì)化療藥物的耐藥性一直是導(dǎo)致化療策略失敗的主要原因，理論上聯(lián)合用藥可促進(jìn)藥物同時(shí)作用于多個(gè)細(xì)胞過程，干擾其耐藥機(jī)制，從而對(duì)抗腫瘤的生長和發(fā)展?？乱?qū)δ[瘤細(xì)胞的顯著毒性以及其對(duì)正常細(xì)胞不具有毒性作用的特點(diǎn)使其成為與抗腫瘤藥物聯(lián)合使用的首選。

5 結(jié)論

體內(nèi)外的實(shí)驗(yàn)證明：在多種肝臟損傷形式中，柯因具有優(yōu)化血清指標(biāo)、恢復(fù)肝組織的正常結(jié)構(gòu)、緩解肝臟的氧化應(yīng)激、抑制促炎癥細(xì)胞因子的釋放、緩解炎癥等顯著的肝保護(hù)效應(yīng)，同時(shí)，柯因能使腫瘤細(xì)胞對(duì)藥物更敏感或直接殺傷腫瘤細(xì)胞，促進(jìn)肝臟腫瘤細(xì)胞凋亡。隨著對(duì)柯因肝臟保護(hù)功能作用機(jī)制研究的深入，聯(lián)合應(yīng)用多種含有柯因的天然植物提取物及其他對(duì)肝臟具有保護(hù)、治療效果的藥物將是未來治療各種肝臟疾病、防治肝臟腫瘤的一個(gè)主要研究方向?？乱蚴欠淠z黃酮的一個(gè)主要組分，作為一種可食用的黃酮，其廣泛的生物來源也使其成為一種具有潛力的新藥開發(fā)來源，擁有廣闊的應(yīng)用前景。

參考文獻(xiàn)

[1]Gardana C, Scaglianti M, Pietta P, et al.Analysis of the polyphenolic fraction of propolis from different sources by liquid chromatography-tandem mass spectrometry [J].J Pharm Biomed Anal, 2007, 45(3): 390-399.

[2]Garcia-Lafuente A, Guillamon E, Villares A, et al.Flavonoids as antiin fl ammatory agents: implications in cancer and cardiovascular disease [J].In fl amm Res, 2009, 58(9): 537-552.

[3]Khoo BY, Chua SL, Balaram P.Apoptotic effects of chrysin in human cancer cell lines [J].Int J Mol Sci, 2010, 11(5): 2188-2199.

[4]Anand KV, Mohamed Jaabir MS, Thomas PA, et al.Protective role of chrysin against oxidative stress in d-galactose-induced aging in an experimental rat model [J].Geriatr Gerontol Int, 2012, 12(4): 741-750.

[5]Chen SS, Corteling R, Stevanato L, et al.Polyphenols inhibit indoleamine 3,5-dioxygenase-1 enzymatic activity--a role of immunomodulation in chemoprevention [J].Discov Med, 2012, 14(78): 327-333.

[6]Anandhi R.Evaluation of the anti-atherogenic potential of chrysin in Wistar rats [J].Mol Cell Biochem, 2014, 385(1-2): 103-113.

[7]Sultana S, Verma K, Khan R.Nephroprotective efficacy of chrysin against cisplatin-induced toxicity via attenuation of oxidative stress [J].J Pharm Pharmacol, 2012, 64(6): 872-881.

[8]Khan R, Khan AQ, Qamar W, et al.Chrysin protects against cisplatininduced colon.toxicity via amelioration of oxidative stress and apoptosis:probable role of p38MAPK and p53 [J].Toxicol Appl Pharmacol, 2012,258(3): 315-329.

[9]El-Bassossy HM, Abo-Warda SM, Fahmy A.Chrysin and luteolin attenuate diabetes-induced impairment in endothelial-dependent relaxation:effect on lipid pro fi le, AGEs and NO generation [J].Phytother Res, 2013,27(11): 1678-1684.

[10]Sirovina D, Orsolic N, Koncic MZ, et al.Quercetin vs chrysin: effect on liver histopathology in diabetic mice [J].Hum Exp Toxicol, 2013,32(10): 1058-1066.

[11]Lo HM, Wu MW, Pan SL, et al.Chrysin restores PDGF-induced inhibition on protein tyrosine phosphatase and reduces PDGF signaling in cultured VSMCs [J].J Nutr Biochem, 2012, 23(6): 667-678.

