周海霞,劉其友,鄭經(jīng)堂
(中國石油大學(xué)(華東)化學(xué)工程學(xué)院,山東 青島266580)
氮元素是海洋初級生產(chǎn)力的主要限制因素。海洋中氮元素的補(bǔ)充有三條途徑:(1)陸源輸入,氮營養(yǎng)鹽從土壤中被溶淋出,經(jīng)由河流、湖泊進(jìn)入海洋生態(tài)系統(tǒng)。這一過程主要影響河口地區(qū)和近海,增加水體等的富營養(yǎng)化;(2)空氣中的氮經(jīng)過閃電和宇宙射線輻射轉(zhuǎn)化為少量可溶性氨;(3)海洋微生物的固氮作用,即海洋微生物在固氮酶作用下將N2催化還原為。具有固氮作用的微生物不僅能夠通過固定N2來支持自身生長,還能通過細(xì)胞分泌等過程向環(huán)境釋放結(jié)合態(tài)氮,從而緩解周圍的氮限制[1]。在海洋環(huán)境中,微生物固氮作用經(jīng)過長期進(jìn)化給海洋環(huán)境提供了新的氮源,對于增加寡營養(yǎng)海域的新生產(chǎn)力具有重要生物學(xué)意義。
隨著人們對固氮微生物研究不斷深入,發(fā)現(xiàn)了越來越多的新的種類。從最初的只能檢測到個別微生物具備固氮能力,發(fā)展到利用乙炔還原法和同位素標(biāo)記[2]檢測許多微生物能夠進(jìn)行固氮,直至利用聚合酶鏈?zhǔn)椒磻?yīng)(Polymerase chain reaction,PCR)技術(shù)檢測固氮酶基因nifH或nifHmRNA,極大地拓展了人們對固氮微生物多樣性和固氮活性的認(rèn)識。目前已知的固氮微生物均屬于古菌域和細(xì)菌域[3],還沒有發(fā)現(xiàn)能進(jìn)行固氮的真核微生物。根據(jù)微生物的生理特點和生物種類,可將固氮微生物分為不同的生理類群和生物類群。
按照固氮菌和其它生物的生理關(guān)系,可將固氮微生物分為三種主要生理類型[4,5]:自生固氮菌、聯(lián)合固氮菌和共生固氮菌。固氮是厭氧過程,但某些微生物在固氮的同時仍然產(chǎn)生氧氣,按照微生物在固氮時是否有氧氣產(chǎn)生,還可將自生固氮菌分為好氧性自生固氮菌和厭氧性自生固氮菌。
自生固氮菌是能夠獨立生活并固氮的微生物。1961年,Dugdale等[6]進(jìn)行海洋Trichodesmium 固氮研究,通過示蹤證實了它具有固氮能力。后續(xù)研究表明Trichodesmium是海洋中重要的固氮微生物之一。
聯(lián)合固氮菌是能夠獨立生活的固氮微生物,通過定植于植物根系表面或附近土壤或侵入植物根部,依靠植物根系分泌物生長,同時提供固定的氮滿足植物生長需要,二者形成松散的共生關(guān)系。海草Zostera marina根系周圍的沉積物能夠刺激微生物固氮活性,再通過氮轉(zhuǎn)移獲得海草生長需要的氮源。固氮微生物和海草的生長之間是相互促進(jìn)的關(guān)系,研究表明多糖和藻酸鹽等能夠使沉積物固氮速率提高幾倍到上百倍[7,8]。
共生固氮菌是必須和另一種生物密切生活在一起才能進(jìn)行固氮的微生物,二者生存關(guān)系密切,單獨生活時不能進(jìn)行固氮。固氮菌通過固定氮獲得氨基酸和蛋白質(zhì),然后提供給共生生物,同時從共生生物那里獲得必需的碳源和能源[9]。能與固氮微生物共生的海洋生物有珊瑚、海綿、船蛆、硅藻等[10]。
Zehr等[3]在2003年將含有nifH 固氮基因的微生物進(jìn)行分類整理,得到10個門或者綱(Group),共67個屬,廣泛分布在原核微生物中。這說明固氮能力對微生物來說十分重要。Dos Santos等[11]用6種固氮酶基因編碼的產(chǎn)物NifHDK和NifENB搜索所有的微生物基因組序列,結(jié)果獲得13個細(xì)菌門和1個古菌門,共109個屬,149個種,其中82個種是已知的固氮微生物,67個種固氮能力未知。作者從GenBank中搜索含有nifH基因的微生物,共得到116個屬,比Zehr等[3]在2003年統(tǒng)計的固氮微生物種屬增加了近1倍,這說明10年間人們對固氮微生物的研究取得了前所未有的進(jìn)步。
