相福生 ,黃天晴 ,谷偉 ,王炳謙 ,胡朝 ,徐革鋒
(1.中國水產(chǎn)科學(xué)研究院黑龍江水產(chǎn)研究所,黑龍江 哈爾濱 150070;2.上海海洋大學(xué)水產(chǎn)與生命學(xué)院,上海 201306;3.四川省都江堰管理局,四川 都江堰 611830)
芳香化酶(aromatase,Cyp19)是細胞色素P450酶系中一種雌激素生物合成的限速酶。它能夠催化雄烯二酮、睪酮脫去19位碳,使A環(huán)芳構(gòu)化,分別形成雌二醇(E2)和雌酮。芳香化酶分為腦芳香化酶(Cyp19a1b)和性腺芳香化酶(Cyp19a1a)分別在腦和性腺中表達。芳香化酶只能催化雄激素轉(zhuǎn)化為雌激素,該過程不可逆。雌激素是公認的與生殖發(fā)育密切相關(guān)的關(guān)鍵調(diào)控因子。最初認為雌激素只由性腺產(chǎn)生,后來研究發(fā)現(xiàn),它能夠在其它組織中產(chǎn)生,這是因為芳香化酶基因能在性腺以外的組織中表達;芳香化酶對許多E2靶組織的發(fā)育和功能具有重要調(diào)節(jié)作用,尤其是大腦。
早在20世紀(jì)相關(guān)研究就指出魚類產(chǎn)前類固醇[1]對腦組織的影響,能夠調(diào)控成魚對性類固醇的生理響應(yīng)。這個重大研究結(jié)果具有深遠的影響,最終催生了“芳香化假說”,而該假說正是依據(jù)睪酮來源于胚胎睪丸,并在腦中特定區(qū)域產(chǎn)生不可逆性芳香化[2]的結(jié)果提出?,F(xiàn)在普遍認為,雖然雌激素在腦中產(chǎn)生,并具有多元性功能,但其中部分功能未必與繁殖有關(guān)。
腦芳香化酶見于所有脊椎動物中,在硬骨魚類[3,4]中輻鰭魚綱占非常大的數(shù)量(近3 000種)。硬骨魚的腦芳香化酶的功能和作用較為特殊,本文綜述了硬骨魚腦芳香化酶的活性、表達、調(diào)節(jié)和功能[3,5]。
1978年,Callard G等[6]首次揭示了芳香化酶和5α還原酶的活性。之后,在金魚Carassius auratus和蟾魚Opsanus tau的研究中發(fā)現(xiàn),用[3H]-雄烯二酮孵化的腦勻漿產(chǎn)生了大量特殊雌激素,芳香化酶活性在垂體和部分前腦區(qū)域特別高,尤其在下丘腦和視前葉區(qū)[7]。芳香化酶在魚類神經(jīng)內(nèi)分泌組織中同樣具有高表達特性。
用顯微解剖或穿孔技術(shù)研究大腦芳香化酶活性分布發(fā)現(xiàn)[8,9],三刺魚Gasterosteus aculeatus間腦中芳香化酶的活性最高,尤其是在下丘腦室周區(qū)域,包括視束前核結(jié)節(jié)外側(cè)核和垂體[8]。而非洲鲇Clarias gariepinu大腦視前區(qū)的芳香化酶活性最高,下丘腦腹側(cè)包括結(jié)節(jié)外側(cè)核和隱窩外側(cè)核的活性較低。同樣,歐洲海鱸Dicentrarchus labrax嗅球、中腦和下丘腦中的芳香化酶活性與腦垂體的接近,而視頂蓋、小腦和髓質(zhì)的活性較低[10]。
對金魚繁殖周期中芳香化酶活性自然變化的研究發(fā)現(xiàn),性類固醇能夠調(diào)節(jié)芳香化酶活性,4月、5月雌魚下丘腦前區(qū)/視前區(qū)達到高峰,是非繁殖期的6倍,而垂體的芳香化酶活性與繁殖周期無關(guān)[11]。在大西洋鮭Salmo salar、三刺魚Gasterosteus aculeatus和歐洲海鱸中也發(fā)現(xiàn),類固醇與芳香化酶活性強度密切相關(guān),特別是睪酮和芳香化酶活性之間的關(guān)系尤為密切[12]。
研究還發(fā)現(xiàn),繁殖期歐洲海鱸腦芳香化酶的活性變化顯著,最大值出現(xiàn)在產(chǎn)卵季節(jié),而腦芳香化酶活性在血清睪酮濃度和性腺指數(shù)達到最大時的前1~2個月達到高峰[11]。4月產(chǎn)卵前斜齒鳊Rutilus rutilus Cyp19a1b mRNA的表達量最高,產(chǎn)卵之后迅速下降,5月水平最低,7月腦垂體中Cyp19a1b的表達顯著增加,此時正值其性腺再次發(fā)育,8月進一步增加;而雄激素受體mRNA的表達也在8月最大,但esr1、esr2a以及esr2b沒有明顯的季節(jié)變化[12]。
第三輪全基因組復(fù)制硬骨魚譜系中顯示出基因組結(jié)構(gòu)的巨大變化[13],這被稱為“3R復(fù)制”。魚類存在許多復(fù)制基因,這些基因變化巨大。許多硬骨魚中存在兩個芳香化酶基因Cyp19a1a和Cyp19a1b,這與3R復(fù)制學(xué)說相吻合。
目前,硬骨魚的這兩個基因被統(tǒng)一命名為Cyp19a1a(卵巢芳香化酶)和Cyp19a1b(腦芳香化酶)。它們生成兩種結(jié)構(gòu)和功能不同的亞型,大部分各自在卵巢和腦中表達。這兩個基因存在于許多種類中,包括虹鱒Oncorhynchus mykiss、斑馬魚Danio rerio、尼羅羅非魚Oreochromis niloticus、歐洲海鱸、細棘海豬魚Halichoeres tenuispinis、底鳉Fundulus heteroclitus、點帶石斑魚Epinephelus coioides和黃鱔Monopterus albus。然而,目前在歐洲鰻鱺Anguilla anguilla和日本鰻鱺Anguilla japonica中只找到一個基因,這個基因在性腺和腦中都有表達,其表達受不同啟動子調(diào)控[14,15]。
