周炎　鄧明　賀斌　劉世清

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大鼠誘發(fā)性骨關(guān)節(jié)炎模型構(gòu)建研究進展

周炎鄧明賀斌劉世清

隨著社會人口老齡化，骨關(guān)節(jié)炎(OA)發(fā)病率呈逐年上升趨勢，已演變成為嚴重影響老年人健康及生活質(zhì)量的疾病之一。OA的病因及發(fā)病機制尚不明確，構(gòu)建大鼠OA模型是研究OA發(fā)病機制、病理過程及治療方法的重要手段之一。目前可通過機械制動或運動損傷、關(guān)節(jié)腔藥物注射、外科手術(shù)等方法構(gòu)建大鼠OA模型。不同誘發(fā)因素構(gòu)建出的大鼠OA模型具有不同特性，各有優(yōu)勢，需根據(jù)實驗條件和研究目的等合理選擇。該文就大鼠誘發(fā)性O(shè)A模型構(gòu)建研究進展作一綜述。

骨關(guān)節(jié)炎；模型；動物；大鼠

骨關(guān)節(jié)炎(OA)是一種以慢性、進展性軟骨變性及軟骨下骨重塑為特點的退行性骨關(guān)節(jié)病，常伴有不同程度的滑膜炎癥，臨床表現(xiàn)為關(guān)節(jié)腫脹、疼痛、僵硬及活動受限[1-2]。隨著社會人口老齡化，OA發(fā)病率呈逐年上升趨勢，嚴重影響老年人健康及生活質(zhì)量，進而演變成嚴重的社會問題，值得關(guān)注。近年來，多學(xué)者[3-4]對OA開展了大量動物體內(nèi)實驗研究，大多通過構(gòu)建實驗動物OA模型研究其發(fā)病機制、病理過程以及防治方法等。大鼠作為嚙齒目鼠科中體型較大的動物，生存及抗感染能力較強，能耐受關(guān)節(jié)手術(shù)，常用于構(gòu)建OA模型，進行OA疼痛及療效評估等方面的研究。據(jù)統(tǒng)計[5]，目前超過1/4的動物OA模型選擇大鼠作為實驗動物。根據(jù)OA模型的構(gòu)建方法可將其分為自發(fā)模型和人工誘發(fā)模型兩類。其中自發(fā)模型基本為自然條件下產(chǎn)生或通過基因突變的異常表現(xiàn)獲得，如STRPort小鼠、Harthy豚鼠等[6]，而更多研究選擇人工誘發(fā)構(gòu)建大鼠OA模型，主要通過機械制動或運動損傷、關(guān)節(jié)腔內(nèi)藥物注射、外科手術(shù)干預(yù)等方法進行構(gòu)建。不同誘發(fā)因素構(gòu)建的大鼠OA模型具有不同特性，各具優(yōu)勢，需根據(jù)實驗條件及研究目的合理選擇OA模型構(gòu)建方法。理想的動物OA模型構(gòu)建方法應(yīng)能準確、良好地模擬人類OA病理過程，此時緩慢性進展模型或自發(fā)性模型優(yōu)勢尤為明顯。但實際科研工作中由于經(jīng)費及時間等限制，難以獲得理想的OA模型，選擇具有操作方便易行、穩(wěn)定性高、干擾因素少等特性的造模方法更為現(xiàn)實。本文對大鼠誘發(fā)性O(shè)A模型構(gòu)建研究進展作一綜述。

1　機械制動或運動損傷

機械制動后關(guān)節(jié)軟骨喪失壓力泵作用，關(guān)節(jié)滑膜向關(guān)節(jié)軟骨浸潤并與之粘連，關(guān)節(jié)囊、關(guān)節(jié)周圍肌肉攣縮等導(dǎo)致關(guān)節(jié)軟骨面壓力增高及關(guān)節(jié)軟骨失營養(yǎng)萎縮，為機械制動造成關(guān)節(jié)軟骨退行性變發(fā)生的相關(guān)因素。通過機械制動或運動損傷建立大鼠OA模型避免了關(guān)節(jié)穿刺及手術(shù)創(chuàng)傷對關(guān)節(jié)腔的干擾作用，受其他干擾因素少，但大鼠關(guān)節(jié)長期制動依從性差，難以長時間維持固定效果，且易發(fā)生僵硬膝。Ando等[7]將成年雄性SD大鼠膝關(guān)節(jié)屈曲150°固定，并根據(jù)其脛骨與股骨關(guān)節(jié)接觸情況，在矢狀面上將膝關(guān)節(jié)分為接觸區(qū)、中間區(qū)及非接觸區(qū)，固定至少2周后通過HE及番紅O染色發(fā)現(xiàn)，接觸區(qū)軟骨面萎縮，中間區(qū)軟骨細胞肥大，而非接觸區(qū)除番紅O染色強度減弱外，無其他結(jié)構(gòu)性改變。Gu等[8]采用克氏針將SD大鼠膝關(guān)節(jié)屈曲150°固定，2周后拆除外固定，拆除后4周觀察發(fā)現(xiàn)，其膝關(guān)節(jié)軟骨光澤度下降，軟骨面不平整，組織形態(tài)學(xué)顯示軟骨細胞肥大，軟骨形態(tài)不規(guī)則，番紅O染色顯示軟骨上層及中間層細胞基質(zhì)中蛋白聚糖(PG)含量明顯減少，且改良Mankin評分升高。Maerz等[9]應(yīng)用機械裝置將成年大鼠膝關(guān)節(jié)屈曲100°固定，機械加壓或松弛(8 mm/s)作用于脛骨使其軸向移位3 mm，制備創(chuàng)傷后OA模型，其構(gòu)建機制為機械應(yīng)力誘發(fā)前交叉韌帶損傷且同時伴有外側(cè)副韌帶損傷，導(dǎo)致大鼠膝關(guān)節(jié)不穩(wěn)定，該方法不僅可構(gòu)建創(chuàng)傷性O(shè)A模型，還可構(gòu)建前交叉韌帶損傷模型。