PCR技術(shù)推動了微生物生態(tài)研究走向分子階段。該技術(shù)不依賴于活的微生物,更不需要檢驗微生物的功能活性。采用PCR技術(shù)發(fā)現(xiàn)了大量未知的不可培養(yǎng)微生物。對極端環(huán)境、海洋水體、深海沉積物以及甲烷水合物區(qū)的固氮基因nifH的研究,極大地豐富了人們的視野,加深了對固氮微生物和氮循環(huán)重要性的認(rèn)識,使人類對固氮微生物的了解從膚淺走向深入。
固氮酶橫跨古菌域和細(xì)菌域,分布極其廣泛,說明固氮功能在微生物中普遍存在,同時也說明這一功能的重要性。固氮基因廣泛存在但是進(jìn)化上卻具有保守性,為采用PCR技術(shù)擴(kuò)增固氮基因nifH、分析環(huán)境中大量存在的不可培養(yǎng)的固氮微生物奠定了基礎(chǔ)。隨著研究的深入,對NifH系統(tǒng)發(fā)育多樣性的認(rèn)識也逐步增加。2003年,Zehr等[3]通過構(gòu)建 NifH 和16S rRNA系統(tǒng)進(jìn)化樹對固氮基因和微生物種群進(jìn)行比較,認(rèn)為固氮基因和固氮微生物種類存在一定程度上的一致性,在系統(tǒng)發(fā)育樹上可以找出一一對應(yīng)關(guān)系。
早期的研究認(rèn)為,nifH基因基本上有4個Cluster,Cluster I基因主要來自α-變形菌綱、β-變形菌綱、γ-變形菌綱、藍(lán)細(xì)菌以及γ-變形菌綱的vnfH 基因;ClusterⅡ是產(chǎn)甲烷微生物的固氮酶和細(xì)菌anfH基因;ClusterⅢ是厭氧細(xì)菌的固氮酶基因,例如梭菌(G+C含量低,G+)、硫還原細(xì)菌(δ-變形菌綱);ClusterⅣ是各種來自古菌的固氮酶基因,和16SrDNA的分類有一定的相似性[3,12]。
2003年,Mehta等[12]用nifH 基因的一對擴(kuò)增引物:正向引物forward(5′-GGHAARGGHGGHATHGGNAARTC-3′,對應(yīng)10~17位氨基酸 GKGGIGKS,是鐵蛋白上ATP的結(jié)合位點)和反向引物reverse(5′-GGCATNGCRAANCCVCCRCANAC-3′,對應(yīng)132~139位氨基酸VCGGFAMP,包含4Fe-4S簇配位體上的半胱氨酸),從深海和熱液噴口獲得的77個NifH,系統(tǒng)發(fā)育關(guān)系顯示也分成4個簇。
2004年,Steward等[13]用兩對引物:CDHPnif53F(5′-TGAGACAGATAGCTATYTAYGGHAA-3′)和CDHPnif723R(5′-GATGTTCGCGCGGCACGAADTRNATSA-3′),以及nifH2(5′-TGYGAYCCNAARGCNGA-3′)和 nifH1(5′-ADNGCCATCATYTCNCC-3′),進(jìn)行巢氏PCR擴(kuò)增,獲得228條序列;以獲得的序列加上當(dāng)時GenBank中的219條序列,共447條序列,構(gòu)建系統(tǒng)發(fā)育樹,顯示出一支獨立于已知4個Cluster的深海簇(Deep branches)。
2009年,Dang等[14]用Mehta設(shè)計的固氮基因引物[12]對鄂霍次克海水合物區(qū)2個站位的沉積物樣品進(jìn)行擴(kuò)增,克隆出的nifH基因多樣性更加豐富,其中新分離出的ClusterⅤ是當(dāng)時該地區(qū)特有的固氮基因簇。
2013年,Dang等[15]還是用同一對固氮基因引物,對中國南海從幾百米到上千米深度不同的12個站位沉積物樣品進(jìn)行擴(kuò)增,獲得1110個不同的DNA序列,分別屬于α-變形菌綱、β-變形菌綱、γ-變形菌綱、δ-變形菌綱、厚壁菌門、綠菌綱、擬桿菌門、疣微菌門和廣古菌門,這些序列與已知序列的相似性為40.1%~100%。此次南海nifH擴(kuò)增分出了9個大的Class,體現(xiàn)了固氮微生物更高的多樣性[15]。