[12]Manibusan MK, Odin M, Eastmond D.Postulated carbon tetrachloride mode of action: a review [J].J Environ Sci Health C Environ Carcinog Ecotoxicol Rev, 2007, 25(3): 185-209.

[13]Tirkey N, Pilkhwal S, Kuhad A, et al.Hesperidin, a citrus bio fl avonoid,decreases the oxidative stress produced by carbon tetrachloride in rat liver and kidney [J].BMC Pharmacol, 2005, 5(1): 2.

[14]Zhang Q, Hu X, Hui F, et al.Ethanol extract and its dichloromethane fraction of Alpinia oxyphylla Miquel exhibited hepatoprotective effects against CCl4-induced oxidative damage in vitro and in vivo with the involvement of Nrf2 [J].Biomed Pharmacother, 2017, 91: 812-822.

[15]Chen XL, Dodd G, Thomas S, et al.Activation of Nrf2/ARE pathway protects endothelial cells from oxidant injury and inhibits inflammatory gene expression [J].Am J Physiol Heart Circ Physiol, 2006, 290(5): H1862-1870.

[16]Dong D, Zhang S, Yin L, et al.Protective effects of the total saponins from Rosa laevigata Michx fruit against carbon tetrachloride-induced acute liver injury in mice [J].Food Chem Toxicol, 2013, 62(6): 120-130.

[17]Kamel R, El Morsy EM.Hepatoprotective effect of methylsulfonylmethane against carbon tetrachloride-induced acute liver injury in rats [J].Arch Pharm Res, 2013, 36(9): 1140-1148.

[18]Gao B.Hepatoprotective and anti-in fl ammatory cytokines in alcoholic liver disease [J].J Gastroenterol Hepatol, 2012, 27 (Suppl 2): 89-93.

[19]Hermenean A, Mariasiu T, Navarro-Gonzalez I, et al.Hepatoprotective activity of chrysin is mediated through TNF-alpha in chemically-induced acute liver damage: An in vivo study and molecular modeling [J].Exp Ther Med, 2017, 13(5): 1671-1680.

[20]Friedman SL.Mechanisms of hepatic fibrogenesis [J].Gastroenterology, 2008, 134(6): 1655-1669.

[21]Breitkopf K, Godoy P, Ciuclan L, et al.TGF-beta/Smad signaling in the injured liver [J].Z Gastroenterol, 2006, 44(1): 57-66.

[22]Horiguchi M, Ota M, Rifkin DB.Matrix control of transforming growth factor-beta function [J].J Biochem, 2012, 152(4): 321-329.

[23]Balta C, Herman H, Boldura O, et al.Chrysin attenuates liver fi brosis and hepatic stellate cell activation through TGF-beta/Smad signaling pathway [J].Chem Biol Interact, 2015, 240: 94-101.

[24]Farghali H, Kgalalelo KM, Wojnarova L, et al.In vitro and in vivo experimental hepatotoxic models in liver research: applications to the assessment of potential hepatoprotective drugs [J].Physiol Res, 2016,65(Suppl 4): S417-S425.

[25]Keppler DO, Pausch J, Decker K.Selective uridine triphosphate de fi ciency induced by D-galactosamine in liver and reversed by pyrimidine nucleotide precursors.Effect on ribonucleic acid synthesis [J].J Biol Chem,1974, 249(1): 211-216.

[26]Stachlewitz RF, Seabra V, Bradford B, et al.Glycine and uridine prevent D-galactosamine hepatotoxicity in the rat: role of Kupffer cells [J].Hepatology, 1999, 29(3): 737-745.

[27]Pushpavalli G, Veeramani C, Pugalendi KV.Influence of chrysin on hepatic marker enzymes and lipid profile against D-galactosamine-induced hepatotoxicity rats [J].Food Chem Toxicol, 2010, 48(6): 1654-1659.

[28]Pushpavalli G, Kalaiarasi P, Veeramani C, et al.Effect of chrysin on hepatoprotective and antioxidant status in D-galactosamine-induced hepatitis in rats [J].Eur J Pharmacol, 2010, 631(1-3): 36-41.