關(guān)節(jié)運動損傷由關(guān)節(jié)軟骨持續(xù)異常負荷引起，可導(dǎo)致關(guān)節(jié)軟骨基質(zhì)降解及PG丟失，形成OA。關(guān)節(jié)運動損傷構(gòu)建的OA模型可模擬人類運動性關(guān)節(jié)損傷，此類OA模型關(guān)節(jié)軟骨可發(fā)生進行性退變，符合OA自然發(fā)病過程，但造模周期長、工作量大，難以廣泛普及應(yīng)用。de Souza等[10]采用跑步機誘導(dǎo)成年雄性Wistar大鼠OA模型，對大鼠進行每周5 d、持續(xù)6周的被動跑步活動(預(yù)計每只大鼠活動總距離為35 km)，之后采用拉曼光譜學(xué)檢查進行組織形態(tài)分析，結(jié)果顯示大鼠膝關(guān)節(jié)軟骨礦化及組織重塑增加。Lee等[11]采用各軌道角度在0°～15°范圍、跑步速率為1～30 m/min的自動化多軌道跑步器對大鼠進行每日1 h、每周5 d的功能訓(xùn)練，10周后HE及番紅O染色顯示，大鼠膝關(guān)節(jié)軟骨出現(xiàn)垂直裂縫，關(guān)節(jié)軟骨受侵蝕及骨贅形成，TUNEL染色顯示軟骨細胞凋亡增加。

2　關(guān)節(jié)腔藥物注射

關(guān)節(jié)腔藥物注射構(gòu)建大鼠OA模型的報道較多，該方法具有操作簡單、關(guān)節(jié)腔穿刺創(chuàng)傷小、干擾因素單一、模型相對穩(wěn)定且造模周期較短等特性，尤其在誘發(fā)觸覺疼痛方面具有獨特優(yōu)勢。但關(guān)節(jié)腔藥物注射構(gòu)建大鼠OA模型早期即易出現(xiàn)關(guān)節(jié)軟骨破壞發(fā)展迅速、軟骨細胞廣泛死亡等現(xiàn)象，與骨關(guān)節(jié)進行性退變病程相悖，難以準確模擬OA關(guān)節(jié)軟骨的結(jié)構(gòu)性改變，不能體現(xiàn)人類自發(fā)性及創(chuàng)傷性O(shè)A的發(fā)病特點。目前，關(guān)節(jié)腔藥物注射構(gòu)建大鼠OA模型在觸覺疼痛方面的研究中獲得了高度認可。以下將介紹關(guān)節(jié)腔注射構(gòu)建大鼠OA模型常用藥物。

2.1膠原酶

膠原酶可從溶組織梭狀細胞芽孢桿菌中提取，具有水解結(jié)締組織中膠原蛋白的作用，能在較短時間內(nèi)誘導(dǎo)關(guān)節(jié)軟骨炎性反應(yīng)，但對溫度、pH值及刺激蛋白質(zhì)變性的各種因素均極為敏感，易受外界條件影響而變性。Liu等[12]將50 μL膠原酶(6 mg/mL)注射至5周齡SD大鼠膝關(guān)節(jié)腔，4 d后重復(fù)注射1次，30 d后觀察發(fā)現(xiàn)，其膝關(guān)節(jié)腫脹及僵硬程度明顯加重，HE及番紅O染色顯示軟骨面破壞，PG含量明顯減少，免疫組化染色結(jié)果顯示軟骨關(guān)節(jié)面白細胞介素(IL)-1β含量明顯升高。Adaes等[13]將25 μL Ⅱ型膠原酶(500 U/mL)注射至大鼠膝關(guān)節(jié)腔，1周后觀察發(fā)現(xiàn)其運動刺激疼痛明顯增加，并伴有膝關(guān)節(jié)腫脹等炎性反應(yīng)，6周后出現(xiàn)軟骨細胞集群及肥大、軟骨侵蝕、PG丟失等。Mangueira等[14]通過膝關(guān)節(jié)注射膠原酶構(gòu)建大鼠OA模型，19 d后采用拉曼光譜學(xué)檢查進行組織形態(tài)定量分析，結(jié)果顯示其膝關(guān)節(jié)軟骨中Ⅱ型及Ⅲ型膠原含量明顯降低。