由于芳香化酶活性的研究是在這兩種基因被發(fā)現(xiàn)之前,因此這兩種基因間的比對資料甚少。但在對金魚與中國倉鼠Cricetulus barabensis Pallas的腦型和卵巢型芳香化酶性能比較研究發(fā)現(xiàn),盡管雄烯二酮和睪酮的Km值相近,分別為2.5nM和1.1nM,但腦型Vm值比卵巢型要高。用β[3H]-雄烯二酮氚化水技術(shù)分析表明,水溫10~30℃時,海鱸勻漿和微粒體中芳香化酶活性呈線性變化。產(chǎn)卵期海鱸腦和卵巢勻漿的Km值分別為7.3nM和4.6nM,兩者差異不明顯,最大反應(yīng)速率是卵巢的4倍,與微粒體分析結(jié)果一致。由此得出,海鱸和金魚一樣,芳香化酶對雄烯二酮的親和力較高,比其他魚類和哺乳類高。
使用芳香化酶抗體技術(shù)首次確定了金魚Cyp19a1b的表達細胞。此研究在與繁殖有關(guān)的控制區(qū)域(視前區(qū)、下丘腦)對細胞進行了標(biāo)記,發(fā)現(xiàn)標(biāo)記的細胞具有神經(jīng)元外表[16]。然而只有少數(shù)的芳香化酶免疫活性細胞被標(biāo)記,這與在金魚腦中較高的芳香化酶活性和轉(zhuǎn)錄水平的研究結(jié)果不同。大量研究表明,芳香化酶B免疫活性細胞存在于后腦、中腦、間腦和前腦,廣泛分布于室周區(qū)域,尤其沿著下丘腦的第三腦室、視前區(qū)的視周層嗅球腹面中側(cè)、腹側(cè)核和端腦半球外緣較為豐富[15]。Forlano等[17]的研究還發(fā)現(xiàn),芳香化酶B在特有的細胞中表達,如放射性膠質(zhì)細胞。
原位雜交結(jié)果表明,虹鱒Cyp19a1b在前腦的視周層、端腦、間腦和中腦表達較高,在某種程度上與珍蟾魚Porichthys notatus相似,下丘腦、視前區(qū)和腦垂體雜交信號較強[17],而在視周層的半規(guī)隆凸、視頂蓋和第四腦室的雜交信號較弱。用芳香化酶B檢測抗體法發(fā)現(xiàn),虹鱒垂體腦葉和細胞邊緣端腦腦室以及間腦腹側(cè)有豐富的芳香化酶B免疫活性細胞,在視前區(qū)和下丘腦表達較高[18]。
原位雜交、免疫組化和GFP(綠色熒光蛋白)研究表明,斑馬魚腦中芳香化酶的分布與Cyp19a1b在放射性膠質(zhì)細胞中的結(jié)果一致。斑馬魚腦芳香化酶mRNA的這種表達模式與珍蟾魚一致,Cyp19a1b在視周層、近端嗅球的腦實質(zhì)、腹側(cè)端腦、視前區(qū)、下丘腦和垂體的前葉和后葉中都有轉(zhuǎn)錄[19]。
魚類的腦芳香化酶位于放射性膠質(zhì)細胞中表達,而鳥類和哺乳類的則主要在神經(jīng)細胞中表達[20,21]。哺乳類的放射性膠質(zhì)細胞在胚胎形成后消失,但隨著小鼠的不斷發(fā)育,在其皮層的放射性膠質(zhì)細胞中發(fā)現(xiàn)了芳香化酶[22]。鳥類的放射性膠質(zhì)細胞存在于成體腦的許多部分,它們通常不表達芳香化酶,但在受損的斑胸草雀Poephila guttata皮層中檢測到了芳香化酶免疫活性,而在其身體的相關(guān)部位卻沒有出現(xiàn)[23]。魚類的腦芳香化酶幾乎只在放射性膠質(zhì)細胞中表達,這說明此細胞作為硬骨魚中的祖細胞很可能參與神經(jīng)形成[24]。
Yang Zhang 等發(fā)現(xiàn)[25],黃鱔 Monopterus albus中存在兩種組織特異性啟動子I和II,分別影響腦和垂體。啟動子I包含一個非識別雌激素反應(yīng)元件(ERE),不能對E2產(chǎn)生響應(yīng);啟動子II包含一個雄激素反應(yīng)元件(ARE),能夠?qū)?DHT(Dihydrotestosterone,二氫睪酮)產(chǎn)生響應(yīng)。因此,雌激素?zé)o法上調(diào)黃鱔下丘腦和垂體中Cyp19a1b的表達,而雄激素也僅在腦垂體中上調(diào)Cyp19a1b的表達。由于啟動子的細胞特異性,在啟動子水平上研究Cyp19a1b基因調(diào)節(jié)的實驗較少。盡管斑馬魚體內(nèi)Cyp19a1b基因在放射性膠質(zhì)細胞中高度特異性表達,但在體外神經(jīng)膠質(zhì)細胞中同樣能表達[26]。
其他硬骨魚如點帶石斑魚Epinephelus coioides的Cyp19a1b基因近端區(qū)域包含一個保守的結(jié)合位點,用于與雌激素反應(yīng)組件ERE結(jié)合。Stat1(信號轉(zhuǎn)導(dǎo)和轉(zhuǎn)錄激活1 signal transducer and activator of transcription 1)和Rfx(X蛋白調(diào)節(jié)因子regulatory factor X protein)在近端啟動子區(qū)域同樣高度保守,這說明它們調(diào)節(jié)硬骨魚Cyp19a1b的表達同樣保守。斑馬魚中E2介導(dǎo)ERE來上調(diào)Cyp19a1b轉(zhuǎn)錄活性,可能存在一個能夠自動調(diào)節(jié)的正反饋途徑,調(diào)節(jié)腦芳香化酶的高表達。
在雌激素受體存在的情況下,多數(shù)細胞系的Cyp19a1b熒光素酶無法被E2所激活,說明E2對Cyp19a1b的調(diào)節(jié)取決于細胞環(huán)境。如黃鱔腦和垂體中Cyp19a1b的表達受組織特異性啟動子的調(diào)控,但體外環(huán)境中E2對腦特異性Cyp19a1b啟動子的活性沒有影響,也就不能刺激Cyp19a1b的表達。這說明除E2外可能還存在其他調(diào)節(jié)硬骨魚腦Cyp19a1b表達的因子[27]。Joel Cano-Nicolau等發(fā)現(xiàn),雌激素依賴型Cyp19a1b基因的上調(diào)必須在功能性雌激素受體ERs和神經(jīng)膠質(zhì)X因子的存在下才能奏效[28]。