微生物通過固氮為海洋提供了大量的新氮。2002年,估算的全球海洋氮固定能力為100~200Tg N·a-1,即每年100×1012~200×1012g N[16]。這些清潔氮源對維持海洋初級生產(chǎn)力具有重要意義。分子生態(tài)學(xué)研究發(fā)現(xiàn),從表層海水到大洋深處沉積物,固氮微生物的類群分布具有一定規(guī)律,并不是雜亂隨機(jī)的。真光層上部表層水體中分布的是自由生活或內(nèi)共生的藍(lán)細(xì)菌門和γ-變形菌綱;靠近表層出現(xiàn)的多是α-、β-、γ-、δ-變形菌綱和綠菌門;海洋水體深處中存在的一般是α-、γ-變形菌綱以及古菌;海草和鹽沼生態(tài)系統(tǒng)中常為變形菌綱、厚壁菌門;沉積物中主要是變形菌綱,深海沉積物中還擴(kuò)增得到眾多古菌[17]。
目前已經(jīng)發(fā)現(xiàn)海底的冷泉、熱泉、火山口和水合物區(qū)都存在高密度的微生物。對這些地區(qū)固氮微生物的探索主要采用分子生物學(xué)方法。2005年開展的深海調(diào)查計劃 Leg 201of the Ocean Drilling Program at Site 1230,在鄰近水合物區(qū)的沉積物柱狀樣品中發(fā)現(xiàn)了由微生物群落支持的生態(tài)系統(tǒng),分離出了可能的固氮微生物Rhizobia和Vibrio diazotrophicus[18]。
Mehta等[12]用固氮基因引物擴(kuò)增位于太平洋東北部胡安德富卡洋中脊(Juan de Fuca Ridge)附近的Axial Volcano和Puffer兩個受火山活動影響的熱液噴口,得到約400bp長的固氮基因片段,從系統(tǒng)進(jìn)化關(guān)系分析得出主要的nifH克隆分布在ClusterⅡ、ClusterⅢ和ClusterⅣ三個簇。這表明深海熱液環(huán)境固氮基因具有多樣性,又因為其獨特的地理位置而具有特殊性。而所有來自深海樣品的nifH基因都與嗜熱的厭氧古菌Methanococcus thermolithotrophicus有77%~83%的一致性,表明深海熱液噴口nifH基因有兩個來源,一個是厭氧高溫海床,另一個是冷的富氧深水[12]。
對深海水合物環(huán)境中的固氮微生物研究,將海底的氮循環(huán)、碳循環(huán)以及硫循環(huán)緊密聯(lián)系在一起。水合物區(qū)的厭氧甲烷氧化古菌(Anaerobic methane oxidizing archaea,ANME)和硫還原細(xì)菌(Sulfate-reducing bacteria,SRB)之間廣泛存在合作共生關(guān)系[19]。甲烷氣體的溫室作用比CO2更強(qiáng),ANME和SRB的共生關(guān)系減少了甲烷氣體從海洋向大氣的釋放,也正由于這種共生關(guān)系使得ANME至今不能純培養(yǎng),只能采用分子手段研究其生理生化特點[19]。淺表水合物支撐深海環(huán)境中生物群落和生產(chǎn)力,這種生態(tài)系統(tǒng)對氮源有大量需求?;瘜W(xué)分析表明,硝酸鹽和亞硝酸鹽在深海熱液噴口處濃度僅為40μmol·L-1,在高于30℃的還原性水體中更加缺乏,而氨在深海和冷泉的濃度小于1μmol·L-1,海洋中最大的氮源是氮氣,在深海中濃度能達(dá)到0.59mmol·L-1[20]。微生物固氮能給碳源豐富、氮源缺乏的甲烷溢出環(huán)境提供氮源。深海Eel River Basin海盆固氮酶宏基因組研究發(fā)現(xiàn),主要的固氮酶來自Deltaproteobacteria和Methanosarcina,隨后直接標(biāo)記檢測證明ANME和SRB甲烷氧化共生體存在固氮能力,這一發(fā)現(xiàn)說明這兩類微生物對深海水合物區(qū)新氮的輸入具有重要作用,固氮是一個普遍現(xiàn)象,甲烷氧化聯(lián)合體(Methane-oxidizing consortia)可能直接參與了氮固定[19]。從甲烷溢出環(huán)境分離到的甲烷氧化古菌(GenBank:AB362194)基因上含有一個固氮酶操縱子,支持了甲烷氧化聯(lián)合體固氮假說[19]。目前的數(shù)據(jù)表明ANMEs被分成3種系統(tǒng)發(fā)育類型,其中 ANME-2、ANME-3與δ-變形菌綱的SRB微生物形成共生,ANME-1則單獨進(jìn)行甲烷氧化[21-25]。