2.2碘乙酸鹽

碘乙酸鹽(IAA)是甘油醛-3-磷酸脫氫酶(GAPDH)的抑制劑，可導(dǎo)致軟骨基質(zhì)降解及丟失、滑膜炎性改變，多用于大鼠膝關(guān)節(jié)腔注射誘導(dǎo)OA模型。Chandran等[15]將50 μL IAA(60 mg/mL)注射至大鼠膝關(guān)節(jié)腔，通過后肢握力評估疼痛，結(jié)果顯示20 d后大鼠出現(xiàn)持久的抗壓握力運動引起的疼痛。Bianchi等[16]將25 μL谷氨酸鈉碘乙酸(MIA，80 mg/mL)注射至大鼠膝關(guān)節(jié)腔，14 d后組織學(xué)觀察發(fā)現(xiàn)其膝關(guān)節(jié)表面不連續(xù)，軟骨中層出現(xiàn)垂直裂隙，軟骨細胞部分壞死，同時基質(zhì)金屬蛋白酶(MMP)-13表達明顯增高。Mohan等[17]將低劑量MIA(0.2 mg)注射至8周齡雄性Wistar大鼠膝關(guān)節(jié)腔，2周后出現(xiàn)早期OA表現(xiàn)，膝關(guān)節(jié)骨小梁消失，6、10周后膝關(guān)節(jié)軟骨發(fā)生退變、軟骨下骨硬化及骨贅形成。Boudenot等[18]對大鼠膝關(guān)節(jié)腔注射100 μL IAA(10 mg/mL)構(gòu)建OA模型并使其進行間斷性功能鍛煉，4周后觀察其骨密度及軟骨下骨小梁微體系結(jié)構(gòu)，結(jié)果發(fā)現(xiàn)間斷性功能鍛煉可提高IAA構(gòu)建的大鼠OA模型骨密度，同時可增加完整骨細胞陷窩表面積。Naveen等[19]分別采用IAA關(guān)節(jié)腔注射與前交叉韌帶切斷構(gòu)建大鼠OA模型，1～2周后對其進行組織學(xué)、生化及生物力學(xué)比較，結(jié)果發(fā)現(xiàn)兩組出現(xiàn)相當(dāng)?shù)能浌峭俗儽憩F(xiàn)，但由于IAA關(guān)節(jié)腔注射快速、微創(chuàng)及可重復(fù)性高，更值得推薦。目前IAA關(guān)節(jié)腔注射構(gòu)建大鼠OA模型主要用于觸覺疼痛等方面的研究，多從后肢負重、機械痛覺過敏及后肢握力等方面進行評估，但用于延緩OA軟骨病變及抗OA藥物等方面的研究有一定局限性[20-22]。

2.3木瓜蛋白酶

木瓜蛋白酶是一種蛋白水解酶，能有效去除軟骨細胞膜上的有絲分裂抑制因子，使軟骨基質(zhì)內(nèi)PG發(fā)生降解，從而導(dǎo)致軟骨細胞與水結(jié)合功能破壞及PG減少。Siebelt等[23]將木瓜蛋白酶-半胱氨酸溶液30 μL(40 mg/mL)注射至16周齡雄性Wistar大鼠膝關(guān)節(jié)腔，并讓其在自動嚙齒動物跑步機中活動，活動頻率為500 m/d、每周活動5 d，6周后番紅O染色顯示軟骨下骨板明顯變薄，脛骨平臺中軟骨硫酸化糖胺聚糖(GAG)含量明顯減少，12周后軟骨細胞外基質(zhì)丟失嚴重。Pomonis等[24]分別采用50 μL木瓜蛋白酶(30 mg/mL)和50 μL IAA(60 mg/mL)對大鼠膝關(guān)節(jié)腔進行注射，比較兩者對大鼠后肢負重及關(guān)節(jié)退變影響的差異，結(jié)果發(fā)現(xiàn)注射木瓜蛋白酶后大鼠后肢負重明顯減輕，并可持續(xù)15 d，但28 d后X線檢查膝關(guān)節(jié)未見明顯異常，而注射IAA大鼠膝關(guān)節(jié)軟骨退變更為明顯，且后肢負重減輕持續(xù)時間更長，但木瓜蛋白酶誘導(dǎo)的大鼠OA模型關(guān)節(jié)軟骨的損傷程度在不同注射濃度及觀察時間下有所不同。

2.4完全弗氏佐劑

完全弗氏佐劑(CFA)是由抗原水溶液與油劑等量混合，再添加乳化劑制成油包水抗原乳劑，之后加入分枝桿菌制備而成，是目前常用的實驗動物免疫佐劑，主要用于誘導(dǎo)炎性及疼痛反應(yīng)。Koo等[25]將0.125 mL CFA對成年雄性SD大鼠膝關(guān)節(jié)腔進行注射，10 h后測量大鼠負重情況，結(jié)果顯示大鼠疼痛反應(yīng)明顯增強并持續(xù)14 d，膝關(guān)節(jié)軟骨形態(tài)學(xué)染色顯示軟骨血管翳形成,軟骨及軟骨下骨侵蝕。Yu等[26]利用關(guān)節(jié)腔注射CFA構(gòu)建大鼠OA模型，6周后觀察發(fā)現(xiàn)，大鼠膝關(guān)節(jié)腫脹明顯，酶聯(lián)免疫吸附試驗(ELISA)分析顯示其血清MMP-13及IL-1含量明顯增高，組織形態(tài)學(xué)檢查顯示軟骨中PG含量減少，透明軟骨層變薄，提示軟骨退變。

2.5重組人腫瘤壞死因子-α

重組人腫瘤壞死因子(rhTNF)-α是一種由單核-巨噬細胞及其他多類細胞合成、釋放，可引起全身系統(tǒng)性炎性反應(yīng)的多效炎性細胞因子。Malfait等[27]分別將不同劑量rhTNF-α(5、10 μg)注射至成年雄性Wistar大鼠膝關(guān)節(jié)腔，番紅O染色顯示隨著時間推移，關(guān)節(jié)軟骨中PG含量逐漸降低(0～16 h)，且股骨髁部優(yōu)先于脛骨平臺發(fā)生PG降解并在16 h達到高峰，24 h后PG含量逐漸升高，72 h升高最為明顯，且脛骨平臺中PG含量升高優(yōu)先于股骨髁部。