斑馬魚和鯰的雄激素通過雌激素受體將其轉(zhuǎn)化成雌激素來上調(diào)Cyp19a1b的表達。Cyp 19a1b基因在體內(nèi)同樣受某些雄激素的調(diào)節(jié),尤其是睪酮(T)。黃鱔Cyp19a1b的腦垂體特異性啟動子包含一個ARE組件,該組件能通過雄激素直接刺激Cyp19a1b的表達。因此,硬骨魚類固醇上調(diào)垂體Cyp19a1b的表達至少存在兩種形式:一是黃鱔中的雄激素正反饋調(diào)節(jié),另一種是其他硬骨魚中的雌激素正反饋調(diào)節(jié)[27]。盡管雄激素反應(yīng)元件(ARE)參與調(diào)節(jié)Cyp19ab的表達,但轉(zhuǎn)染實驗說明,雄激素受體或ARE都不是刺激Cyp19a1b表達的必要條件。事實上,最近的研究顯示,雄性化受位于-348bp上的ER與ERE的結(jié)合介導(dǎo)。睪酮通過自身的芳香化轉(zhuǎn)化成E2影響ER,而DHT則通過自身代謝轉(zhuǎn)化成5α-androstan-3β,17β-diol,直接影響和激活 ERs[28]。哺乳類中DHT能夠變?yōu)?α-雄甾烷-3α-17β-二醇或5α-雄烷二醇中的任何一種[29]。雄魚的主要雄激素11-睪酮不可能轉(zhuǎn)化成雌激素類化合物,也就不能在體內(nèi)或體外上調(diào)Cyp19a1b啟動子活性[28]。這就解釋了為什么體內(nèi)或體外T和DHT不可能通過純抗雌激素ICI的方式上調(diào)Cyp19a1b[29]。
通過ER調(diào)節(jié),Cyp19a1b的表達局限于放射性膠質(zhì)細胞,在腦實質(zhì)的神經(jīng)細胞中腦芳香化酶都不表達[30]。存在雌激素時,ER不能有效調(diào)控魚腦中Cyp19a1b的表達。斑馬魚Cyp19a1b啟動子包含一個復(fù)雜的調(diào)節(jié)組件,位于起始位點-277和-257之間。其序列有20個堿基,被稱為GxRE,在細胞特異性和Cyp19a1b基因的E2調(diào)節(jié)中起重要作用[31]。敲除GxRE序列或其突變會造成E2-依賴型基因誘導(dǎo)率減少80%,說明ERE的必要性,但是,并不能有效地調(diào)節(jié)神經(jīng)膠質(zhì)環(huán)境中的雌激素來激活Cyp19a1b。這同樣說明GxRE可啟用特異性轉(zhuǎn)錄因子,與ERs協(xié)同作用。在ER和其他核受體或轉(zhuǎn)錄因子之間存在相關(guān)聯(lián)的因子(cross-talk)[32]。ER和其他轉(zhuǎn)錄因子之間的cross-talk的共同特性是能夠影響ER結(jié)構(gòu),決定ER亞型。GxRE和ER協(xié)同增強了特異性ER亞型或ER-磷酸化位點的E2刺激獨立性。重要的是,GxRE能夠作為自發(fā)的順式元件,在膠質(zhì)細胞環(huán)境中提高E2的刺激性[31]。與之相對,在非膠質(zhì)細胞系中加入GxRE不能增強ERE-reporter基因的作用。如果在誘導(dǎo)期間GxRE區(qū)域啟用轉(zhuǎn)錄因子能夠與E2-依賴型的ER共同作用,這與膠質(zhì)細胞特異性因子類似。為測試這種假說,用凝膠遷移分析法,將GxRE作為探針和不同細胞系提取物進行試驗。相關(guān)數(shù)據(jù)顯示,DNA邊界轉(zhuǎn)錄因子能夠與ER共同調(diào)節(jié)Cyp19a1b基因。GxRE包含的核心序列AGGTCA能夠啟用不同類型的核受體,肝臟受體同系物1(LRH-1)和孤兒核受體能夠介導(dǎo)睪丸中包含AGGTCA序列的Cyp19a1的表達[33]。
Callard G V等[34]研究發(fā)現(xiàn),斑馬魚的未受精卵Cyp19a1a和Cyp19a1b基因即開始轉(zhuǎn)錄,但是從受精后1.5h(hpf)到12hpf(原腸胚)Cyp19a1b的轉(zhuǎn)錄一直降低,這可能是由于母本mRNA的轉(zhuǎn)移和退化所致。斑馬魚受精卵3h開始轉(zhuǎn)錄芳香化酶,細胞分裂期(12~24hpf)開始緩慢增加;之后,在 24~48hpf Cyp19a1b mRNA快速增加,直至累積到120hpf[34]。受精后20d(dpf)左右性腺尚未分化,此時Cyp19a1b的表達分成兩個部分,這說明其表達與性腺分化相關(guān)。30~50dpf性腺分化期間,腦芳香化酶的表達與性腺芳香化酶不存在相關(guān)性[35]。需要指出的是,其他研究已經(jīng)證實雙峰模式的存在,但除青鳉屬和斑馬魚外的大多數(shù)魚類[36]沒有已知的性別決定基因,所以不可能知道雙峰群體是否與雌性和雄性相符。Denise Vizziano-Cantonnet等[37]研究發(fā)現(xiàn),在 35dpf時,虹鱒性腺未分化,雄性Cyp19a1b mRNA水平比雌性高,這種差異在50dpf后消失。