Dang等[14]對鄂霍次克海水合物區(qū)沉積物固氮酶進(jìn)行PCR擴(kuò)增表明,這一地區(qū)有著獨特的nifH 基因,并且大部分的序列來自于沒有培養(yǎng)的和未知的細(xì)菌或古菌。用 PCoA(Principal coordinates analysis)分析熱液噴口、深海甲烷溢出環(huán)境和海水的固氮微生物群落結(jié)構(gòu)表明,表面海水、熱液噴口附近、水合物區(qū)的固氮微生物是3個差異很大的群落,進(jìn)一步表明環(huán)境特點強(qiáng)烈影響到固氮微生物的群落組成和結(jié)構(gòu)。
微生物固氮的同時吸收CO2,因此固氮影響著海洋碳的輸入輸出。了解海洋固氮微生物對定性和定量預(yù)測固氮對碳循環(huán)和全球碳變化的影響十分重要[26]。地表徑流以及大氣沉降[27,28]攜帶各種物質(zhì)進(jìn)入海洋,包括高濃度的無機(jī)氮和各種微量元素等,再加之近岸海水較淺、有利于光合作用等因素,使得靠近大陸的海洋微生物豐度和多樣性比深?;蚬褷I養(yǎng)海域都更加豐富。對近?;蛘叽箨戇吘壓5墓痰芯?,研究對象基本分為水體和沉積物,這是兩種完全不同的固氮生態(tài)環(huán)境。海水中的氮固定以固氮藍(lán)細(xì)菌為主導(dǎo)[27],特別是單細(xì)胞固氮藍(lán)細(xì)菌巨大固氮能力的發(fā)現(xiàn)[29,30],改變了以Trichodesmium為主研究海洋水體固氮的格局。
近海和河口地區(qū)一般被看作是由反硝化作用造成的氮凈損失區(qū)[31],營養(yǎng)鹽特別是銨鹽豐富,對固氮有抑制作用[32],因此有學(xué)者認(rèn)為這些地區(qū)固氮作用不是十分重要。但是在海草生長區(qū)、珊瑚礁、紅樹林等海域,甚至是這些生態(tài)區(qū)外的沉積物固氮研究顯示固氮作用是存在的[33],如果忽略這些確實存在的固氮作用,那么就很難正確研究近海的氮平衡問題。
紅樹林、珊瑚礁和海草床等是近岸海洋生態(tài)功能區(qū),也是固氮研究的熱門區(qū)域。紅樹林能起到防風(fēng)防浪的作用,是有重要防護(hù)作用的熱帶和亞熱帶海洋生態(tài)系統(tǒng)。我國沿岸的這些生態(tài)功能區(qū)基本處于不健康或者亞健康狀態(tài)[34]。Zhang等[35]對我國三亞地區(qū)紅樹林生態(tài)系統(tǒng)中的固氮微生物采用不依賴于培養(yǎng)的PCR-DGGE(Denaturing gradient gel electrophoresis)技術(shù)進(jìn)行研究,發(fā)現(xiàn)主要的固氮微生物類群為:Azotobacter、Desulfuromonas、Sphingomonas、Geobacter、Pseudomonas、Bradyrhizobium 和Derxia;CCA(Ca-nonical correspondence analysis)分析顯示有機(jī)碳和鉀是影響微生物群落分布的主要因素。Dias等[36]對巴西圣保羅州的兩個紅樹林生態(tài)區(qū)(其中一個受石油開采影響、另一個不受影響)進(jìn)行固氮基因nifH 的研究,發(fā)現(xiàn)這兩個地區(qū)的nifH的豐度相當(dāng),但是物種分布不同,與石油污染的影響有關(guān)。Vovides等[37]對位于墨西哥南下加利福尼亞州的紅樹林生態(tài)系統(tǒng)進(jìn)行調(diào)查,通過乙炔法測定保護(hù)區(qū)、重新種植區(qū)、自然生長區(qū)、遭受破壞區(qū)四種狀態(tài)下的紅樹林生態(tài)系統(tǒng)中的淤泥微生物固氮作用,發(fā)現(xiàn)未受破壞的三種紅樹林生態(tài)系統(tǒng)之間的固氮差異不顯著(39~47mg N·m-2·a-1),但與遭受破壞的紅樹林生態(tài)系統(tǒng)比較差異顯著,是遭受破壞的紅樹林生態(tài)系統(tǒng)固氮能力的7~8倍;遭受破壞的紅樹林泥樣中較高的鹽度和pH值可能影響了微生物固氮作用,微生物固氮功能起到了指示紅樹林健康狀況的作用。