2.6IL-1β

IL-1β是一種重要的促炎介質(zhì)，當(dāng)組織受損后，其在炎癥部位濃度升高，同時可誘導(dǎo)其他促炎因子的釋放，維持及促進炎性反應(yīng)，引發(fā)炎性疼痛。Hu等[28]將10 ng IL-1β溶解至50 μL磷酸鹽緩沖液(PBS)中并將其注射至4周齡SD大鼠膝關(guān)節(jié)腔，72 h后進行軟骨組織學(xué)染色，結(jié)果發(fā)現(xiàn)軟骨細胞數(shù)量減少，中性粒細胞浸潤，番紅O染色程度降低。

2.7角叉菜膠

角叉菜膠是從海藻中提取的含硫酸多糖物質(zhì)，可引起多種炎性因子如緩激肽(BK)、前列腺素、5-羥色胺(HT)等的釋放，從而誘導(dǎo)熱痛覺過敏及炎性反應(yīng)，已用于構(gòu)建多種組織炎癥模型。Arun等[29]將40 μL角叉菜膠(20 mg/mL)注射至雄性SD大鼠膝關(guān)節(jié)腔，4、8 h后觀察發(fā)現(xiàn)大鼠膝關(guān)節(jié)直徑明顯增寬，但其活動度、后肢負重及關(guān)節(jié)靈活性明顯受限。

3　外科手術(shù)

外科手術(shù)干預(yù)主要通過破壞關(guān)節(jié)穩(wěn)定性、改變關(guān)節(jié)應(yīng)力及骨內(nèi)壓、促進炎性反應(yīng)等構(gòu)建大鼠OA模型，手術(shù)方式較多，其構(gòu)建的大鼠OA模型可重復(fù)性高，易快速獲得OA發(fā)病及進展，可良好地模擬人類創(chuàng)傷性O(shè)A的發(fā)病特點。但手術(shù)造模同時可引起關(guān)節(jié)外的其他損傷，導(dǎo)致關(guān)節(jié)外出血、創(chuàng)傷及炎性反應(yīng)，影響OA模型早期軟骨及滑膜的生化代謝。因此，手術(shù)造模方式不適用于檢測關(guān)節(jié)軟骨早期炎性介質(zhì)、觀察早期OA軟骨病理改變以及研究藥物對OA早期生化代謝的影響。

3.1單純內(nèi)側(cè)副韌帶或前交叉韌帶切斷及半月板切除術(shù)

單純內(nèi)側(cè)副韌帶、前交叉韌帶切斷及半月板切除術(shù)主要通過破壞膝關(guān)節(jié)穩(wěn)定性使軟骨發(fā)生退變來構(gòu)建大鼠OA模型。此3種手術(shù)造模方式導(dǎo)致的關(guān)節(jié)軟骨退變程度及特點不盡相同，其中半月板切除所致的軟骨損傷發(fā)生最早且程度最嚴重，易引起軟骨下骨病變及骨贅形成。Nielsen等[30]采用部分內(nèi)側(cè)半月板切除構(gòu)建大鼠OA模型，術(shù)后8周進行組織形態(tài)學(xué)檢查，結(jié)果顯示軟骨表面明顯侵蝕，有嗜酸性鈣化軟骨及軟骨下骨損傷表現(xiàn)，脛骨平臺未鈣化的軟骨層變薄，軟骨基質(zhì)丟失明顯且Ⅱ型膠原發(fā)生降解。Iijima等[31]采用內(nèi)側(cè)半月板切除構(gòu)建大鼠OA模型，術(shù)后第1、2、4周行膝關(guān)節(jié)微型CT檢查，結(jié)果顯示脛骨平臺中間區(qū)域出現(xiàn)軟骨下骨缺損，進一步檢測顯示關(guān)節(jié)軟骨MMP-13及血管內(nèi)皮生長因子(VEGF)表達明顯增高。Bagi等[32]采用微型CT檢查內(nèi)側(cè)半月板切除術(shù)后10周的大鼠膝關(guān)節(jié)，結(jié)果發(fā)現(xiàn)軟骨受損區(qū)域的軟骨下骨質(zhì)增厚，脛骨干骺端松質(zhì)骨丟失以及骨贅形成等病理表現(xiàn)。Tsai等[33]將大鼠前交叉韌帶切斷構(gòu)建OA模型，術(shù)后16周動態(tài)增強MRI檢查顯示，髕骨及股骨軟骨下骨髓灌注指數(shù)明顯增高，術(shù)后32周出現(xiàn)關(guān)節(jié)軟骨侵蝕。