斑馬魚發(fā)育早期,雌激素受體和Cyp19a1b的表達存在時空關(guān)系。原位雜交和RT-PCR技術(shù)研究顯示,在24~48hpf斑馬魚雌激素受體esr1、esr2a,和esr2b的表達顯著性增加,這與Cyp19a1b基因的結(jié)果一致。這可能是胚胎暴露于純抗雌激素ICI 182 780下導(dǎo)致24~120hpf之間的Cyp19a1b的表達顯著下降。在視前區(qū)和下丘腦(24~48hpf時Cyp19a1b mRNA首次出現(xiàn)的區(qū)域),雌激素受體esr2b和esr2a的表達存在空間相關(guān)性。功能性雌激素受體在24~48hpf之間早已出現(xiàn),這是由于此階段胚胎暴露于雌激素或外來雌激素下,Cyp19a1b mRNA顯著增加,以及腦芳香化酶蛋白和Cyp19a1b-GFP在腦中的表達上調(diào)。
Cyp19a1b在魚類中樞神經(jīng)系統(tǒng)中的表達僅限于放射性膠質(zhì)細胞,芳香化酶活性異常是由于雌激素(或芳香化雄激素)對Cyp19a1b基因的高效誘導(dǎo)產(chǎn)生。正因為如此,雌激素(芳香化產(chǎn)物)刺激了該酶的表達?,F(xiàn)在仍未確認的是,這些雌激素潛在的功能是否只在大腦局部產(chǎn)生,盡管膜介導(dǎo)受體現(xiàn)已應(yīng)用到esr1和esr2的基因組效應(yīng),但這些膜介導(dǎo)效應(yīng)可能參與到GPR30、神經(jīng)遞質(zhì)受體等膜雌激素受體與生長因子的相互作用,以及這些膜效應(yīng)在硬骨魚中的普遍性仍未得到全面證實。
一般認為,芳香化酶是性腺分化的關(guān)鍵因子,上調(diào)Cyp19a1a是觸發(fā)和維持卵巢分化的必需條件,其下調(diào)是誘導(dǎo)睪丸分化的有效條件。腦芳香化酶在性別分化中也起作用。越來越多的研究表明,Cyp19a1b在早期發(fā)育和性腺、性別分化階段的表達呈性別二態(tài)型模式[38]。20日齡時,斑馬魚性別未分化,性腺組織的Cyp19a1b表達為雙峰模式,盡管發(fā)育后期逐漸消失,但是明確反映出性別二態(tài)性特征。高溫影響硬骨魚性別分化過程中的分子通路,進而影響性別比例。銀漢魚Odontesthes bonariensis的性別由溫度決定,隨著水溫不斷提升雄性腦芳香化酶的表達提高。Li等[39]研究發(fā)現(xiàn),高溫能夠顯著下調(diào)Cyp19a1a在尼羅羅非魚性腺中的表達。在黑鯛Acanthopagrus schlegeli中發(fā)現(xiàn)類固醇合成酶包括腦芳香化酶是在60dpf時表達,離睪丸分化期較遠。類固醇合成酶表達量的增加說明在腦的很多區(qū)域都存在雌二醇。這說明黑鯛的腦芳香化酶對雄性性別分化有重要作用[40]。在虹鱒中也有類似研究,性腺形態(tài)學(xué)分化之前雄性腦中神經(jīng)類固醇含量較高。許多研究揭示,神經(jīng)類固醇,尤其是神經(jīng)雌激素可能參與雄性腦分化。對歐洲海鱸的研究也發(fā)現(xiàn),Cyp19a1b在雄性與雌性中的表達水平明顯不同。許多物種在生活史中改變性別,這種性別可塑性是一種進化策略——動物改變性別有助于繁殖[41]。這意味著如果性腺是雙向的,腦也必須顯示出兩性潛勢。哺乳動物中在發(fā)育臨界期對睪丸進行腦芳香化,致使其腦向雄性化發(fā)展,最終產(chǎn)生雄性化個體,而且不可逆。魚類腦能夠調(diào)控雌雄異體物種的性別分化,但在后期發(fā)育中仍可借助激素誘導(dǎo)使其性別發(fā)生改變。Kobayashi等[42]認為,腦兩性潛勢呈永久性,但用激素改變性別非常快。這是因為激素能夠激活已有的分子調(diào)控機制,這種改變的機制尚不清楚。然而,芳香化酶在放射性膠質(zhì)細胞中的表達始于魚腦,且受性類固醇介導(dǎo),為雄激素和雌激素調(diào)節(jié)神經(jīng)活性提供底物。
改變芳香化酶活性能夠影響雄性性行為。雄激素或雌激素處理導(dǎo)致許多魚產(chǎn)生典型的雄性性行為,但其機制尚不清楚。type I雄性珍蟾魚通過聲音運動核控制魚鰾產(chǎn)生聲音吸引雌性進入巢穴完成繁殖[17]。而type II雄性聲音運動核的芳香化酶mRNA水平比type I雄性和雌性高,不需要產(chǎn)生聲音來吸引雌性,而是直接攻入雌性巢穴完成受精。與這種運動核里的芳香化酶表達一樣,雌激素處理能夠快速改變聲音產(chǎn)生的時間。睪酮對雌性和typeII雄性的效應(yīng)一樣,而在雌性中的作用完全取決于睪酮在雌二醇中的快速芳香化[43]。
Moulik等[44]研究發(fā)現(xiàn),許多硬骨魚在繁殖期間卵母細胞的發(fā)育和Cyp19a1b的表達量達最高水平,血清中E2水平也達到峰值,而野鯪Labeo rohita在整個繁殖期Cyp19a1b的表達水平?jīng)]有改變,這說明野鯪腦中Cyp19a1b對發(fā)育、繁殖和行為的作用很小或者沒有作用,至少成體如此。
雌激素能夠促進神經(jīng)發(fā)生、分化和遷移或提高繁殖能力。斑馬魚大腦皮質(zhì)的機械損傷導(dǎo)致芳香化酶在放射性膠質(zhì)細胞中表達以應(yīng)對損傷;這種表達與損傷部位的細胞增殖密切相關(guān)[23]。進一步研究顯示,雌激素直接參與應(yīng)對腦損傷,可能為其再生提供較好的環(huán)境以及保護新細胞。大鼠雌激素通過降低活性氧水平以及促進腦源性神經(jīng)營養(yǎng)因子(BDNF)和胰島素生長因子(IGF-1)等與生長有關(guān)因子的分泌來減少氧化損傷。但是,斑馬魚中的結(jié)果與此并不一致[45]。Diotel等[46]發(fā)現(xiàn),抑制斑馬魚神經(jīng)發(fā)生的雌激素和雌激素受體的作用并不能影響其細胞增殖。