一直以來人們總是從緩解海洋環(huán)境氮限制角度探討微生物固氮作用,偏重于寡營養(yǎng)和遠(yuǎn)洋海域的固氮作用研究。近年來隨著研究的深入,人們逐漸意識到固氮作用對近岸環(huán)境也具有重要的生態(tài)學(xué)意義,從新的視角開展了固氮研究。
沉積物質(zhì)量的改變必將影響棲居其中的微生物群落結(jié)構(gòu)、多樣性以及活性。例如紅樹林毀壞后,鹽度和pH值升高使微生物固氮活力下降,固氮微生物起到了指示紅樹林健康狀況的作用[37]。史氏甲烷短桿菌(Methanobrevibacter smithii)是廣泛生活在人腸道中的產(chǎn)甲烷廣古菌,環(huán)境再生長的可能性很低,擁有獨特的nifH 基因,2011年,Johnston等[38]用該古菌的nifH基因指示水體污染,論證了這一方法的可行性。這些研究都提到了固氮微生物的環(huán)境指示作用,為固氮微生物研究提供了新思路。
在人類活動影響氮循環(huán)之前,氮元素一直是生物生長的限制因素?;使I(yè)的出現(xiàn)和發(fā)展推動了農(nóng)業(yè)生產(chǎn)的發(fā)展,卻人為地加快了氮固定的速率,加速更多不可利用的無機(jī)氮轉(zhuǎn)化成生物可利用的氨,人類對空氣中氮的固定超過了地球自然固氮的總和[39]。過量使用化肥導(dǎo)致可溶解的氮營養(yǎng)鹽隨著雨水沖刷和陸地徑流最終進(jìn)入到海洋,必將打破原有的氮循環(huán)平衡狀態(tài)。接踵而來的是受全球氮循環(huán)改變引起的一系列危機(jī),例如:對海洋特別是近岸海域原有固氮作用和氮循環(huán)的相關(guān)微生物產(chǎn)生重要的影響,導(dǎo)致生物多樣性發(fā)生變化;外源營養(yǎng)鹽增多,導(dǎo)致生物固氮能力降低,同時對CO2的固定能力降低,最終使得氣候變暖;氮鹽輸入經(jīng)常引起水體富營養(yǎng)化,使得水質(zhì)變差,威脅水生生物生長甚至死亡,這些后果都將造成人類生存危機(jī)[40]。也使得近岸富營養(yǎng)化海域的固氮微生物生態(tài)研究呈現(xiàn)出新的意義。
固氮微生物和固氮基因在海洋環(huán)境中廣泛存在,種類豐富。近年來人們應(yīng)用新技術(shù)從多角度多方位對海洋固氮作用進(jìn)行研究,發(fā)現(xiàn)固氮基因分布和環(huán)境因子具有相關(guān)性,對環(huán)境具有一定的指示意義,但是相關(guān)研究仍然欠缺。對近岸海洋固氮作用的研究揭示了近海固氮存在的一些區(qū)別于傳統(tǒng)觀念的現(xiàn)象,使得人們重新認(rèn)識固氮微生物的生態(tài)作用,同時開辟了固氮基因分子生態(tài)學(xué)研究的新視角。
[1]Mulholland M R,Bronk D A,Capone D G.Dinitrogen fixation and release of ammonium and dissolved organic nitrogen by TrichodesmiumIMS101[J].Aquatic Microbial Ecology,2004,37(1):85-94.
[2]Tesdal J E,Galbraith E D,Kienast M.The marine sedimentary nitrogen isotope record[J].Biogeosciences Discussions,2012,9(3):4067-4097.