Nwosu等[34]比較分別采用內(nèi)側(cè)半月板切除與IAA關(guān)節(jié)腔注射構(gòu)建的大鼠OA模型，結(jié)果顯示兩種造模方法均能導(dǎo)致軟骨結(jié)構(gòu)性改變，但采用IAA構(gòu)建的大鼠OA模型主要特征為內(nèi)外側(cè)脛股間室結(jié)構(gòu)改變，而采用內(nèi)側(cè)半月板切除構(gòu)建的大鼠OA模型主要特征為內(nèi)側(cè)脛股聯(lián)合處軟骨病變。Allen等[35]比較單純采用內(nèi)側(cè)副韌帶切斷與單純采用內(nèi)側(cè)半月板切除構(gòu)建的大鼠OA模型，術(shù)后9、16、23 d觸覺疼痛過敏反應(yīng)、步態(tài)檢查顯示，相比于內(nèi)側(cè)副韌帶切斷組，內(nèi)側(cè)半月板切除組患肢足收縮反射閥值更低，步態(tài)不協(xié)調(diào)更明顯，行走時地面垂直和推進反作用力更低，組織學(xué)觀察顯示內(nèi)側(cè)脛骨平臺軟骨損傷表現(xiàn)更嚴重，更符合OA發(fā)病的相關(guān)特征。Afara等[36]比較單純采用內(nèi)側(cè)半月板切除、前交叉韌帶切斷及IAA關(guān)節(jié)腔注射構(gòu)建的大鼠OA模型，8周后組織形態(tài)學(xué)結(jié)果顯示，前交叉韌帶切斷組大鼠軟骨退變最輕，其次是內(nèi)側(cè)半月板切除組，IAA關(guān)節(jié)腔注射組大鼠軟骨退變最嚴重，采用近紅外光譜學(xué)檢查進行改良Mankin評分，結(jié)果與組織形態(tài)學(xué)檢查一致。Mapp等[37]比較單純采用內(nèi)側(cè)半月板切除與IAA關(guān)節(jié)腔注射構(gòu)建的大鼠OA模型，術(shù)后14 d兩組均出現(xiàn)滑膜炎癥、軟骨退變及骨贅形成等，內(nèi)側(cè)半月板切除組大鼠滑膜炎癥及骨贅更嚴重，并出現(xiàn)步態(tài)不協(xié)調(diào)，而IAA關(guān)節(jié)腔注射組大鼠足觸覺疼痛過敏反應(yīng)更嚴重。

3.2前交叉韌帶及(或)內(nèi)側(cè)副韌帶切斷聯(lián)合內(nèi)側(cè)半月板切除術(shù)

前交叉韌帶及(或)內(nèi)側(cè)副韌帶切斷聯(lián)合內(nèi)側(cè)半月板切除造模的原理是破壞膝關(guān)節(jié)正常的力學(xué)軸線及膝關(guān)節(jié)穩(wěn)定性，從而增加關(guān)節(jié)軟骨面摩擦力，且內(nèi)側(cè)半月板緩沖作用缺失，關(guān)節(jié)軟骨的最大壓應(yīng)力承受平面由外側(cè)脛骨平臺向內(nèi)側(cè)脛骨平臺及股骨內(nèi)髁轉(zhuǎn)移，使關(guān)節(jié)軟骨局部承受的壓應(yīng)力相對增加，從而導(dǎo)致關(guān)節(jié)軟骨發(fā)生退變，類似于人類OA生物力學(xué)及形態(tài)學(xué)變化，該建模方法已被廣泛應(yīng)用。Ferland等[38]采用前交叉韌帶切斷聯(lián)合部分內(nèi)側(cè)半月板切除術(shù)破壞一組成年雄性SD大鼠膝關(guān)節(jié)穩(wěn)定性，4周后組織學(xué)觀察顯示軟骨PG含量及軟骨細胞數(shù)量輕度減少，在股骨外側(cè)髁發(fā)生不同程度的透明軟骨侵蝕，并伴有脛骨內(nèi)側(cè)平臺軟骨表面番紅O染色程度降低；另選一組大鼠采用IAA關(guān)節(jié)腔注射構(gòu)建OA模型，結(jié)果發(fā)現(xiàn)后者軟骨結(jié)構(gòu)破壞更嚴重，脛骨及股骨表面均發(fā)生透明軟骨侵蝕，并伴有軟骨下骨重塑及骨贅形成，且疼痛反應(yīng)更嚴重。Hamilton等[39]采用切斷前交叉韌帶及切除部分內(nèi)側(cè)半月板構(gòu)建大鼠OA模型，術(shù)后4周甲苯胺藍染色顯示關(guān)節(jié)軟骨退變及骨贅形成，患側(cè)肢體負重明顯降低，且垂直活動趨勢變小。Xie等[40]將SD大鼠膝關(guān)節(jié)前交叉韌帶切斷及內(nèi)側(cè)半月板切除，術(shù)后每日活動1 h，8周后X線檢查顯示大鼠膝關(guān)節(jié)骨贅形成，關(guān)節(jié)軟骨表面變薄及破壞，同時存在軟骨硬化及變形等表現(xiàn)，HE染色顯示軟骨表面不平整，并有不規(guī)則軟骨細胞聚集，免疫組化定量顯示軟骨MMP-3含量明顯增高。Kim等[41]采用切斷前交叉韌帶及內(nèi)側(cè)副韌帶、完整切除內(nèi)側(cè)半月板、不損傷關(guān)節(jié)軟骨面的方法構(gòu)建大鼠OA模型，術(shù)后大鼠在跑步器上進行每日20 min、每周5 d的功能鍛煉，術(shù)后6周組織學(xué)檢查顯示軟骨表面明顯變薄并侵蝕，PG含量明顯減少，TUNEL染色顯示軟骨細胞凋亡明顯增多。有研究[42-43]采用前交叉韌帶切斷聯(lián)合部分內(nèi)側(cè)半月板切除構(gòu)建大鼠OA模型，術(shù)后將大鼠置入跑步器中進行功能鍛煉，頻率為30 min/d，計算活動距離約為280 m/d，4周后組織學(xué)染色顯示關(guān)節(jié)軟骨面不平整及變薄。研究[44]表明，相比于內(nèi)側(cè)半月板完整切除，采用前交叉韌帶切斷聯(lián)合部分內(nèi)側(cè)半月板切除構(gòu)建的大鼠OA模型發(fā)生軟骨退變時間更晚，大多發(fā)生在術(shù)后4～12周，軟骨病變集中在脛骨內(nèi)側(cè)平臺外1/3處及股骨內(nèi)側(cè)髁，且易發(fā)生軟骨下骨硬化。