魚腦具有較強的損傷修復(fù)能力。如斑馬魚能修復(fù)神經(jīng)損傷、脊髓橫斷、光照損傷、刺傷或化學(xué)損傷的中樞神經(jīng)系統(tǒng)[47]。放射性膠質(zhì)細胞的擴增聚集在損傷部位說明,此細胞能夠幫助新生的細胞遷移。這些結(jié)果進一步說明,芳香化酶具有很強的促進損傷部位細胞增殖的作用。雌激素和芳香化酶在保護和修復(fù)神經(jīng)中具有重要作用,損傷部位的芳香化酶表達上調(diào),而且能夠提高細胞增殖活性和加強腦修復(fù)。
魚腦是芳香化酶表達和發(fā)揮活性的主要部位[5]。哺乳類的神經(jīng)甾體完全產(chǎn)生于腦內(nèi)的假說促使科學(xué)家用孕烯醇酮和脫氫表雄酮(DHEA)的方法抑制雄性化或?qū)嶒瀯游锏哪I上腺切除。結(jié)果發(fā)現(xiàn),這兩種方法并不能改變腦內(nèi)某些類固醇激素的水平。研究發(fā)現(xiàn),腦部海馬體能合成雌二醇,這說明類固醇合成酶能夠在大腦中表達。鳥類類固醇合成酶同樣在腦發(fā)育期間的腦室區(qū)域表達[4]。
類固醇合成酶促反應(yīng)的第一步是將膽固醇前體轉(zhuǎn)化成C21-類固醇、孕烯醇酮(△5p)。該反應(yīng)由細胞色素P450scc催化,是一種線粒體酶,由Cyp11a1基因編碼。P450scc在大腦中的表達證據(jù)最早在小鼠中發(fā)現(xiàn)。P450scc和新生的以及成體鼠類[4,48]的海馬神經(jīng)元一樣都是在膠質(zhì)細胞中表達。斑馬魚14hpf時,Cyp11a1 mRNA開始在卵黃合胞體中出現(xiàn),成體時Cyp11a1 mRNA出現(xiàn)在性腺、腎上腺皮質(zhì)腺和腦中。用原位雜交和RT-PCR技術(shù)發(fā)現(xiàn),成體斑馬魚Cyp11a1基因同樣在端腦、腎小球和下丘腦中表達[14]。
細胞色素P450 17α羥化裂解酶(P450c17)是微粒體酶,具有兩種作用:羥化和裂解。P450c17首次在胖頭Pimephales promelas中發(fā)現(xiàn)。用RT-PCR和DNA雜交檢測發(fā)現(xiàn),P450c17在雌和雄性大腦中都有表達。在黑鯛中發(fā)現(xiàn)關(guān)鍵類固醇合成酶的轉(zhuǎn)錄(即 P450c 17),在 60dpf、120dpf和 150dpf時腦中表達,這說明魚腦是類固醇合成的起始部位[49]。
3β-HSD是一種類固醇合成關(guān)鍵酶,通過氧化和異構(gòu)作用催化孕烯醇酮轉(zhuǎn)化成黃體酮,17-羥基孕烯醇酮轉(zhuǎn)化成17-羥孕酮,以及脫氫表雄酮轉(zhuǎn)化成雄烯二酮(DHEA)。斑馬魚的3β-HSD-樣免疫反應(yīng)出現(xiàn)在端腦背部、丘腦核中央后側(cè)、視前區(qū)核和結(jié)節(jié)核后側(cè)等的神經(jīng)樣細胞中。高效液相色譜法顯示,成體斑馬魚腦能夠?qū)⒃邢┐纪D(zhuǎn)化成黃體酮,說明3β-HSD酶活性較高。研究發(fā)現(xiàn),90dah(孵化后天數(shù)days after hatching)時石斑魚前、中、后腦的Hsd3b1 mRNA表達水平較低,之后在110dah時前、中、后腦表達量明顯增加,相比于110dah 150dah時除中腦外前腦和后腦的表達水平顯著性降低。孵出和不同發(fā)育階段下丘腦Hsd3b1的mRNA表達水平?jīng)]有顯著性差異。90dah時前腦、下丘腦和后腦Hsd3b1的表達水平相似,而中腦的表達水平是其他部位的5倍。110dah時中腦和后腦的Hsd3b1 mRNA表達水平分別是前腦和下丘腦的14倍和3.2倍[50]。
3β顯示出明顯的性別二態(tài)性。雄性成體鯰中腦3β-HSD總體轉(zhuǎn)錄豐度比雌性高,分布的季節(jié)性變化說明雌雄之間存在差異。產(chǎn)卵前雄性延腦、端腦、下丘腦的3β-HSD活性最高,雌性下丘腦、嗅球和延腦3β-HSD活性最高,但無論雌雄,3β-HSD在腦垂體中的表達量都最低[51]。
17β-羥化類固醇脫氫酶(17β-HSD)是催化類固醇生物合成最后一步的一組酶。這些酶將雌激素酮轉(zhuǎn)化成雌二醇(反之亦然),是催化哺乳類和非哺乳類脊椎動物減少雄烯二酮轉(zhuǎn)化成睪酮的關(guān)鍵酶。魚類有多達9種類型的17β-HSD,只有4種具有催化活性和表達模式。斑馬魚17β-HSD在精巢和卵泡中表達,但是RT-PCR顯示,17β-HSD 1,2,3型同樣能夠在雌魚和雄魚的腦中表達,但斑馬魚缺少 17β-HSD-2 型酶[52]。
5α-還原酶也是一種微粒體酶,能夠減少某些類固醇底物的C4-C5雙鍵,能顯著催化睪酮向更強勢的5α二氫睪酮轉(zhuǎn)化(或?qū)ⅫS體酮轉(zhuǎn)化成二氫孕酮以及將11-脫氧皮質(zhì)酮轉(zhuǎn)化成5α-二羥去氧皮質(zhì)酮)[4]。研究發(fā)現(xiàn),早期硬骨魚腦中5α-還原酶活性較高[6],隨后的研究證實,金魚和蟾魚腦中5α-還原酶活性也較高。最近發(fā)現(xiàn),非洲肺魚Protopterus annectens具有5α-還原酶免疫反應(yīng)性,但是未發(fā)現(xiàn)5α還原酶在硬骨魚中細胞定位的相關(guān)信息。