[29]Hassoun EA, Li F, Abushaban A, et al.The relative abilities of TCDD and its congeners to induce oxidative stress in the hepatic and brain tissues of rats after subchronic exposure [J].Toxicology, 2000, 145(2-3): 103-113.

[30]Ciftci O, Vardi N, Ozdemir I.Effects of quercetin and chrysin on 2,3,7,8-tetrachlorodibenzo-p-dioxin induced hepatotoxicity in rats [J].Environ Toxicol, 2013, 28(3): 146-154.

[31]Ciftci O, Ozdemir I.Protective effects of quercetin and chrysin against 2,3,7,8-tetrachlorodibenzo-p-dioxin (TCDD) induced oxidative stress, body wasting and altered cytokine productions in rats [J].Immunopharmacol Immunotoxicol, 2011, 33(3): 504-508.

[32]Ponnappa BC, Rubin E.Modeling alcohol’s effects on organs in animal models [J].Alcohol Res Health, 2000, 24(2): 93-104.

[33]Nordmann R.Alcohol and antioxidant systems [J].Alcohol Alcohol,1994, 29(5): 513-522.

[34]Lieber CS.Metabolism of alcohol [J].Clin Liver Dis, 2005, 9(1): 1-35.[35]Helander A, Lindahl-Kiessling K.Increased frequency of acetaldehydeinduced sister-chromatid exchanges in human lymphocytes treated with an aldehyde dehydrogenase inhibitor [J].Mutat Res, 1991, 264(3): 103-107.

[36]Nordmann R, Ribière C, Rouach H.Implication of free radical mechanisms in ethanol-induced cellular injury [J].Free Radical Biology and Medicine, 1992, 12(3): 219-240.

[37]Enomoto N, Ikejima K, Bradford BU, et al.Role of Kupffer cells and gut-derived endotoxins in alcoholic liver injury [J].J Gastroenterol Hepatol, 2000, 15(Suppl): D20-25.

[38]Sathiavelu J, Senapathy GJ, Devaraj R, et al.Hepatoprotective effect of chrysin on prooxidant-antioxidant status during ethanol-induced toxicity in female albino rats [J].J Pharm Pharmacol, 2009, 61(6): 809-817.

[39]Tahir M, Sultana S.Chrysin modulates ethanol metabolism in Wistar rats:a promising role against organ toxicities [J].Alcohol Alcohol, 2011, 46(4): 383-392.

[40]Jahovic N, Cevik H, Sehirli AO, et al.Melatonin prevents methotrexate-induced hepatorenal oxidative injury in rats [J].J Pineal Res,2003, 34(4): 282-287.

[41]Tunali-Akbay T, Sehirli O, Ercan F, et al.Resveratrol protects against methotrexate-induced hepatic injury in rats [J].J Pharm Pharm Sci, 2010,13(2): 303-310.

[42]Ali N, Rashid S, Nafees S, et al.Bene fi cial effects of Chrysin against Methotrexate-induced hepatotoxicity via attenuation of oxidative stress and apoptosis [J].Mol Cell Biochem, 2014, 385(1-2): 215-223.

[43]Rehman MU, Ali N, Rashid S, et al.Alleviation of hepatic injury by chrysin in cisplatin administered rats: probable role of oxidative and in fl ammatory markers [J].Pharmacol Rep, 2014, 66(6): 1050-1059.

[44]Nathan C, Ding A.Nonresolving inflammation [J].Cell, 2010, 140(6): 871-882.

[45]周憲賓.巨噬細(xì)胞M1/M2極化分型的研究進(jìn)展[J].中國免疫學(xué)雜志，2012, 28(10): 957-960.

[46]Jakobsdottir G, Xu J, Molin G, et al.High-fat diet reduces the formation of butyrate, but increases succinate, in fl ammation, liver fat and cholesterol in rats, while dietary fi bre counteracts these effects [J].PLoS One, 2013, 8(11): e80476.

[47]Uetake Y, Ikeda H, Irie R, et al.High-salt in addition to high-fat diet may enhance in fl ammation and fi brosis in liver steatosis induced by oxidative stress and dyslipidemia in mice [J].Lipids Health Dis, 2015, 14(1): 6.

[48]van der Heijden RA, Sheedfar F, Morrison MC, et al.High-fat diet induced obesity primes inflammation in adipose tissue prior to liver in C57BL/6j mice [J].Aging (Albany NY), 2015, 7(4): 256-268.