3.3跟腱離斷術(shù)

跟腱離斷術(shù)是通過改變負重關(guān)節(jié)生物力學(xué)的方式構(gòu)建大鼠OA模型，該方法克服了關(guān)節(jié)內(nèi)手術(shù)易發(fā)生創(chuàng)傷性滑膜炎對實驗的干擾，為觀察OA早期病理變化及篩選治療藥物提供了良好的OA模型，但造模周期長，易發(fā)生同側(cè)髖、踝關(guān)節(jié)OA病變，難以進行大鼠步態(tài)檢查。Ou等[45]將成年Wistar大鼠左側(cè)跟腱切除，導(dǎo)致同側(cè)膝關(guān)節(jié)軟骨壓應(yīng)力降低、膝關(guān)節(jié)不穩(wěn)定及異常關(guān)節(jié)負荷，術(shù)后3個月觀察發(fā)現(xiàn)其膝關(guān)節(jié)應(yīng)力集中區(qū)表面軟骨粗糙，雙側(cè)柱狀和嵌套的軟骨細胞增生，術(shù)后6個月其膝關(guān)節(jié)軟骨表面脫落，并伴有大量軟骨細胞增生，術(shù)后9個月其關(guān)節(jié)軟骨面破壞更為嚴重，軟骨細胞數(shù)量明顯減少，甲苯胺藍染色及免疫組化染色定量顯示PG含量明顯減少，Ⅰ、Ⅱ、Ⅲ型膠原含量均不同程度減少。

4　關(guān)節(jié)軟骨組織病理學(xué)評價標(biāo)準

關(guān)節(jié)軟骨組織病理學(xué)評分是動物OA模型結(jié)局評估的金標(biāo)準，理想的評價標(biāo)準應(yīng)囊括對整個關(guān)節(jié)組織的評估，包括軟骨組織及非軟骨組織，其中非軟骨組織(如滑膜、半月板、軟骨下骨、肌腱及韌帶等)在OA的發(fā)生、發(fā)展過程中與軟骨組織起到同樣重要作用。關(guān)節(jié)軟骨組織病理學(xué)評分應(yīng)具有簡單、科學(xué)、實用、穩(wěn)定、可擴展性及可比性高等特點。目前應(yīng)用較多的關(guān)節(jié)軟骨組織病理學(xué)評價方法主要包括改良Mankin評分系統(tǒng)及國際骨關(guān)節(jié)研究協(xié)會(OARSI)評分系統(tǒng)。改良Mankin評分系統(tǒng)主要從軟骨結(jié)構(gòu)、軟骨細胞特性、番紅O染色、潮線完整性等方面進行評估，已被較多學(xué)者應(yīng)用，但該評價標(biāo)準用于評估早期OA病理改變時有一定局限性，易受觀察者自身及觀察者之間差異影響，且不同研究之間的可比性差，限制了其廣泛應(yīng)用[44]。OARSI評分系統(tǒng)較改良Mankin評分系統(tǒng)更復(fù)雜，包涵了對關(guān)節(jié)軟骨基質(zhì)丟失寬度、整體軟骨退變寬度、軟骨侵蝕或破壞范圍、軟骨病變帶狀深比、生長板厚度及內(nèi)側(cè)關(guān)節(jié)囊修復(fù)厚度等方面定量，同時對軟骨變性、軟骨鈣化、軟骨下骨損傷、骨贅范圍及滑膜反應(yīng)等方面半定量，從膝關(guān)節(jié)額狀面、冠狀面及矢狀面中選出最嚴重的損傷平面進行評價，能更全面地反映關(guān)節(jié)軟骨病變程度，值得廣泛推廣應(yīng)用[46]。

5　結(jié)語

大鼠OA模型在一定程度上能模擬人類OA發(fā)病機制和病理過程，為更深入研究人類OA提供了良好實驗條件，但畢竟嚙齒類動物與人類之間存在差異，任何單一的大鼠OA模型都難以完美概括人類OA特性，但運用多種大鼠OA模型在一定范圍內(nèi)可彌補其不足。理想的造模標(biāo)準應(yīng)表現(xiàn)為允許足夠的時間建立輕中度關(guān)節(jié)軟骨退變、符合人類關(guān)節(jié)軟骨退變過程以及輕中度軟骨退變采取保守療法有效。關(guān)節(jié)腔藥物注射構(gòu)建OA模型具有造模時間短、造模穩(wěn)定、受其他因素影響小等優(yōu)點，尤其在誘導(dǎo)觸覺疼痛方面優(yōu)勢明顯，而手術(shù)造模方式更接近人類創(chuàng)傷性O(shè)A表現(xiàn)?？蒲泄ぷ髡咝韪鶕?jù)研究目的及倫理學(xué)要求等合理選擇造模方式，并采用標(biāo)準化評價方法，對模型的組織學(xué)、形態(tài)學(xué)、影像學(xué)等方面進行合理評估，最大限度地發(fā)揮動物OA模型價值，為人類OA的研究奠定良好基礎(chǔ)。

[1]Malfait AM. Osteoarthritis year in review 2015: biology[J]. Osteoarthritis Cartilage, 2016, 24(1):21-26.

[2]Varady NH, Grodzinsky AJ. Osteoarthritis year in review 2015: mechanics[J]. Osteoarthritis Cartilage, 2016, 24(1):27-35.