Foxl2是fox家族中一員,在發(fā)育過程中起轉(zhuǎn)錄調(diào)節(jié)作用,包括調(diào)節(jié)卵巢和睪丸的分化、發(fā)育和維持[53]。Foxl2在尼羅羅非魚、牙鲆Paralichthys olivaceus、歐洲海鱸 Dicentrarchus labrax、虹鱒、青鳉Oryzias latipes和尖齒胡鯰Clarias gariepinus中能夠與性腺特異性Cyp19基因啟動子結(jié)合,抑制雄性的性別分化通路而促進卵巢的分化和發(fā)育。其另一個結(jié)合位點在芳香化酶外顯子的5’-側(cè)翼區(qū)。魚類Foxl2a在性腺中顯示出明確的性別二態(tài)性,在卵巢中的表達水平比精巢高[54]。
Cyp19a1a、Cyp19a1b和Foxl2并列表達,其他轉(zhuǎn)錄因子如Ad4BP和SF-1同樣參與調(diào)節(jié)Cyp19a1a的表達,這可能是因為Foxl2基因不能單獨激活芳香化酶的表達,需要其他因子共同調(diào)節(jié)。
Cyp11a酶能夠?qū)⒛懝檀嫁D(zhuǎn)化成孕烯醇酮,其表達模式受 Sf-1、Dax-1、TreP-132、LBP 和 GATA 等轉(zhuǎn)錄因子的調(diào)節(jié)。Cyp11a1是所有類固醇激素合成的限速酶。石斑魚[51]的Cyp11a1 mRNA在110dah時表達,前腦、中腦和下丘腦表達量增加,之后逐漸降低,這與黑鯛類似。這些結(jié)果說明,硬骨魚腦能夠?qū)⒛懝檀嫁D(zhuǎn)化成孕烯醇酮。Cyp17a1 mRNA類似,黑鯛Cyp17a1自性腺分化期開始表達。虹鱒雄性腦中Cyp11a1、Hsd3b1、Cyp17a1和 Cyp19a1b基因的表達以及芳香化酶活性在性腺形態(tài)學(xué)分化(35~39dpf)之前較高,說明硬骨魚腦中神經(jīng)類固醇基因的表達較為強烈,很可能在早期發(fā)育階段產(chǎn)生神經(jīng)甾體。先前的研究發(fā)現(xiàn),雄激素處理能降低虹鱒精巢Cyp11a基因的表達,而乙炔基雌二醇(EE2)能上調(diào)大西洋鮭卵母細胞中Cyp11a的表達。用17α甲基睪丸酮(MT)處理后的黃顙魚Pelteobagrus fulvidraco卵巢Cyp11a的表達下降[55](Cyp11b2酶能夠催化11-酮睪的合成)。
成熟魚中芳香化酶的活性較高是受雌激素和雄激素的影響,提高了放射性膠質(zhì)細胞中Cyp19a1b基因的上調(diào)。然而,芳香化酶在這些細胞中的功能很大程度上源于推測。事實上放射性膠質(zhì)細胞是成魚中芳香化酶表達的起始細胞,這說明雌激素在神經(jīng)發(fā)生中參與了經(jīng)典的分子機制。越來越多的證據(jù)顯示,芳香化酶在腦性別分化中起作用,參與影響了動物的性行為。硬骨魚腦是產(chǎn)生芳香化酶底物的起始者。如果腦不需要性腺產(chǎn)生芳香化雄激素,那么就從根本上改變了腦芳香化的功能性意義。最近在對斑馬魚腦的研究中發(fā)現(xiàn),激活關(guān)鍵類固醇合成酶是導(dǎo)致芳香化雄激素的原因。原位雜交發(fā)現(xiàn)了腦芳香化酶表達細胞的表達模式。這些結(jié)果進一步說明魚腦確實是類固醇合成器官,在缺乏性腺雄激素的情況下能夠在放射性膠質(zhì)祖細胞中產(chǎn)生雌二醇??紤]到雌激素在增殖、分化和細胞凋亡上的作用,這種性能有助于提高腦神經(jīng)活性和特殊的可塑性。放射性膠質(zhì)祖細胞存在于許多區(qū)域和貫穿整個生活史說明神經(jīng)發(fā)生能夠在腦中發(fā)生并貫穿整個成體期。
成魚腦的神經(jīng)發(fā)生與其他模式生物類似,如存在側(cè)遷移流。胚胎神經(jīng)發(fā)生機制(放射性膠質(zhì)細胞促進腦的生長)也與其他模式生物類似??紤]到芳香化酶的表達對雌激素和雄激素的高度敏感性,性腺活性有可能進一步調(diào)節(jié)某些區(qū)域的神經(jīng)性活性和可塑性。如視前區(qū)和下丘腦內(nèi)側(cè)基底部芳香化酶表達活性最高。這些特性可能構(gòu)建了貫穿整個生活史的性別特異性環(huán)路。對鳥類和小鼠中的研究發(fā)現(xiàn),翻譯后的機制能夠快速調(diào)節(jié)芳香化酶活性,比如磷酸化作用[24]。這種快速的改變能夠解釋同步的雌雄同體中的雄性和雌性之間的轉(zhuǎn)變。其精確機制有待研究,尤其是關(guān)于雌激素受體(ERα、ERβ和ERβ2)在魚類神經(jīng)發(fā)生中的作用[5],以及GPR30的作用和其他膜介導(dǎo)效應(yīng)。最近發(fā)現(xiàn),在哺乳類中樞神經(jīng)系統(tǒng)(CNS)中GPR30通過雌激素調(diào)節(jié)腦部的不同功能。盡管GPR30在卵母細胞和魚類性腺中表達,其在大腦中的表達模式和功能尚待研究。
[1] Markov G V,Tavares R,Dauphin V C,et al.Independent elaboration of steroid hormone signaling pathways in metazoans[J].Proc Natl Acad Sci USA,2009,106(29):11913-11918.
[2] MacLusky N J and Naftolin F.Sexual differentiation of the central nervous system[J].Science,1981,211(4488):1294-1302.
[3] Forlano P M,Schlinger B A and Bass A H.Brain aromatase:new lessons from non-mammalian model systems[J].Front Neuroendocrinol,2006,27(3):247-274.