[49]Feng X, Qin H, Shi Q, et al.Chrysin attenuates inflammation by regulating M1/M2 status via activating PPARgamma [J].Biochem Pharmacol, 2014, 89(4): 503-514.

[50]Jemal A, Bray F, Center MM, et al.Global cancer statistics [J].CA Cancer J Clin, 2011, 61(2): 69-90.

[51]Ferlay J, Shin HR, Bray F, et al.Estimates of worldwide burden of cancer in 2008: GLOBOCAN 2008 [J].Int J Cancer, 2010, 127(12): 2893-2917.

[52]Oishi N, Wang XW.Novel therapeutic strategies for targeting liver cancer stem cells [J].Int J Biol Sci, 2011, 7(5): 517-535.

[53]Yamashita T, Budhu A, Forgues M, et al.Activation of hepatic stem cell marker EpCAM by Wnt-beta-catenin signaling in hepatocellular carcinoma [J].Cancer Res, 2007, 67(22): 10831-10839.

[54]Quan MF, Xiao LH, Liu ZH, et al.8-bromo-7-methoxychrysin inhibits properties of liver cancer stem cells via downregulation of beta-catenin [J].World J Gastroenterol, 2013, 19(43): 7680-7695.

[55]Zou H, Cao X, Xiao Q, et al.Synergistic inhibition of characteristics of liver cancer stem-like cells with a combination of sorafenib and 8-bromo-7-methoxychrysin in SMMC-7721 cell line [J].Oncol Rep, 2016,36(3): 1731-1738.

[56]Ren KQ, Cao XZ, Liu ZH, et al.8-bromo-5-hydroxy-7-methoxychrysin targeting for inhibition of the properties of liver cancer stem cells by modulation of Twist signaling [J].Int J Oncol, 2013, 43(5):1719-1729.

[57]Sun X, Huo X, Luo T, et al.The anticancer fl avonoid chrysin induces the unfolded protein response in hepatoma cells [J].J Cell Mol Med, 2011,15(11): 2389-2398.

[58]Li X, Huang Q, Ong CN, et al.Chrysin sensitizes tumor necrosis factor-alpha-induced apoptosis in human tumor cells via suppression of nuclear factor-kappaB [J].Cancer Lett, 2010, 293(1): 109-116.

[59]Huang C, Wei YX, Shen MC, et al.Chrysin, abundant in Morinda citrifolia fruit water-EtOAc extracts, combined with apigenin synergistically induced apoptosis and inhibited migration in human breast and liver cancer cells [J].J Agric Food Chem, 2016, 64(21): 4235-4245.

[60]Li X, Huang JM, Wang JN, et al.Combination of chrysin and cisplatin promotes the apoptosis of HepG2 cells by up-regulating p53 [J].Chem Biol Interact, 2015, 232: 12-20.

[61]Yang XH, Zheng X, Cao JG, et al.8-Bromo-7-methoxychrysin-induced apoptosis of hepatocellular carcinoma cells involves ROS and JNK [J].World J Gastroenterol, 2010, 16(27): 3385-3393.

[62]Zhang Q, Cui C, Chen CQ, et al.Anti-proliferative and pro-apoptotic activities of Alpinia oxyphylla on HepG2 cells through ROS-mediated signaling pathway [J].J Ethnopharmacol, 2015, 169: 99-108.

[63]Khan MS, Devaraj H, Devaraj N.Chrysin abrogates early hepatocarcinogenesis and induces apoptosis in N-nitrosodiethylamineinduced preneoplastic nodules in rats [J].Toxicol Appl Pharmacol, 2011,251(1): 85-94.

[64]Khan MS, Halagowder D, Devaraj SN.Methylated chrysin induces coordinated attenuation of the canonical Wnt and NF-kB signaling pathway and upregulates apoptotic gene expression in the early hepatocarcinogenesis rat model [J].Chem Biol Interact, 2011, 193(1): 12-21.

[65]Zhao X, Shu G, Chen L, et al.A fl avonoid component from Docynia delavayi (Franch.) Schneid represses transplanted H22 hepatoma growth and exhibits low toxic effect on tumor-bearing mice [J].Food Chem Toxicol, 2012, 50(9): 3166-3173.