[3]Malfait AM, Little CB. On the predictive utility of animal models of osteoarthritis[J]. Arthritis Res Ther, 2015, 17:225.

[4]Bagi CM, Berryman E, Zakur DE, et al. Effect of antiresorptive and anabolic bone therapy on development of osteoarthritis in a posttraumatic rat model of OA[J]. Arthritis Res Ther, 2015, 17:315.

[5]McCoy AM. Animal models of osteoarthritis: comparisons and key considerations[J]. Vet Pathol, 2015, 52(5):803-818.

[6]Kumagai K, Suzuki S, Kanri Y, et al. Spontaneously developed osteoarthritis in the temporomandibular joint in STR/ort mice[J]. Biomed Rep, 2015, 3(4):453-456.

[7]Ando A, Hagiwara Y, Chimoto E，et al. Intra-articular injection of hyaluronan diminishes loss of chondrocytes in a rat immobilized-knee model[J]. Tohoku J Exp Med, 2008, 215(4):321-331.

[8]Gu QG, Li D, Wei B, et al. Effects of nicotine on a rat model of early stage osteoarthritis[J]. Int J Clin Exp Pathol, 2015, 8(4):3602-3612.

[9]Maerz T, Kurdziel MD, Davidson AA, et al. Biomechanical characterization of a model of noninvasive, traumatic anterior cruciate ligament injury in the rat[J]. Ann Biomed Eng, 2015, 43(10):2467-2476.

[10]de Souza RA, Xavier M, Mangueira NM, et al. Raman spectroscopy detection of molecular changes associated with two experimental models of osteoarthritis in rats[J]. Lasers Med Sci, 2014, 29(2):797-804.

[11]Lee YJ, Park JA, Yang SH, et al. Evaluation of osteoarthritis induced by treadmill-running exercise using the modified Mankin and the new OARSI assessment system[J]. Rheumatol Int, 2011, 31(12):1571-1576.

[12]Liu SC, Lee HP, Hung CY, et al. Berberine attenuates CCN2-induced IL-1β expression and prevents cartilage degradation in a rat model of osteoarthritis[J]. Toxicol Appl Pharmacol, 2015, 289(1):20-29.

[13]Adaes S, Ferreira-Gomes J, Mendonca M, et al. Injury of primary afferent neurons may contribute to osteoarthritis induced pain: an experimental study using the collagenase model in rats[J]. Osteoarthritis Cartilage, 2015, 23(6):914-924.

[14]Mangueira NM, Xavier M, de Souza RA, et al. Effect of low-level laser therapy in an experimental model of osteoarthritis in rats evaluated through Raman spectroscopy[J]. Photomed Laser Surg, 2015, 33(3):145-153.

[15]Chandran P, Pai M, Blomme EA, et al. Pharmacological modulation of movement-evoked pain in a rat model of osteoarthritis[J]. Eur J Pharmacol, 2009, 613(1-3):39-45.

[16]Bianchi E, Di Cesare Mannelli L, Menicacci C, et al. Prophylactic role of acetyl-l-carnitine on knee lesions and associated pain in a rat model of osteoarthritis[J]. Life Sci, 2014, 106(1-2):32-39.

[17]Mohan G, Perilli E, Parkinson IH, et al. Pre-emptive, early, and delayed alendronate treatment in a rat model of knee osteoarthritis: effect on subchondral trabecular bone microarchitecture and cartilage degradation of the tibia, bone/cartilage turnover, and joint discomfort[J]. Osteoarthritis Cartilage, 2013, 21(10):1595-1604.

[18]Boudenot A, Presle N, Uzbekov R, et al. Effect of interval-training exercise on subchondral bone in a chemically-induced osteoarthritis model[J]. Osteoarthritis Cartilage, 2014, 22(8):1176-1185.

[19]Naveen SV, Ahmad RE, Hui WJ, et al. Histology, glycosaminoglycan level and cartilage stiffness in monoiodoacetate-induced osteoarthritis: comparative analysis with anterior cruciate ligament transection in rat model and human osteoarthritis[J]. Int J Med Sci, 2013, 11(1):97-105.

[20]Malek N, Mrugala M, Makuch W, et al. A multi-target approach for pain treatment: dual inhibition of fatty acid amide hydrolase and TRPV1 in a rat model of osteoarthritis[J]. Pain, 2015, 156(5):890-903.

[21]Schuelert N, Johnson MP, Oskins JL, et al. Local application of the endocannabinoid hydrolysis inhibitor URB597 reduces nociception in spontaneous and chemically induced models of osteoarthritis[J]. Pain, 2011, 152(5):975-981.

[22]Thote T, Lin AS, Raji Y, et al. Localized 3D analysis of cartilage composition and morphology in small animal models of joint degeneration[J]. Osteoarthritis Cartilage, 2013, 21(8):1132-1141.

[23]Siebelt M, Waarsing JH, Groen HC, et al. Inhibited osteoclastic bone resorption through alendronate treatment in rats reduces severe osteoarthritis progression[J]. Bone, 2014, 66(9):163-170.

[24]Pomonis JD, Boulet JM, Gottshall SL, et al. Development and pharmacological characterization of a rat model of osteoarthritis pain[J]. Pain, 2005, 114(3):339-346.

[25]Koo ST, Lee CH, Choi H, et al. The effects of pressure on arthritic knees in a rat model of CFA-induced arthritis[J]. Pain Physician, 2013, 16(2):E95-E102.