[4] Do Rego J L,Seong J Y,Burel D,et al.Neurosteroid biosynthesis:enzymatic pathways and neuroendocrine regulation by neurotransmitters and neuropeptides[J].Front Neuroendocrinol,2009,30(3):259-301.
[5] PellegriniE,MenuetA,LethimonierC,etal.Relationshipsbetween aromataseand estrogen receptorsin thebrain ofteleost fish[J].GenCompEndocrinol,2005,142(1-2):60-66.
[6] Callard G V,Petro Z and Ryan K J.Phylogenetic distribution of aromatase and other androgen-converting enzymes in the central nervous system[J].Endocrinology,1978,103(6):2283-2290.
[7] Pasmanik Mand Callard G V.Aromatase and 5 alpha-reductase in the teleost brain,spinal cord,and pituitary gland[J].Gen Comp Endocrinol,1985,60(2):244-251.
[8] Borg B,Timmers R J and Lambert J G.Aromatase activity in the brain of the three-spined stickleback,Gasterosteus aculeatus.I.Distribution and effects of season and photoperiod[J].Exp Biol,1987,47(2):63-68.
[9] Timmers R J,Lambert J G,Peute J,et al.Localization of aromatase in the brain of the male African catfish,Clarias gariepinus(Burchell),by microdissection and biochemical identification[J].J Comp Neurol,1987,258(3):368-377.
[10] Gonzalez A and Piferrer F.Aromatase activity in the European sea bass (Dicentrarchus labrax L.)brain.Distribution and changes in relation to age,sex,and the annual reproductive cycle[J].Gen Comp Endocrinol,2003,132(2):223-230.
[11] Pasmanik Mand Callard G V.Changes in brain aromatase and 5 alpha-reductase activities correlate significantly with seasonal reproductive cycles in goldfish(Carassius auratus)[J].Endocrinology,1988,122(4):1349-1356.
[12] Achim T,Hana K,Sven W,et al.Up-regulation of gonadotropin mRNA-expression at the onset ofgametogenesis in the roach (Rutilus rutilus):evidence for an important role of brain-type aromatase (cyp19a1b)in the pituitary[J].General and Comparative Endocrinology,2012,178:529-538.
[13] Steinke D,Hoegg S,Brinkmann H,et al.Three rounds(1R/2R/3R)of genome duplications and the evolution of the glycolytic pathwayin vertebrates[J].BMC Biol,2006,4:16.
[14] Ijiri S,Kazeto Y,Lokman P M,et al.Characterization of a cDNA encoding P-450aromatase (CYP19) from Japanese eel ovary and its expression in ovarian follicles during induced ovarian development[J].Gen Comp Endocrinol,2003,130(2):193-203.
[15] Tzchori I,Degani G,Hurvitz A,et al.Cloning and developmental expression of the cytochrome P450 aromatase gene(CYP19)in the European eel(Anguilla anguilla)[J].Gen Comp Endocrinol,2004,138(3):271-280.
[16] Gelinas D and Callard G V.Immunolocalization of aromatase and androgen receptor-positive neurons in the goldfish brain[J].Gen Comp Endocrinol,1997,106(2):155-168.
[17] Forlano P M,Deitcher D L,Myers D A,et al.Anatomical distribution and cellular basis for high levels of aromatase activity in the brain of teleost fish:aromatase enzyme and mRNA expression identify glia as source[J].J Neurosci,2001,21(22):8943-8955.
[18] MenueA t,Anglade I,Guevel R L,et al.Distribution of aromatase mRNA and protein in the brain and pituitary of female rainbow trout:comparison with estrogen receptor alpha[J].J Comp Neurol,2003,462(2):180-193.
[19] Goto K R,Kight K E,Zohar Y,et al.Localization and expression of aromatase mRNA in adult zebrafish[J].Gen Comp Endocrinol,2004,139(1):72-84.
[20] Balthazart J and Ball G F.Newinsights into the regulation and function of brain estrogen synthase (aromatase)[J].Trends Neurosci,1998,21(6):243-249.
[21] Wu M V,Manoli D S,Fraser E J,et al.Estrogen masculinizes neural pathways and sex-specific behaviors[J].Cell,2009,139(1):61-72.
[22] Martinez C V,Noctor S C and Kriegstein A R.Estradiol stimulates progenitor cell division in the ventricular and subventricular zones ofthe embryonic neocortex[J].Eur J Neurosci,2006,24(12):3475-3488.
[23] Peterson R S,Lee D W,Fernando G,et al.Radial glia express aromatase in the injured zebra fish brain[J].Journal ofComparative Neurology,2004,475(2):261-269.
[24] Tchoudakova A,Kishida Mand Wood E.Promoter char-acteristics of two cyp19 genes differentially expressed in the brain and ovary of teleost fish[J].J Steroid Biochem Mol Biol,2001,78(5):427-439.
[25] ZhangYang,ZhangShen,Zhou Wenliang,et al.Androgen rather than estrogen up-regulates brain-type cytochrome P450 aromatase(cyp19a1b)gene via tissue-specific promoters in the hermaphrodite teleostricefield eel Monopterus albus [J].Molecular and Cellular Endocrinology,2012,350(1):125-135.
[26] Menuet A,Pellegrini E,Brion F,et al.Expression and estrogen-dependent regulation of the zebrafish brain aromatase gene[J].J Comp Neurol,2005,485(4):304-320.
[27] Joel C N,Clémentine G,Nathalie H,et al.Several synthetic progestins disrupt the glial cell specific-brain aromatase expression in developing zebra fish[J].Toxicology and Applied Pharmacology,2016,305:12-21.
[28] Mouriec K,Gueguen M M,Manuel C,et al.Androgens upregulate cyp19a1b (aromatase B)gene expression in the brain ofzebrafish (Danio rerio)through estrogen receptors[J].Biol Reprod,2009,80(5):889-896.
[29] Handa R J,Pak TR,Kudwa AE,et al.An alternate pathwayfor androgen regulation ofbrain function:Activation of estrogen receptor beta by the metabolite of dihydrotestosterone,5α-androstane 3β,17 βdiol[J].Horm Behav,2008,53(5):741-752.
