汪效松,雷惠新,張 旭,李智文,張志堅(jiān)
( 1.福建醫(yī)科大學(xué) 省立臨床醫(yī)學(xué)院 福建省立醫(yī)院 神經(jīng)內(nèi)科,福建 福州 350001;2.福建省神經(jīng)病學(xué)研究所,福建 福州 350005)
缺血/再灌注后神經(jīng)元存在著由ROS(活性氧)引起的氧化性DNA損傷,可繼發(fā)凋亡[1]。APE/Ref-1 蛋白是一種多功能蛋白,其內(nèi)所含的AP核酸內(nèi)切酶是ROS氧化性DNA損傷修復(fù)過(guò)程中的限速酶,具有堿基切除修復(fù)功能,可針對(duì)此損傷過(guò)程進(jìn)行基因修復(fù);此外,它又參與氧化還原反應(yīng)調(diào)控多種轉(zhuǎn)錄因子(AP-1、核因子κB等)的DNA結(jié)合活性,發(fā)揮轉(zhuǎn)錄因子的作用[2]。亞低溫是目前存在的對(duì)試驗(yàn)性腦缺血損害最有效的治療方法[3-4],但其機(jī)理仍有許多不明之處。本研究旨在建立大鼠短暫性全腦缺血模型,觀察亞低溫對(duì)缺血敏感的海馬區(qū)神經(jīng)元凋亡及APE/Ref-1蛋白表達(dá)的影響,試對(duì)亞低溫的腦保護(hù)機(jī)理作進(jìn)一步探索。
健康清潔級(jí)雄性SD大鼠56只(由上海西普爾—必凱實(shí)驗(yàn)動(dòng)物有限公司提供),體重300~350 g,隨機(jī)分為3組: (1)假手術(shù)組8只;(2)常溫缺血組:分缺血10 min后常溫下存活1、2、3 d 3組,每組8只,共24只;(3)亞低溫缺血組:分缺血10 min后亞低溫3 h,存活1、2、3 d 3組。每組8只,共24只。
動(dòng)物解剖學(xué)顯微鏡(型號(hào)SZ40,Olympus公司);光學(xué)顯微鏡(型號(hào)CH20-BIM,Olympus公司);BL-310生物機(jī)能實(shí)驗(yàn)系統(tǒng)(成都泰盟電子有限公司)。
原位細(xì)胞凋亡檢測(cè)試劑盒(德國(guó)寶靈曼公司);APE/Ref-1抗體(北京中山生物技術(shù)有限公司);SP試劑盒(福州邁新生物工程公司提供)。
采用Maier等[5]的肛溫監(jiān)控方法。先取6只SD大鼠,同時(shí)監(jiān)測(cè)大鼠腦溫、肛溫,求得腦溫與肛溫的相關(guān)方程,Y=0.946X+3.1334,其中,Y為腦溫(℃),X為肛溫(℃) (相關(guān)系數(shù)r=0.988,P<0.01)。以此方程校正大鼠的腦溫與肛溫的差別,從而確定后繼實(shí)驗(yàn)中亞低溫時(shí)相應(yīng)的肛溫。根據(jù)上述方法,進(jìn)行大鼠溫度控制。常溫缺血組: 保持肛溫35.8℃(相當(dāng)于腦溫37℃);亞低溫缺血組: 在缺血后立即采用噴灑酒精+電扇降溫,在10 min內(nèi)使肛溫降至31.57℃(相當(dāng)于腦溫33℃),并維持3 h,而后使其體溫回升至正常(肛溫35.8℃,腦溫37℃)。
采用“雙側(cè)頸總動(dòng)脈阻斷+低血壓法”建立大鼠短暫全腦缺血模型[6]。大鼠用戊巴比妥鈉(50 mg/kg)腹腔麻醉,分離雙側(cè)頸總動(dòng)脈及股動(dòng)靜脈,進(jìn)行股動(dòng)靜脈置管,股動(dòng)脈導(dǎo)管連接血壓換能器監(jiān)測(cè)血壓。手術(shù)組(包括常溫缺血組和亞低溫缺血組)自股靜脈導(dǎo)管抽血,使平均動(dòng)脈壓降至35 mmHg左右。動(dòng)脈夾夾閉雙側(cè)頸總動(dòng)脈10 min,維持平均動(dòng)脈壓在(35±2.5)mmHg。缺血完畢立即將血自股靜脈回輸。假手術(shù)組只行血管分離,不予夾閉與抽血。
將各時(shí)間組大鼠再次麻醉,行腦灌注固定,石蠟包埋,腦海馬冠狀面6~8 μm連續(xù)切片。
3組切片均用免疫組化SP法檢測(cè)海馬神經(jīng)元中APE/Ref-1的表達(dá)(DAB顯色)。用PBS代替一抗作陰性對(duì)照。3組切片均行TUNEL染色。用不含A液的TUNEL反應(yīng)液作陰性對(duì)照。常溫缺血2 d組的切片行APE/Ref-1蛋白免疫組化與TUNEL雙重染色,蘇木素復(fù)染。