[3]Zehr J P,Jenkins B D,Short S M,et al.Nitrogenase gene diversity and microbial community structure:A cross-system comparison[J].Environmental Microbiology,2003,5(7):539-554.
[4]Shridhar B S.Review:Nitrogen fixing microorganisms[J].International Journal of Microbiological Research,2012,3(1):46-52.
[5]孫建光,徐晶,胡海燕,等.中國十三省市土壤中非共生固氮微生物菌種資源研究[J].植物營養(yǎng)與肥料學(xué)報,2009,15(6):1450-1465.
[6]Dugdale R C,Menzel D W,Rythe J H.Nitrogen fixation in the Sargasso Sea[J].Deep Sea Research,1961,7(4):297-300.
[7]Cohen R A,Walker K,Carpenter E J.Polysaccharide addition ef-fects on rhizosphere nitrogen fixation rates of the California cordgrass,Spartina foliosa[J].Wetlands,2009,29(3):1063-1069.
[8]Musat F,Harder J,Widdel F.Study of nitrogen fixation in microbial communities of oil-contaminated marine sediment microcosms[J].Environmental Microbiology,2006,8(10):1834-1843.
[9]Kneip C,Lockhart P,Voss C,et al.Nitrogen fixation in eukaryotes—New models for symbiosis[J].BMC Evolutionary Biology,2007,7(55):1-12.
[10]Fiore C L,Jarett J K,Olson N D,et al.Nitrogen fixation and nitrogen transformations in marine symbioses[J].Trends in Microbiology,Elsevier Ltd,2010,18(10):455-463.
[11]Dos Santos P C,F(xiàn)ang Z,Mason S W,et al.Distribution of nitrogen fixation and nitrogenase-like sequences amongst microbial genomes[J].BMC Genomics,2012,13:162-173.
[12]Mehta M P,Butterfield D A,Baross J A.Phylogenetic diversity of nitrogenase(nifH)genes in deep-sea and hydrothermal vent environments of the Juan de Fuca Ridge[J].Appl Environ Microbiol,2003,69(2):960-970.
[13]Steward G F,Jenkins B D,Ward B B,et al.Development and testing of a DNA macroarray to assess nitrogenase(nifH)gene diversity[J].Applied and Environmental Microbiology,2004,70(3):1455-1465.
[14]Dang H,Luan X,Zhao J,et al.Diverse and novel nifHand nifH-like gene sequences in the deep-sea methane seep sediments of the Okhotsk Sea[J].Applied and Environmental Microbiology,2009,75(7):2238-2245.
[15]Dang H,Yang J,Li J,et al.Environment-dependent distribution of the sediment nifH-h(huán)arboring microbiota in the Northern South China Sea[J].Applied and Environmental Microbiology,2013,79(1):121-132.
[16]Mohr W,Grosskopf T,Wallace D W R,et al.Methodological underestimation of oceanic nitrogen fixation rates[J].PloS One,2010,5(9):e12583.
[17]Carpenter E J,Capone D G.Nitrogen fixation in the marine environment[A].Capone D G,Bronk D A,Mulholland M R,et al.Nitrogen in the marine environment(2nd)[M].Elsevier,2008:141-184.
[18]Biddle J F,House C H,Brenchley J E.Enrichment and cultivation of microorganisms from sediment from the slope of the Peru Trench[J].Proc,Ocean Drill,Program Sci Results,2005,201:1-19.
[19]Pernthaler A,Dekas A E,Brown C T,et al.Diverse syntrophic partnerships from deep-sea methane vents revealed by direct cell capture and metagenomics[J].Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America,2008,105(19):7052-7057.
[20]Charlou J L,Donval J P,Douville E,et al.Compared geochemical signatures and the evolution of Menez Gwen (37°50′N)and Lucky Strike(37°17′N)hydrothermal fluids,south of the Azores Triple Junction on the Mid-Atlantic Ridge[J].Chemical Geology,2000,171(1):49-75.
[21]Miyazaki J,Higa R,Toki T,et al.Molecular characterization of potential nitrogen fixation by anaerobic methane-oxidizing archaea in the methane seep sediments at the number 8Kumano Knoll in the Kumano Basin,offshore of Japan[J].Applied and Environmental Microbiology,2009,75(22):7153-7162.