[26]Yu H, Li Y, Ma L, et al. A low ratio of n-6/n-3 polyunsaturated fatty acids suppresses matrix metallo-proteinase 13 expression and reduces adjuvant-induced arthritis in rats[J]. Nutr Res, 2015, 35(12):1113-1121.

[27]Malfait AM, Tortorella M, Thompson J, et al. Intra-articular injection of tumor necrosis factor-alpha in the rat: an acute and reversible in vivo model of cartilage proteoglycan degradation[J]. Osteoarthritis Cartilage, 2009, 17(5):627-635.

[28]Hu PF, Chen WP, Tang JL, et al. Protective effects of berberine in an experimental rat osteoarthritis model[J]. Phytother Res, 2011, 25(6):878-885.

[29]Arun O, Canbay O, Celebi N, et al. The analgesic efficacy of intra-articular acetaminophen in an experimental model of carrageenan-induced arthritis[J]. Pain Res Manag, 2013, 18(5):e63-e67.

[30]Nielsen RH, Bay-Jensen AC, Byrjalsen I, et al. Oral salmon calcitonin reduces cartilage and bone pathology in an osteoarthritis rat model with increased subchondral bone turnover[J]. Osteoarthritis Cartilage, 2011, 19(4):466-473.

[31]Iijima H, Aoyama T, Ito A, et al. Destabilization of the medial meniscus leads to subchondral bone defects and site-specific cartilage degeneration in an experimental rat model[J]. Osteoarthritis Cartilage, 2014, 22(7):1036-1043.

[32]Bagi CM, Zakur DE, Berryman E, et al. Correlation between μCT imaging, histology and functional capacity of the osteoarthritic knee in the rat model of osteoarthritis[J]. J Transl Med, 2015, 13:276.

[33]Tsai PH, Lee HS, Siow TY, et al. Abnormal perfusion in patellofemoral subchondral bone marrow in the rat anterior cruciate ligament transection model of post-traumatic osteoarthritis: a dynamic contrast-enhanced magnetic resonance imaging study[J]. Osteoarthritis Cartilage, 2016, 24(1):129-133.

[34]Nwosu LN, Mapp PI, Chapman V, et al. Blocking the tropomyosin receptor kinase A (TrkA) receptor inhibits pain behaviour in two rat models of osteoarthritis[J]. Ann Rheum Dis, 2016, 75(6):1246-1254.

[35]Allen KD, Mata BA, Gabr MA, et al. Kinematic and dynamic gait compensations resulting from knee instability in a rat model of osteoarthritis[J]. Arthritis Res Ther, 2012, 14(2):R78.

[36]Afara I, Prasadam I, Crawford R, et al. Non-destructive evaluation of articular cartilage defects using near-infrared (NIR) spectroscopy in osteoarthritic rat models and its direct relation to Mankin score[J]. Osteoarthritis Cartilage, 2012, 20(11):1367-1373.

[37]Mapp PI, Sagar DR, Ashraf S, et al. Differences in structural and pain phenotypes in the sodium monoiodoacetate and meniscal transection models of osteoarthritis[J]. Osteoarthritis Cartilage, 2013, 21(9):1336-1345.

[38]Ferland CE, Laverty S, Beaudry F, et al. Gait analysis and pain response of two rodent models of osteoarthritis[J]. Pharmacol Biochem Behav, 2011, 97(3):603-610.

[39]Hamilton CB, Pest MA, Pitelka V，et al. Weight-bearing asymmetry and vertical activity differences in a rat model of post-traumatic knee osteoarthritis[J]. Osteoarthritis Cartilage, 2015, 23(7):1178-1185.

[40]Xie GP, Jiang N, Wang SN, et al. Eucommia ulmoides Oliv. bark aqueous extract inhibits osteoarthritis in a rat model of osteoarthritis[J]. J Ethnopharmacol, 2015, 162:148-154.

[41]Kim SJ, Kim JE, Kim SH, et al. Therapeutic effects of neuropeptide substance P coupled with self-assembled peptide nanofibers on the progression of osteoarthritis in a rat model[J]. Biomaterials, 2016, 74:119-130.

[42]Zhou Y, Liu SQ, Yu L, et al. Berberine prevents nitric oxide-induced rat chondrocyte apoptosis and cartilage degeneration in a rat osteoarthritis model via AMPK and p38 MAPK signaling[J]. Apoptosis, 2015, 20(9):1187-1199.

[43]Zhou Y, Liu SQ, Peng H, et al. In vivo anti-apoptosis activity of novel berberine-loaded chitosan nanoparticles effectively ameliorates osteoarthritis[J]. Int Immunopharmacol, 2015, 28(1):34-43.

[44]Gerwin N, Bendele AM, Glasson S, et al. The OARSI histopathology initiative-recommendations for histological assessments of osteoarthritis in the rat[J]. Osteoarthritis Cartilage, 2010, 18(Suppl 3):S24-S34.

[45]Ou YS, Tan C, An H, et al. The effects of NSAIDs on types Ⅰ,Ⅱ, andⅢcollagen metabolism in a rat osteoarthritis model[J]. Rheumatol Int, 2012, 32(8):2401-2405.

[46]Aigner T, Cook JL, Gerwin N, et al. Histopathology atlas of animal model systems-overview of guiding principles[J]. Osteoarthritis Cartilage, 2010, 18(Suppl 3):S2-S6.

(收稿：2016-03-18；修回：2016-06-19)

(本文編輯：李圓圓)

國家自然科學(xué)基金(81301056)

430060，武漢大學(xué)人民醫(yī)院骨科

劉世清E-mail： liusqrm@163.com

10.3969/j.issn.1673-7083.2016.05.009