光學(xué)顯微鏡下觀察的結(jié)果判斷標(biāo)準(zhǔn):細(xì)胞核中有棕黃色顆粒者為APE/Ref-1陽(yáng)性細(xì)胞;細(xì)胞核有紫黑色顆粒者為凋亡陽(yáng)性細(xì)胞;細(xì)胞核被復(fù)染成淺藍(lán)色為既非APE/Ref-1陽(yáng)性又非TUNEL陽(yáng)性的細(xì)胞。每張切片高倍鏡下(×400)均計(jì)數(shù)大鼠腦海馬雙側(cè)CA1區(qū)各5個(gè)視野,結(jié)果用均數(shù)±標(biāo)準(zhǔn)差表示。以假手術(shù)組APE/Ref-1免疫組化陽(yáng)性神經(jīng)元數(shù)作為海馬正常神經(jīng)元數(shù),各組陽(yáng)性神經(jīng)元數(shù)與之相比即為各組陽(yáng)性神經(jīng)元占正常的百分比。
假手術(shù)組大鼠海馬CA1區(qū)神經(jīng)元廣泛表達(dá)APE/Ref-1(圖1)。在常溫缺血后的1 d,海馬CA1區(qū)APE/Ref-1陽(yáng)性細(xì)胞開(kāi)始減少,2 d時(shí)減少明顯,3 d時(shí)僅余少許(圖2)。亞低溫缺血后的2 d,海馬CA1區(qū)APE/Ref-1陽(yáng)性細(xì)胞數(shù)目開(kāi)始減少,3 d時(shí),減少程度有所增加(圖3)。與常溫缺血組相比,亞低溫缺血組在各時(shí)間點(diǎn)上APE/Ref-1 陽(yáng)性細(xì)胞數(shù)目差異均有顯著性意義(表1)。
圖1 假手術(shù)組大鼠海馬CA1區(qū)APE/Ref-1蛋白在神經(jīng)元胞核中廣泛表達(dá)(SP ×400)
圖2 常溫缺血組(存活3 d)大鼠海馬CA1區(qū)APE/Ref-1蛋白表達(dá)明顯減少 (SP ×400)
假手術(shù)組和缺血后存活1 d 組未發(fā)現(xiàn)TUNEL染色陽(yáng)性神經(jīng)元, 缺血后存活2 d 及3 d 的常溫缺血組海馬CA1 區(qū)TUNEL陽(yáng)性神經(jīng)元較同時(shí)間亞低溫缺血組的陽(yáng)性神經(jīng)元數(shù)目增多(P<0.01)(圖4、5)。溫度不同時(shí)各時(shí)間點(diǎn)大鼠腦海馬CA1區(qū)陽(yáng)性神經(jīng)元數(shù)見(jiàn)表2。
圖3 亞低溫缺血組(存活3 d)海馬CA1區(qū)APE/Ref-1陽(yáng)性神經(jīng)元 (SP ×400)
表1 常溫組與亞低溫組大鼠海馬CA1區(qū)不同存活時(shí)間APE/Ref-1陽(yáng)性神經(jīng)元數(shù)比較
1)與亞低溫組比較,P<0.01
圖4 常溫缺血組(存活3 d)大鼠海馬CA1區(qū)大量TUNEL陽(yáng)性神經(jīng)元 (TUNEL染色 × 400)
缺血后2 d腦組織切片行APE/Ref-1蛋白免疫組化和TUNEL雙重染色可觀察到3種不同細(xì)胞:APE/Ref-1陽(yáng)性細(xì)胞、TUNEL陽(yáng)性細(xì)胞及既無(wú)APE/Ref-1陽(yáng)性又無(wú)TUNEL陽(yáng)性的細(xì)胞。未見(jiàn)TUNEL陽(yáng)性與APE/Ref-1陽(yáng)性同處于一個(gè)細(xì)胞中(圖6)。
圖5 亞低溫缺血組(存活3 d)海馬CA1區(qū)僅可見(jiàn)少許TUNEL染色陽(yáng)性的神經(jīng)元(TUNEL染色 × 400)
表2 常溫組與亞低溫組大鼠海馬CA1區(qū)不同存活時(shí)間TUNEL陽(yáng)性神經(jīng)元數(shù)比較
1)與亞低溫組比較,P<0.01
圖6 常溫缺血組(存活2 d)大鼠海馬CA1區(qū)APE/Ref-1蛋白免疫組化與TUNEL雙重染色 ×400
以上文得出的表1部分和表2部分中不同溫度下的APE/Ref-1陽(yáng)性細(xì)胞百分比與TUNEL陽(yáng)性細(xì)胞百分比值為依據(jù),作出不同溫度下短暫性全腦缺血后海馬CA1區(qū)APE/Ref-1陽(yáng)性細(xì)胞百分比與TUNEL陽(yáng)性細(xì)胞百分比隨時(shí)間變化圖,見(jiàn)圖7、8。
圖7 海馬CA1區(qū)常溫缺血后APE/Ref-1陽(yáng)性細(xì)胞與TUNEL陽(yáng)性細(xì)胞時(shí)間變化圖