[22]Orphan V J,House C H,Hinrichs K-U,et al.Multiple archaeal groups mediate methane oxidation in anoxic cold seep sediments[J].Proceedings of the National Academy of Sciences of the U-nited States of America,2002,99(11):7663-7668.
[23]L sekann T,Knittel K,Nadalig T,et al.Diversity and abundance of aerobic and anaerobic methane oxidizers at the Haakon Mosby Mud Volcano,Barents Sea[J].Applied and Environmental Microbiology,2007,73(10):3348-3362.
[24]Knittel K,L sekann T,Boetius A,et al.Diversity and distribution of methanotrophic archaea at cold seeps[J].Applied and Environmental Microbiology,2005,71(1):467-479.
[25]Boetius A,Ravenschlag K,Schubert C J,et al.A marine microbial consortium apparently mediating anaerobic oxidation of methane[J].Nature,2000,407(6804):623-626.
[26]Mulholland M R.The fate of nitrogen fixed by diazotrophs in the ocean[J].Biogeosciences,2007,4(1):37-51.
[27]Langlois R J,Hummer D,LaRoche J.Abundances and distributions of the dominant nifHphylotypes in the Northern Atlantic Ocean[J].Applied and Environmental Microbiology,2008,74(6):1922-1931.
[28]Zhang Y,Yu Q,Ma W,et al.Atmospheric deposition of inorganic nitrogen to the eastern China seas and its implications to marine biogeochemistry[J].Journal of Geophysical Research,2010,115:1-10.
[29]Falco L I,Carpenter E J,Cipriano F,et al.N2Fixation by unicellular bacterioplankton from the Atlantic and Pacific Oceans:Phylogeny and in situ rates[J].2004,70(2):765-770.
[30]Fernandez C,F(xiàn)arías L,Ulloa O.Nitrogen fixation in denitrified marine waters[J].PloS One,2011,6(6):e20539.
[31]Hulth S,Aller R C,Canfield D E,et al.Nitrogen removal in marine environments:Recent findings and future research challenges[J].Marine Chemistry,2005,94(1-4):125-145.
[32]Yoch D C,Whiting G J.Evidence forswitch-off regulation of nitrogenase activity by bacteria in salt marsh sediments and roots of the grass Spartina alterniflora[J].Applied and Environmental Microbiology,1986,51(1):143-149.
[33]Bertics V J,Sohm J A,Treude T,et al.Burrowing deeper into benthic nitrogen cycling:The impact of bioturbation on nitrogen fixation coupled to sulfate reduction[J].Marine Ecology Progress Series,2010,409:1-15.
[34]2007年中國海洋環(huán)境質(zhì)量公報[R].北京:國家海洋局,2008.
[35]Zhang Y,Dong J,Yang Z,et al.Phylogenetic diversity of nitrogen-fixing bacteria in mangrove sediments assessed by PCR-denaturing gradient gel electrophoresis[J].Archives of Microbiology,2008,190(1):19-28.
[36]Dias A C F,Pereirae S M D C,Cotta S R,et al.Abundance and genetic diversity of nifHgene sequences in anthropogenically affected Brazilian mangrove sediments[J].Applied and Environmental Microbiology,2012,78(22):7960-7967.
[37]Vovides A G,Bashan Y,López-Portillo J A,et al.Nitrogen fixation in preserved,reforested,naturally regenerated and impaired mangroves as an indicator of functional restoration in mangroves in an arid region of Mexico[J].Restoration Ecology,2011,19(201):236-244.
[38]Johnston C,Ufnar J A,Griffith J F,et al.A real-time qPCR assay for the detection of the nifHgene of Methanobrevibacter smithii,apotential indicator of sewage pollution[J].Journal of Applied Microbiology,2010,109(6):1946-1956.
[39]Vitousek P M,Mooney H A,Lubchenco J,et al.Human domination of earth′s ecosystems[J].Science,1997,277(5325):494-499.
[40]Perspectives E H.Global nitrogen cycling out of control[J].Environmental Health Perspectives,2004,112(10):556-563.
[41]Bertics V J,L scher C R,Salonen I,et al.Occurrence of benthic microbial nitrogen fixation coupled to sulfate reduction in the seasonally hypoxic Eckernf rde Bay,Baltic Sea[J].Biogeosciences,2013,10(3):1243-1258.
[42]Holmes D E,O′Neil R A,Chavan M A,et al.Transcriptome of Geobacter uraniireducens growing in uranium-contaminated subsurface sediments[J].The ISME Journal,2009,3(2):216-230.