[30] Anglade I,Pakdel F,BailhachT e,et al.Distribution of estrogen receptor-immunoreactive cells in the brain of the rainbow trout (Oncorhynchus mykiss)[J].J Neuroendocrinol,1994,6(5):573-583.
[31] Page Y Le,Menuet A,Kah O,et al.Characterization of a cis-acting element involved in cell-specific expression of the zebrafish brain aromatase gene[J].Mol Reprod Dev,2008,75(10):1549-1557.
[32] Metivier R,Stark A,Flouriot G,et al.Adynamic structural model for estrogen receptor-alpha activation by ligands,emphasizing the role ofinteractions between distant A and E domains[J].Mol Cell,2002,10(5):1019-1032.
[33] Pezzi V,Sirianni R,Chimento A,et al.Differential expression of steroidogenic factor-1/adrenal 4 binding protein and liver receptor homolog-1(LRH-1)/fetoprotein transcription factor in the rat testis:LRH-1 as a potential regulatoroftesticulararomataseexpression[J].Endocrinology,2004,145(5):2186-2196.
[34] Callard G V,Tchoudakova A V,Kishida M,et al.Differential tissue distribution,developmental programming,estrogen regulation and promoter characteristics of cyp19 genes in teleost fish[J].J Steroid BiochemMol Biol,2001,79(1):305-314.
[35] Kallivretaki E,Eggen R I,Neuhauss S C,et al.The zebrafish,brain-specific,aromatase cyp19a2 is neither expressed nor distributed in a sexually dimorphic manner duringsexual differentiation[J].DevDyn,2007,236(11):3155-3166.
[36] Schartl M.A comparative view on sex determination in medaka[J].Mech Dev,2004,121(7-8):639-645.
[37] Denise V C,Isabelle A,Elisabeth P,et al.Sexual dimorphism in the brain aromatase expression and activity,and in the central expression of other steroidogenic enzymes duringthe period ofsexdifferentiation in monosexrainbow troutpopulations[J].GeneralandComparativeEndocrinology,2011,170(2):346-355.
[38] Trant J M,Gavasso S,Ackers J,et al.Developmental expression of cytochrome P450 aromatase genes(CYP19a and CYP19b)in zebrafish(Danio rerio)fry[J].Exp.Zool.2001,290(5):475-483.
[39] Chun G L,Hui W,Hong J C,et al.Differential expression analysis of genes involved in high-temperature induced sex differentiation in Nile tilapia [J].Comparative Biochemistry and Physiology Part B:Biochemistry and Molecular Biology,2014,177-178:36-45.
[40] Tomy S,Wu G C,Huang H R,et al.Developmental expression of key steroidogenic enzymes in the brain of protandrous black porgy fish,Acanthopagrus schlegeli[J].Neuroendocrinol.2007,19(8):643-655.
[41] Munday P L,Buston P Mand Warner R R.Diversity and flexibility of sex-change strategies in animals[J].Trends Ecol Evol,2006,21(2):89-95.
[42] Kobayashi M,Sorensen P W and Stacey N E.Hormonal and pheromonal control of spawning behavior in goldfish[J].Fish Physiol and Biochem,2002,26(1):71-84.
[43] Remage H L and Bass A H.Plasticity in brain sexuality is revealed by the rapid actions of steroid hormones[J].J Neurosci,2007,27(5):1114-1122.
[44] Sujata R M,Puja P,Suravi M,et al.Gonadotropin and sf-1 regulation of cyp 19a1a gene and aromatase activity during oocyte development in the rohu,L.rohita[J].Comparative Biochemistry and Physiology Part A:Molecular&Integrative Physiology,2016,196:1-10.
[45] XingL,Maddie J V and Vance LT.Role ofaromatase and radial glial cells in neurotoxin-induced dopamine neuron degeneration and regeneration[J].General and Comparative Endocrinology,2017,241:69-79.
[46] Diotel N,Vaillant C,Gabbero C,et al.Effects of estradiol in adult neurogenesis and brain repair in zebrafish[J].HormBehavior,2013,63(2):193-207.
[47] Becker C G and Becker T.Adult zebrafish as a model for successful central nervous system regeneration[J].Restor Neurol Neurosci,2008,26(2-3):71-80.
[48] KimotoT,Tsurugizawa T,Ohta Y,et al.Neurosteroid synthesis by cytochrome p450-containing systems localized in the rat brain hippocampal neurons:N-methyl-D-aspartate and calcium-dependent synthesis[J].Endocrinology,2001,142(8):3578-3589.
[49] Strobl M P H,Lethimonier C,Gueguen M M,et al.Somoza,Brain aromatase (Cyp19A2)and estrogen receptors,in larvae and adult pejerrey fish,Odontesthes bonariensis:neuroanatomical and functional relations[J].Gen Comp Endocrinol,2008,158(2):191-201.
[50] Ganesan N,Adimoolam A and Ching F C.Neurosteroidogenic enzymes and their regulation in the earlybrain ofthe protogynous grouper Epinephelus coioides during gonadal sexdifferentiation[J].GeneralandComparativeEndocrinology,2013,181(2):271-280.
[51] Surabhi M and Radha C.Distribution and localization of 3-hydroxysteroiddehydrogenase(3β-HSD)in the brain and its regions of the catfish Heteropneustes fossilis[J].General and Comparative Endocrinology,2017,241:80-88.
[52] Mindnich R,Haller F,Halbach F,et al.Androgen metabolism via 17 beta-hydroxysteroid dehydrogenase type 3 in mammalian and non-mammalian vertebrates:comparison of the human and the zebrafish enzyme[J].J Mol Endocrinol,2005,35(2):305-316.
[53] HuifeLn,XingjiangM,LangG,et al.Characterization and gonadal expression of FOXL2 relative to Cyp19a genes in spotted scat Scatophagus argus[J].Gene,2015,561(1):6-14.
[54] Caulier M,Brion F,Chadili E,et al.Localization of steroidogenic enzymes and Foxl2a in the gonads ofmature zebrafish(Danio rerio)[J].Comparative Biochemistry and Physiology Part A:Molecular&Integrative Physiology,2015,188:96-106.
[55] Xiong S,Jing J,Wu J,et al.Characterization and sexual dimorphic expression of cytochrome P450 genes in the hypothalamic-pituitary-gonad axis of yellow catfish[J].General and Comparative Endocrinology,2015,216:90-97.