圖8 海馬CA1區(qū)亞低溫缺血后APE/Ref-1陽(yáng)性細(xì)胞與TUNEL陽(yáng)性細(xì)胞時(shí)間變化圖
研究發(fā)現(xiàn),缺血性腦中風(fēng)發(fā)生早期,缺血中心區(qū)腦血流急劇下降,神經(jīng)細(xì)胞死亡以壞死為主;而缺血中心區(qū)周圍(缺血半暗帶)的神經(jīng)細(xì)胞仍然具有代謝活力,其后續(xù)的死亡以凋亡為主,其形態(tài)學(xué)表現(xiàn)為核固縮、胞膜發(fā)泡及凋亡小體的形成,DNA在寡核小體間裂解,在凝膠電泳時(shí)呈現(xiàn)明顯的“DNA Ladder”[7]。
APE/Ref-1蛋白被認(rèn)為是自身DNA修復(fù)機(jī)制中的關(guān)鍵成分,具有DNA堿基切除修復(fù)功能[8],在腦缺血時(shí),能修復(fù)損傷的神經(jīng)元DNA,防止凋亡的發(fā)生。APE/Ref-1蛋白減少,會(huì)使得部分DNA損傷后不能得到有效的修復(fù),導(dǎo)致細(xì)胞凋亡的發(fā)生。既往研究表明,APE/Ref-1蛋白表達(dá)下調(diào)的細(xì)胞,對(duì)誘發(fā)DNA損傷的各種因素敏感性增強(qiáng)[9]。
本研究顯示,10 min的短暫性全腦缺血/再灌注引致的神經(jīng)元死亡主要表現(xiàn)為對(duì)缺血敏感的海馬CA1區(qū)巨錐體細(xì)胞的遲發(fā)性死亡。這種遲發(fā)性神經(jīng)元死亡主要為凋亡,發(fā)生在缺血后的2~3 d,以3 d時(shí)明顯。正常情況下,APE/Ref-1蛋白在海馬神經(jīng)元細(xì)胞核中廣泛表達(dá)。缺血后1 d,已可觀察到海馬CA1區(qū)APE/Ref-1蛋白陽(yáng)性細(xì)胞開(kāi)始減少,2 d減少明顯,3 d僅存少許。從缺血時(shí)間與陽(yáng)性細(xì)胞百分比圖可以看出海馬CA1區(qū)APE/Ref-1蛋白的減少和TUNEL陽(yáng)性細(xì)胞增多明顯相關(guān)。APE/Ref-1蛋白的減少要早于TUNEL陽(yáng)性細(xì)胞數(shù)增多。缺血后2 d腦組織同一張片上APE/Ref-1蛋白免疫組化和TUNEL雙重染色可觀察到APE/Ref-1陽(yáng)性細(xì)胞、TUNEL陽(yáng)性細(xì)胞及既無(wú)APE/Ref-1陽(yáng)性又無(wú)TUNEL陽(yáng)性的細(xì)胞,未見(jiàn)TUNEL陽(yáng)性與APE/Ref-1陽(yáng)性同處于一個(gè)細(xì)胞中。這既說(shuō)明APE/Ref-1的減少要早于凋亡細(xì)胞的出現(xiàn),又提示失去APE/Ref-1陽(yáng)性的細(xì)胞轉(zhuǎn)變?yōu)門(mén)UNEL陽(yáng)性細(xì)胞。
亞低溫是目前缺血后腦損傷最有效的保護(hù)措施之一[3-4]。大量的研究表明,亞低溫起效的機(jī)制是多重性的,它能在多個(gè)水平上阻止腦梗死后缺血級(jí)聯(lián)反應(yīng)的發(fā)展,從而減少神經(jīng)元壞死和凋亡,抵抗腦缺血再灌注損傷,持久的保護(hù)神經(jīng)元形態(tài)和功能免受損害[10-11]。
本實(shí)驗(yàn)顯示,與常溫缺血組相比,實(shí)行亞低溫的大鼠海馬CA1區(qū)中APE/Ref-1 染色陽(yáng)性的神經(jīng)元數(shù)目在缺血后減少不明顯, 再結(jié)合TUNEL 染色結(jié)果,亞低溫同時(shí)也抑制神經(jīng)元的凋亡。而如上述,在腦缺血后APE/Ref-1的減少要早于凋亡細(xì)胞的出現(xiàn),且失去APE/Ref-1陽(yáng)性的細(xì)胞轉(zhuǎn)變?yōu)門(mén)UNEL陽(yáng)性細(xì)胞。因此,亞低溫可能通過(guò)對(duì)APE/Ref-1蛋白的保護(hù)而抑制神經(jīng)元的凋亡。
APE/Ref-1蛋白被認(rèn)為是自身DNA修復(fù)機(jī)制中的關(guān)鍵成分,因此,從本實(shí)驗(yàn)可以推測(cè)亞低溫可能對(duì)缺血后神經(jīng)元自身DNA修復(fù)機(jī)制有保護(hù)作用,且可能通過(guò)對(duì)此機(jī)制的保護(hù)而抑制神經(jīng)元的凋亡。
[1] Wang Y,Jiang YF,Huang QF,et al.Neuroprotective effects of salvianolic acid B against oxygen-glucose deprivation/reperfusion damage in primary rat cortical neurons[J]. Chin Med J (Engl),2010,123(24):3612-3619.
[2] Tell G, Damante G, Caldwell D, et al. The intracellular localization of APE1/Ref-1: more than a passive phenomenon?[J].Antioxid Redox Signal,2005,7(3-4): 367-384.
[3] Linares G,Mayer SA. Hypothermia for the treatment of ischemic and hemorrhagic stroke[J].Crit Care Med,2009,37(7 Suppl):S243-249.
[4] Hoesch RE,Geocadin RG.Therapeutic hypothermia for global and focal ischemic brain injury—a cool way to improve neurologic outcomes[J].Neurologist,2007,13(6):331-342.
[5] Maier CM, Ahern K, Cheng ML, et al. Optimal depth and duration of mild hypothermia in a focal model of transient cerebral ischemia:Effects on neurologic outcome, infarct size, apoptosis and inflammation[J]. Stroke, 1998, 29: 2171-2180.
[6] Chan PH, Kawase M, Murakami K, et al. Overexpression of SOD1 intransgenic rats protects vulnerable neurons against ischemia damage after global cerebral ischemia and reperfusion[J].J Neurosci,1998, 18:8292-8299.
[7]Mehta SL,Manhas N,Raghubir R.Molecular targets in cerebral ischemia for developing novel therapeutics[J].Brain Res Rev,2007,54(1):34-66.
[8] Hegde ML, Hazra TK, Mitra S.Early steps in the DNA base excision / single-strand interruption repair pathway in mammalian cells[J].Cell Res,2008,18(1):27-47.
[9] Walker LJ, Craig RB, Harris AL, et al.A role for the human DNA repair enzyme HAP1 in cellular protection against DNA damaging agents and hypoxic stress[J]. Nucleic Acids Res,1994,22(23):4884-4889.
[10]Florian B,Vintilescu R,Balseanu AT,et al.Long-term hypothermia reduces infarct volume in aged rats after focal ischemia[J].Neurosci Lett,2008,438(2):180-185.
[11] González-Ibarra FP, Varon J, López-Meza EG.Therapeutic hypothermia:critical review of the molecular mechanisms of action[J].Front Neurol,2011,2:4.